Dette papir beskriver en ny musemodel for overgangen af pneumokokker fra en asymptomatisk kolonisator til et sygdomsfremkaldende patogen under virusinfektion. Denne model kan let tilpasses til at studere polymikrobielle og værtspatogeninteraktioner i de forskellige faser af sygdomsprogression og på tværs af forskellige værter.
Streptococcus pneumoniae (pneumokokker) er en asymptomatisk kolonisator af nasopharynx hos de fleste individer, men kan udvikle sig til et lunge- og systemisk patogen ved influenza A-virus (IAV) infektion. Fremskreden alder øger værtens modtagelighed for sekundær pneumokokpneumoni og er forbundet med forværrede sygdomsresultater. Værtsfaktorerne, der driver disse processer, er ikke veldefinerede, dels på grund af mangel på dyremodeller, der reproducerer overgangen fra asymptomatisk kolonisering til alvorlig klinisk sygdom.
Dette papir beskriver en ny musemodel, der genskaber overgangen af pneumokokker fra asymptomatisk transport til sygdom ved virusinfektion. I denne model podes mus først intranasalt med biofilmdyrkede pneumokokker for at etablere asymptomatisk vogn efterfulgt af IAV-infektion i både nasopharynx og lunger. Dette resulterer i bakteriel spredning til lungerne, lungebetændelse og tydelige tegn på sygdom, der kan udvikle sig til dødelighed. Graden af sygdom afhænger af bakteriestammen og værtsfaktorerne.
Det er vigtigt, at denne model reproducerer modtageligheden for aldring, fordi gamle mus sammenlignet med unge mus viser mere alvorlig klinisk sygdom og bukker under for sygdom oftere. Ved at adskille transport og sygdom i forskellige trin og give mulighed for at analysere de genetiske varianter af både patogenet og værten, tillader denne S. pneumoniae / IAV co-infektionsmodel detaljeret undersøgelse af interaktionerne mellem en vigtig pathobiont og værten i forskellige faser af sygdomsprogression. Denne model kan også tjene som et vigtigt redskab til at identificere potentielle terapeutiske mål mod sekundær pneumokokpneumoni hos modtagelige værter.
Streptococcus pneumoniae (pneumokokker) er grampositive bakterier, der asymptomatisk befinder sig i nasopharynx hos de fleste raske individer 1,2. Fremme af faktorer, der ikke er fuldstændigt defineret, kan pneumokokker overgå fra godartede kolonisatorer af nasopharynx til patogener, der spredes til andre organer, hvilket resulterer i alvorlige infektioner, herunder otitis media, lungebetændelse og bakteriæmi3. Præsentationen af pneumokoksygdom afhænger til dels af stammespecifikke forskelle, herunder serotypen, som er baseret på sammensætningen af kapselpolysaccharider. Der har været over 100 serotyper karakteriseret indtil videre, og nogle er forbundet med mere invasive infektioner 4,5. Flere andre faktorer øger risikoen for pneumokoksygdom. En sådan faktor er virusinfektion, hvor risikoen for pneumokokpneumoni øges 100 gange med IAV 6,7. Historisk set er S. pneumoniae en af de mest almindelige årsager til sekundær bakteriel lungebetændelse efter influenza og er forbundet med dårligere resultater8. En anden stor risikofaktor er fremskreden alder. Faktisk er S. pneumoniae den førende årsag til samfundserhvervet bakteriel lungebetændelse hos ældre personer over 65 år 9,10. Ældre personer tegner sig for størstedelen (>75%) af dødsfald på grund af lungebetændelse og influenza, hvilket indikerer, at de to risikofaktorer – aldring og IAV-infektion – synergistisk forværrer sygdomsmodtageligheden11,12,13,14. Imidlertid forbliver de mekanismer, hvormed virusinfektion beder om overgangen af pneumokokker fra asymptomatisk kolonisator til invasiv patogen, og hvordan dette formes af værtsfaktorer, dårligt defineret. Dette skyldes i høj grad fraværet af en lille dyremodel, der rekapitulerer overgangen fra asymptomatisk pneumokokkolonisering til kritisk klinisk sygdom.
