Linke Koronararterienligatur: Ein chirurgisches Mausmodell des Myokardinfarkts

Summary

Hier wird ein chirurgisches Verfahren zur permanenten Ligatur der linken Koronararterie bei Mäusen vorgestellt. Mit diesem Modell kann die Pathophysiologie und die damit verbundene Entzündungsreaktion nach Myokardinfarkt untersucht werden.

Abstract

Ischämische Herzkrankheit und anschließender Myokardinfarkt (MI) ist eine der häufigsten Todesursachen in den Vereinigten Staaten und auf der ganzen Welt. Um die pathophysiologischen Veränderungen nach einem Myokardinfarkt zu erforschen und zukünftige Behandlungen zu entwickeln, sind Forschungsmodelle von MI erforderlich. Die permanente Ligatur der linken Koronararterie (LCA) bei Mäusen ist ein beliebtes Modell zur Untersuchung der Herzfunktion und des ventrikulären Umbaus nach MI. Hier beschreiben wir ein weniger invasives, zuverlässiges und reproduzierbares chirurgisches Maus-MI-Modell durch permanente Ligatur der LCA. Unser chirurgisches Modell besteht aus einer leicht reversiblen Vollnarkose, einer endotrachealen Intubation, die keine Tracheotomie erfordert, und einer Thorakotomie. Elektrokardiographie und Troponinmessung sollten durchgeführt werden, um MI sicherzustellen. Echokardiographie am Tag 28 nach MI erkennt Herzfunktion und Herzinsuffizienzparameter. Der Grad der Herzfibrose kann durch Massons Trichromfärbung und Herz-MRT beurteilt werden. Dieses MI-Modell ist nützlich für die Untersuchung der pathophysiologischen und immunologischen Veränderungen nach MI.

Introduction

Herz-Kreislauf-Erkrankungen sind ein großes Problem für die öffentliche Gesundheit, das jedes Jahr 17,9 Millionen Menschenleben fordert, was 31 Prozent der weltweiten Sterblichkeit ausmacht¹. Die häufigste Form der kardiovaskulären Anomalie ist die koronare Herzkrankheit, und der Myokardinfarkt (MI) ist eine der Hauptmanifestationen der koronaren Herzkrankheit². MI wird in der Regel durch einen thrombotischen Verschluss einer Koronararterie aufgrund des Bruchs einer anfälligen Plaque^{verursacht 3}. Die daraus resultierende Ischämie verursacht tiefgreifende ionische und metabolische Veränderungen im betroffenen Myokard sowie eine rasche Abnahme der systolischen Funktion. MI führt zum Absterben von Kardiomyozyten, was zu ventrikulärer Dysfunktion und Herzinsuffizienz führen kann⁴.

Die Erforschung von MI bei Patienten ist aufgrund der Knappheit von Geweben, die von Patienten mit MI⁵ gewonnen werden, begrenzt. Daher sind murine Modelle von MI sowohl für die Untersuchung von Krankheitsmechanismen als auch für die Entwicklung potenzieller therapeutischer Ziele nützlich. Zu den derzeit verfügbaren Mausmodellen für MI gehören irreversible Ischämiemodelle (LCA und Ablationsmethoden) und Reperfusionsmodelle (Ischämie/Reperfusion, I/R)⁶. Die permanente Ligatur der linken Koronararterie (LCA) bei Mäusen ist die am häufigsten verwendete Methode und imitiert die Pathophysiologie und Immunologie von MI bei Patienten ^7,8,9. Permanenter MI kann auch durch Ablationsmethoden induziert werden, die elektrische Schäden oder Kryoverletzungen beinhalten. Ablationsverfahren sind in der Lage, einen Infarkt einheitlicher Größe an der genauen Stelle¹⁰ zu erzeugen. Andererseits können Narbenbildung, Infarktmorphologie und molekulare Signalmechanismen zwischen den Ablationsmethoden variieren^10,11. Die murine I/R-Methode ist ein weiteres wichtiges MI-Modell, da sie das klinische Szenario der Reperfusionstherapie^{darstellt 12}. Das I/R-Modell ist mit Herausforderungen wie einer variablen Infarktgröße, Schwierigkeiten bei der Unterscheidung von Reaktionen auf die Erstverletzung und Reperfusion⁶ verbunden.