Co-infektionsstudier er klassisk blevet modelleret i mus podet med pneumokokker direkte i lungerne 7 dage efter influenzainfektion15,16. Dette reproducerer modtageligheden for sekundær bakteriel lungebetændelse og er ideel til at studere, hvordan antivirale immunresponser forringer antibakterielle forsvar17. Imidlertid har longitudinelle undersøgelser hos mennesker vist, at pneumokoktransport i nasopharynx, hvor bakterierne kan danne asymptomatiske biofilm18, er ensartet forbundet med invasive sygdomme19,20. Bakterieisolater fra infektioner i mellemøret, lungen og blodet er genetisk identiske med dem, der findes i nasopharynx20. For at studere overgangen fra asymptomatisk transport til invasiv sygdom efter IAV-infektion blev der således etableret en model, hvor mus blev intranasalt administreret biofilmdyrket pneumokokker efterfulgt af IAV-infektion i nasopharynx21,22. Virusinfektion i de øvre luftveje førte til ændringer i værtsmiljøet, der førte til spredning af pneumokokker fra biofilm og deres spredning til de nedre luftveje21. Disse dispergerede bakterier havde opreguleret ekspression af virulensfaktorer, der var vigtige for infektion, og konverterede dem fra kolonisatorer til patogener21. Disse observationer fremhæver det komplekse samspil mellem virussen, værten og bakterierne og viser, at ændringerne i værten udløst af virusinfektion har en direkte indvirkning på pneumokokadfærden, hvilket igen ændrer forløbet af bakteriel infektion. Denne model undlader imidlertid at rekapitulere de alvorlige tegn på sygdom, der observeres hos mennesker, sandsynligvis fordi virussen er begrænset til næsehulen, og de systemiske virkninger af virusinfektion på værtsimmunitet og lungeskade ikke rekapituleres.
Vi har for nylig etableret en model, der inkorporerer det komplekse samspil mellem værten og patogenerne, men også i højere grad efterligner sygdommens sværhedsgrad observeret hos mennesker23. I denne model inficeres mus først intranasalt med biofilmdyrkede pneumokokker for at etablere asymptomatisk vogn efterfulgt af IAV-infektion i både nasopharynx og lunger. Dette resulterede i bakteriel spredning til lungerne, lungebetændelse og sygdom, der udviklede sig til dødelighed hos en brøkdel af unge mus23. Denne tidligere undersøgelse viste, at både viral og bakteriel infektion ændrede værtsforsvaret: viral infektion fremmede bakteriel spredning, og tidligere bakteriel kolonisering forringede værtens evne til at kontrollere pulmonale IAV-niveauer23. Undersøgelse af immunresponset afslørede, at IAV-infektion mindskede neutrofilers antibakterielle aktivitet, mens bakteriel kolonisering sløvede type I-interferonresponset, der var kritisk for antiviralt forsvar23. Det er vigtigt, at denne model gengav modtageligheden for aldring. Sammenlignet med unge mus viste gamle mus tegn på sygdom tidligere, viste mere alvorlig klinisk sygdom og bukkede oftere under for infektion23. Arbejdet præsenteret i dette manuskript viser, at sygdomsgraden også er afhængig af bakteriestammen, fordi invasive pneumokokstammer viser mere effektiv spredning ved IAV-infektion, viser mere åbenlyse tegn på lungebetændelse og resulterer i accelererede sygdomsfrekvenser sammenlignet med ikke-invasive stammer. Således tillader denne S. pneumoniae / IAV co-infektionsmodel detaljeret undersøgelse af både patogen- og værtsfaktorer og er velegnet til at studere immunresponser på polymikrobielle infektioner i de forskellige faser af sygdomsprogression.
De fleste af de eksisterende S. pneumoniae / IAV co-infektion eksperimentelle undersøgelser er afhængige af bakteriel levering i lungerne af mus, der er præinficeret med IAV. Disse modeller har hjulpet med at identificere ændringer i lungemiljøet og systemisk immunrespons, der gør værten modtagelig for sekundær bakteriel infektion 15,16,17,32,33,34,35,36,37. Disse modeller har imidlertid undladt at efterligne overgangen af S. pneumoniae fra en asymptomatisk kolonisator til et patogen, der kan forårsage alvorlige lunge- og systemiske infektioner. Desuden er disse modeller ikke egnede til at studere værtsfaktorer og værtspatogeninteraktioner i det øvre luftveje, der bidrager til modtagelighed for infektion. En tidligere model for bevægelse af pneumokokker fra nasopharynx til lungen efter IAV-infektion var afhængig af bakteriel infektion i nasopharynx efterfulgt af virusinfektion. Det kunne imidlertid ikke reproducere de alvorlige tegn på sygdom, der blev observeret hos humane patienter21. Den modificerede murininfektionsmodel, der er beskrevet her, rekapitulerer overgangen af S. pneumoniae fra asymptomatisk transport til et patogen, der forårsager alvorlig klinisk sygdom.
Et kritisk trin i denne model er at etablere S. pneumoniae infektion i nasopharynx. Streptococcus pneumoniae danner biofilm og koloniserer nasopharynx med forskellige virkningsgrader 21,38. For at etablere konsistent infektion kræves mindst 5 × 106 CFU af de biofilmdyrkede bakteriestammer, der hidtil er testet23. Det anbefales, at enhver ny bakteriestamme testes for stabil infektion i nasopharynx før virusinfektion. For viral co-infektion har tidligere undersøgelser vist, at intranasal infektion med IAV er nødvendig for spredning af bakterierne fra nasopharynx21,22,23. I disse tidligere undersøgelser blev 500 PFU IAV til intranasal levering anvendt, mens 200 PFU i denne undersøgelse var tilstrækkelige til at øge bakterietallet i nasopharynx. IAV-infektion er ikke begrænset til de øvre luftveje og kan sprede sig til lungerne39,40, hvilket er nøglen til at gøre lungemiljøet mere tilladeligt for bakteriel infektion15,16,41. Levering af IAV til lungerne kan opnås ved enten intranasal levering eller intratracheal installation af bedøvede mus. Tidligere arbejde med BALB / cByJ-mus viste, at intranasal levering resulterer i viral lungebetændelse21; podningens adgang til lungerne efter intranasal podning er dog mere begrænset hos C57BL/6-mus. I C57BL/6-mus kræves intratrakeal installation for konsekvent levering af virus23. I denne model fremskynder tidligere bakteriekolonisering præsentationen af sygdomssymptomer efter virusinfektion23. Da virusinfektion i sig selv kan forårsage sygdomssymptomer med potentiel variation i kinetik, anbefales det først at teste en række doser for enhver ny viral stamme, der testes, og vælge en dosis, der afslører accelereret kinetik hos co-inficerede værter.
Lungerne giver en anden kritisk aflæsning til sygdomsevaluering i denne model. Til vurdering af patogenbyrde og immuncelletilstrømning kan en lunge fra samme mus anvendes. Men da infektions- og betændelsessværhedsgraden kan variere mellem lapper, anbefales det ikke at tage forskellige lobes af samme lunge til de forskellige vurderinger. I stedet kan alle lapperne hakkes i små stykker, blandes godt sammen og derefter analyseres ligeligt for de forskellige vurderinger. Tilsvarende kan nasopharynx anvendes til tælling af bakteriel CFU eller viral PFU og immunrespons. Antallet af celler opnået fra vaske og væv er imidlertid for lavt til at udføre flowcytometri uden at samle prøverne fra mus inden for samme gruppe. Alternativt kan inflammation i nasopharynx vurderes histologisk23.
Et kritisk træk ved denne model er, at den rekapitulerer den kliniske sygdom, der ses hos patienter. Hos mennesker resulterer sekundær pneumokokpneumoni efter IAV-infektion ofte i tydelige tegn på sygdom, herunder hoste, dyspnø, feber og muskelsmerter, der kan føre til hospitalsindlæggelser, respirationssvigt og endda død 8,15,42,43. Denne model rekapitulerer de alvorlige tegn på klinisk sygdom, der observeres hos mennesker med hensyn til vejrtrækningsbesvær (afspejlet i vejrtrækningsscoren) og generel utilpashed (afspejlet i kropsholdning og bevægelsesscore), der vises af musene, samt død hos nogle af de raske unge kontroller. De forværrede sygdomssymptomer hos co-inficerede mus er sandsynligvis et resultat af både bakteriel spredning til lungerne og nedsat viral clearance hos mus med pneumokokvogn23. En begrænsning af modellen er, at forekomsten af klinisk sygdom og bakteriel spredning fra nasopharynx varierer mellem mus og påvirkes af bakteriestamme, værtsalder og genotype21,22,23. Afspejler dette, for invasive stammer, kan progressionen fra lokaliseret infektion (uden påviselig bakteriæmi) til døden forekomme inden for 24 timer. For en sand vurdering af systemisk spredning bør bakteriæmi derfor følges over kortere intervaller (hver 6-12 timer). På samme måde kan sygdomsscoren ændre sig hurtigt, især i de første 72 timer efter co-infektion. For nøje at spore sygdomssymptomerne anbefales det derfor at overvåge mus tre gange om dagen i dag 1-3 efter IAV-infektion.