Obwohl LCA-Ligaturmethoden weit verbreitet sind, sind sie mit niedrigen Überlebensraten und postoperativen Schmerzen verbunden¹³. Dieses Protokoll demonstriert das murine chirurgische MI-Modell der LCA-Ligatur, das die Vorbereitung und Intubation von Mäusen, die LCA-Ligatur, die postoperative Versorgung und die Validierung von MI umfasst. Anstatt eine invasive Tracheotomie¹⁴ zu verwenden, verwendet diese Methode eine endotracheale Intubation. Das Tier wird intubiert, indem der Oropharynx mit einem Laryngoskop beleuchtet wird, was den Eingriff einfacher, sicherer und weniger traumatisch macht¹⁵. Die Maus wird während des gesamten Eingriffs beatmet und unter Isofluran-Anästhesie gehalten. Darüber hinaus werden die Echokardiographie und die Masson-Trichrom-Färbung durchgeführt, um die Herzfunktion bzw. die Herzfibrose nach MI zu bewerten. Insgesamt bietet diese Methode ein zuverlässiges und reproduzierbares chirurgisches Mausmodell von MI, das zur Untersuchung der Pathophysiologie und Entzündung nach MI verwendet werden kann.

Protocol

Das vorliegende Studienprotokoll wurde vom Institutional Animal Care and Use Committee (IACUC) der University of Pittsburgh geprüft und genehmigt. Für diese Experimente wurden acht (schein n = 4 und MI n = 4) 1-jährige weibliche C57BL/6J-Mäuse mit einem Gewicht von 24-30 g verwendet. Ungefähr 100% und mindestens 80% der Mäuse überlebten in den ersten 24 Stunden bzw. 28 Tagen. 1. Vorbereitung und endotracheale Intubation der Mäuse Einen Perlensterilisator (sie…

Representative Results

Abbildung 1 zeigt die repräsentativen aktiven EKG- und Atmungssignale während der echokardiographischen Auswertung von Scheinmäusen (Abbildung 1A) und MI (Abbildung 1B). Die Überprüfung der aktiven EKG- und Atmungssignale ist wichtig, bevor die echokardiographischen Daten erfasst werden. Abbildung 2 zeigt die echokardiographische Messung von Herzfunktionsparametern nach 28 Tagen n…

Discussion

Das murine Modell von MI gewinnt in kardiovaskulären Forschungslabors an Popularität, und diese Studie beschreibt ein reproduzierbares und klinisch relevantes MI-Modell. Dieses Protokoll verbessert den LCA-Ligationsprozess in mehrfacher Hinsicht. Zunächst wird der Einsatz von injizierbaren präoperativen Anästhetika wie Xylazin/Ketamin oder Natrium-Pentobarbital^14,15 vermieden. Es wurde nur eine Isofluran-Anästhesie verwendet, die dazu beiträgt, die Überle…

Materials

22 G catheter needle	Exel INT	26741	Thoracentesis
24 G catheter needle	Exel INT	26746	Endotracheal intubation
4-0 nylon suture	Covetrus	29263	Suturing of muscles and skin
8-0 nylon suture	S&T	3192	Ligation of LAD
Anesthetic Vaporizers	Vet equip	VE-6047	Anesthetic support
Animal physiology monitor	Fujifilm	VEVO 3100	Monitor heart rate,respiration rate and body temperature
Betadine solution	PBS animal health	11205	Antispetic
Buprenorphine	Covetrus	55175	Analgesic
Disecting microscope	OMANO	OM2300S-V7	Binocular
Electric razor	Wahl	79300-1001M	Shaving
Electrode gel	Parker Laboratories	W60698L	Electrically conductive gel
Ethanol	Decon Laboratories	22-032-601	Disinfectant
Forceps	FST	11065-07	Stainless Steel
Gauze	Curity	CAR-6339-PK	Sterile
Heat lamp	Satco	S4998	Post surgery care
Heating pad	Kent scientific	Surgi-M	Temperature control
Hot Bead sterilizer	Germinator 500	11503	Sterilization of surgical instrument
Isoflurane	Covetrus	29405	Anesthesia
Masson’s trichrome staining kit	Thermoscientific	87019	Measurement of cardiac Fibrosis
Micro Needle Holder	FST	12500-12	Stainless Steel
Micro scissors	FST	15000-02	Stainless Steel
Ophthalmic ointment	Dechra	Puralube Vet	Sterile occular lubricant
Scanning Gel	Parker Laboratories	Aquasonic 100	Aqueous ultrasound transmission gel
Scissors	FST	14060-11	Stainless Steel
Small Animal Laryngoscope	Penn-Century	Model LS-2-M	Illuminating the oropharynx
Small animal ventilator	Harvard apparatus	557058	Ventilator support
Surgical light	Cole parmer	41723	Illuminator Width (in): 7
Vevo 3100 preclinical imaging platform	Fujifilm	VEVO 3100	Echocardiography
VevoLAB software	Fujifilm	VevoLAB 3.2.6	Echocardiography data analysis