Sammenfattende replikerer denne model bevægelsen af S. pneumoniae fra en asymptomatisk kolonisator af nasopharynx til et patogen, der er i stand til at forårsage lunge- og systemisk sygdom ved IAV-infektion. I denne model udløser IAV overgangen af S. pneumoniae via ændring af bakteriel adfærd i nasopharynx, øget bakteriel spredning til lungen og ændring af antibakteriel immunitet23. På samme måde sløver bakteriel transport de antivirale immunresponser og forringer IAV-clearance fra lungerne23. Dette gør denne model ideel til at analysere ændringer i immunresponser i enkelt- versus polymikrobielle infektioner. Derudover er sygdomsforløbet efter co-infektion delvist afhængigt af stammen af pneumokokker, der er til stede i nasopharynx. Derfor er modellen velegnet til at dissekere de bakterielle faktorer, der kræves for asymptomatisk kolonisering versus patogen overgang af S. pneumoniae. Endelig reproducerer denne model aldringens modtagelighed for co-infektioner, og selvom dette ikke blev testet her, kan den let bruges til at vurdere virkningen af værtsbaggrund på sygdomsforløbet. Afslutningsvis giver adskillelse af transport og sygdom i forskellige trin mulighed for at analysere de genetiske varianter af både patogenerne og værten, hvilket muliggør en detaljeret undersøgelse af interaktionerne mellem en vigtig pathobiont og værten i forskellige faser af sygdomsprogression. Fremadrettet kan denne model bruges til at skræddersy behandlingsmuligheder for sårbare værter.
The authors have nothing to disclose.
Vi vil gerne takke Nick Lenhard for den kritiske læsning og redigering af dette manuskript. Vi vil også gerne takke Andrew Camilli og Anthony Campagnari for bakteriestammerne og Bruce Davidson for virusstammerne. Dette arbejde blev støttet af National Institute of Health Grant (R21AG071268-01) til J.L. og National Institute of Health Grants (R21AI145370-01A1), (R01AG068568-01A1), (R21AG071268-01) til E.N.B.G.
4-Aminobenzoic acid | Fisher | AAA1267318 | Mix I stock |
96-well round bottom plates | Greiner Bio-One | 650101 | |
100 µm Filters | Fisher | 07-201-432 | |
Adenine | Fisher | AC147440250 | Mix I stock |
Avicel | Fisher | 501785325 | Microcyrstalline cellulose |
BD Cytofix Fixation Buffer | Fisher | BDB554655 | Fixation Buffer |
BD Fortessa | Flow cytometer | ||
BD Intramedic Polyethylene Tubing | Fisher | 427410 | Tubing for nasal lavage |
BD Disposable Syringes with Luer-Lok Tips (1 mL) | Fisher | 14-823-30 | |
BD Microtainer Capillary Blood Collector and BD Microgard Closure | Fisher | 02-675-185 | Blood collection tubes |
Beta-Nicotinamide adenine dinucleotide | Fisher | AAJ6233703 | Mix IV stock |
Biotin | Fisher | AC230090010 | Vitamin stock |
C57BL/6J mice | The Jackson Laboratory | #000644 | Mice used in this study |
Calcium Chloride Anhydrous | Fisher Chemical | C77-500 | Mix I stock |
CD103 BV 421 | BD Bioscience | BDB562771 | Clone: M290 DF 1:200 |
CD11b APC | Invitrogen | 50-112-9622 | Clone: M1/70, DF 1:300 |
CD11c PE | BD Bioscience | BDB565592 | Clone: N418 DF 1:200 |
CD3 AF 488 | BD Bioscience | OB153030 | Clone: 145-2C11 DF 1:200 |
CD4 V450 | BD Horizon | BDB560470 | Clone: RM4.5 DF 1:300 |
CD45 APC eF-780 | BD Bioscience | 50-112-9642 | Clone: 30-F11 DF 1:200 |
CD45 PE | Invitrogen | 50-103-70 | Clone: 30-F11 DF 1:200 |
CD8α BV 650 | BD Horizon | BDB563234 | Clone: 53-6.7 DF 1:200 |
Choline chloride | Fisher | AC110290500 | Final supplement to CDM |
Corning Disposable Vacuum Filter/Storage Systems | Fisher | 09-761-107 | Filter sterilzation apparatus |
Corning Tissue Culture Treated T-25 Flasks | Fisher | 10-126-9 | |
Corning Costar Clear Multiple Well Plates | Fisher | 07-201-590 | |
Corning DMEM With L-Glutamine and 4.5 g/L Glucose; Without Sodium Pyruvate | Fisher | MT10017CM | |
Cyanocobalamin | Fisher | AC405925000 | Mix I stock |
D39 | National Collection of Type Culture (NCTC) | NCTC 7466 | Streptococcus pneumoniae strain |
D-Alanine | Fisher | AAA1023114 | Mix I stock |
D-Calcium pantothenate | Fisher | AC243301000 | Vitamin stock |
Dextrose | Fisher Chemical | D16-500 | Starter stock |
Dnase | Worthington Biochemical | LS002147 | |
Eagles Minimum Essential Medium | ATCC | 30-2003 | |
EDTA | VWR | BDH4616-500G | |
EF3030 | Center for Disease Control and Prevention | Available via the isolate bank request | Streptococcus pneumoniae strain, request using strain name |
F480 PE Cy7 | BD Bioscience | 50-112-9713 | Clone: BMB DF 1:200 |
Falcon 50 mL Conical Centrifuge Tubes | Fisher | 14-432-22 | 50 mL round bottom tube |
Falcon Round-Bottom Polypropylene Test Tubes With Cap | Fisher | 14-959-11B | 15 mL round bottom tube |
Falcon Round-Bottom Polystyrene Test Tubes (5 mL) | Fisher | 14-959-5 | FACS tubes |
FBS | Thermofisher | 10437-028 | |
Ferric Nitrate Nonahydrate | Fisher | I110-100 | Mix III stock |
Fisherbrand Delicate Dissecting Scissors | Fisher | 08-951-5 | Instruments used for harvest |
Fisherbrand Disposable Inoculating Loops | Fisher | 22-363-602 | Inoculating loops |
Fisherbrand Dissecting Tissue Forceps | Fisher | 13-812-38 | Forceps for harvest |
Fisherbrand Premium Microcentrifuge Tubes: 1.5 mL | Fisher | 05-408-137 | Micocentrifuge tubes |
Fisherbrand Sterile Syringes for Single Use (10 mL) | Fisher | 14-955-459 | |
Folic Acid | Fisher | AC216630500 | Vitamin stock |
Gibco RPMI 1640 (ATCC) | Fisher | A1049101 | |
Gibco DPBS, no calcium, no magnesium | Fisher | 14190250 | |
Gibco HBSS, calcium, magnesium, no phenol red | Fisher | 14025134 | |
Gibco MEM (Temin's modification) (2x), no phenol red | Fisher | 11-935-046 | |
Gibco Penicillin-Streptomycin (10,000 U/mL) | Fisher | 15-140-122 | |
Gibco Trypan Blue Solution, 0.4% | Fisher | 15-250-061 | |
Gibco Trypsin-EDTA (0.25%), phenol red | Fisher | 25-200-056 | |
Glycerol (Certified ACS) | Fisher | G33-4 | |
Glycine | Fisher | AA3643530 | Amino acid stock |
Guanine | Fisher | AAA1202414 | Mix II stock |
Invitrogen UltraComp eBeads Compensation Beads | Fisher | 50-112-9040 | |
Iron (II) sulfate heptahydrate | Fisher | AAA1517836 | Mix III stock |
L-Alanine | Fisher | AAJ6027918 | Amino acid stock |
L-Arginine | Fisher | AAA1573814 | Amino acid stock |
L-Asparagine | Fisher | AAB2147322 | Amino acid stock |
L-Aspartic acid | Fisher | AAA1352022 | Amino acid stock |
L-Cysteine | Fisher | AAA1043518 | Amino acid stock |
L-Cysteine hydrochloride monohydrate | Fisher | AAA1038914 | Final supplement to CDM |
L-Cystine | Fisher | AAA1376218 | Amino acid stock |
L-Glutamic acid | Fisher | AC156211000 | Amino acid stock |
L-Glutamine | Fisher | O2956-100 | Amino acid stock |
L-Histidine | Fisher | AC166150250 | Amino acid stock |
LIFE TECHNOLOGIES LIVE/DEAD Fixable Blue Dead Cell Stain Kit, for UV excitation | Invitrogen | 50-112-1524 | Clone: N/A DF 1:500 |
L-Isoleucine | Fisher | AC166170250 | Amino acid stock |
L-Leucine | Fisher | BP385-100 | Amino acid stock |
L-Lysine | Fisher | AAJ6222514 | Amino acid stock |
L-Methionine | Fisher | AAA1031822 | Amino acid stock |
Low endotoxin BSA | Sigma Aldrich | A1470-10G | |
L-Phenylalanine | Fisher | AAA1323814 | Amino acid stock |
L-Proline | Fisher | AAA1019922 | Amino acid stock |
L-Serine | Fisher | AC132660250 | Amino acid stock |
L-Threonine | Fisher | AC138930250 | Amino acid stock |
L-Tryptophan | Fisher | AAA1023014 | Amino acid stock |
L-Valine | Fisher | AAA1272014 | Amino acid stock |
Ly6C BV 605 | BD Bioscience | BDB563011 | Clone: AL-21 DF 1:300 |
Ly6G AF 488 | Biolegend | NC1102120 | Clone: IA8, DF 1:300 |
Madin-Darby Canine Kidney (MDCK) cells | American Type Culture Collection (ATCC) | CCL-34 | MDCK cell line for PFU analuysis |
Magnesium Sulfate 7-Hydrate | Fisher | 60-019-68 | CDM starter stock |
Manganese Sulfate | Fisher | M113-500 | Mix I stock |
MilQ water | Ultra-pure water | ||
Mouse Fc Block | BD Bioscience | BDB553142 | Clone: 2.4G2 DF 1:100 |
MWI VETERINARY PURALUBE VET OINTMENT | Fisher | NC1886507 | Eye lubricant for infection |
NCI-H292 mucoepidermoid carcinoma cell line | ATCC | CRL-1848 | H292 lung epithelial cell line for biofilm growth |
Niacinamide | Fisher | 18-604-792 | Vitamin stock |
NK 1.1 AF 700 | BD Bioscience | 50-112-4692 | Clone: PK136 DF 1:200 |
Oxyrase For Broth 50Ml Bottle 1/Pk | Fisher | 50-200-5299 | To remove oxygen from liquid cultures |
Paraformaldehyde 4% in PBS | Thermoscientific | J19932-K2 | |
Pivetal Isoflurane | Patterson Veterinary | 07-893-8440 | Isoflurane for anesthesia during infection |
Potassium Phosphate Dibasic | Fisher Chemical | P288-500 | Starter stock |
Potassium Phosphate Monobasic | Fisher Chemical | P285-500 | Starter stock |
Pyridoxal hydrochloride | Fisher | AC352710250 | Vitamin stock |
Pyridoxamine dihydrochloride | Fisher | AAJ6267906 | Mix I stock |
Riboflavin | Fisher | AC132350250 | Vitamin stock |
Sodium Acetate | VWR | 0530-500G | Starter stock |
Sodium Azide | Fisher Bioreagents | BP922I-500 | For FACS buffer |
Sodium Bicarbonate | Fisher Chemical | S233-500 | Starter stock and final supplement to CDM |
Sodium Phosphate Dibasic | Fisher Chemical | S374-500 | Starter stock |
Sodium Phosphate Monobasic | Fisher Chemical | S369-500 | Starter stock |
TCR APC | BD Bioscience | 50-112-8889 | Clone: GL-3 DF 1:200 |
TCRβ APC-Cy7 | BD Pharmigen | BDB560656 | Clone: H57-597 DF 1:200 |
Thermo Scientific Blood Agar with Gentamicin | Fisher | R01227 | Blood agar plates with the antibiotic gentamicin |
Thermo Scientific Trypsin, TPCK Treated | Fisher | PI20233 | |
Thiamine hydrochloride | Fisher | AC148991000 | Vitamin stock |
TIGR4 | ATCC | BAA-334 | Streptococcus pneumoniae strain |
Uracil | Fisher | AC157300250 | Mix II stock |
Worthington Biochemical Corporation Collagenase, Type 2, 1 g | Fisher | NC9693955 |