Micro-engineering 3D collageen hydrogels met lange-afstand vezeluitlijning
Summary
Dit protocol demonstreert het gebruik van een microfluïdisch kanaal met veranderende geometrie langs de vloeistofstroomrichting om extensieve spanning (stretching) te genereren om vezels uit te lijnen in een 3D-collageenhydrogel (< 250 μm dik). De resulterende uitlijning strekt zich uit over enkele millimeters en wordt beïnvloed door de extensieve reksnelheid.
Abstract
Uitgelijnde collageen I (COL1) vezels begeleiden de motiliteit van tumorcellen, beïnvloeden de morfologie van endotheelcellen, controleren stamceldifferentiatie en zijn een kenmerk van hart- en bewegingsweefsels. Om de celrespons op uitgelijnde micro-omgevingen in vitro te bestuderen, zijn verschillende protocollen ontwikkeld om COL1-matrices te genereren met gedefinieerde vezeluitlijning, waaronder magnetische, mechanische, celgebaseerde en microfluïdische methoden. Hiervan bieden microfluïdische benaderingen geavanceerde mogelijkheden, zoals nauwkeurige controle over vloeistofstromen en de cellulaire micro-omgeving. De microfluïdische benaderingen om uitgelijnde COL1-matrices te genereren voor geavanceerde in vitro kweekplatforms zijn echter beperkt tot dunne “matten” (<40 μm in dikte) van COL1-vezels die zich uitstrekken over afstanden van minder dan 500 μm en niet bevorderlijk zijn voor 3D-celkweektoepassingen. Hier presenteren we een protocol om 3D COL1-matrices (130-250 μm dik) te fabriceren met millimeterschaalgebieden van gedefinieerde vezeluitlijning in een microfluïdisch apparaat. Dit platform biedt geavanceerde celkweekmogelijkheden om gestructureerde weefselmicro-omgevingen te modelleren door directe toegang te bieden tot de micro-engineered matrix voor celkweek.
Introduction
Cellen bevinden zich in een complex 3D-vezelig netwerk dat de extracellulaire matrix (ECM) wordt genoemd, waarvan het grootste deel bestaat uit het structurele eiwit collageen type I (COL1)1,2. De biofysische eigenschappen van de ECM geven aanwijzingen aan cellen en als reactie daarop hermodelleren cellen de ECM-microarchitectuur 3,4,5. Deze reciproke cel-matrix interacties kunnen aanleiding geven tot uitgelijnde COL1 vezeldomeinen6 die angiogenese en celinvasie in de tumoromgeving 7,8,9 bevorderen en de celmorfologie 10,11,12, polarisatie 13 en differentiatie 14 beïnvloeden. Uitgelijnde collageenvezels bevorderen ook wondgenezing 15, spelen een sleutelrol in weefselontwikkeling16 en dragen bij aan celcommunicatie op lange afstand17,18. Daarom is het repliceren van de inheemse COL1-vezelmicroarchitectuur in vitro een belangrijke stap in de richting van het ontwikkelen van gestructureerde modellen om celreacties op uitgelijnde micro-omgevingen te bestuderen.
Microfluïdische celkweeksystemen zijn vastgesteld als een voorkeurstechnologie om microfysiologische systemen (MPS) te ontwikkelen 19,20,21,22,23. Door gebruik te maken van gunstige schaaleffecten op microschaal, bieden deze systemen nauwkeurige controle over vloeistofstromen, ondersteunen ze de gecontroleerde introductie van mechanische krachten en definiëren ze de biochemische micro-omgeving binnen een microkanaal 21,24,25,26,27. MPS-platforms zijn gebruikt om weefselspecifieke micro-omgevingen te modelleren en multi-orgaaninteracties te bestuderen28. Tegelijkertijd zijn hydrogels op grote schaal onderzocht om de 3D-mechanica en biologische invloed van de ECM die in vivo worden waargenomen samen te vatten 29,30. Met een groeiende nadruk op het integreren van 3D-cultuur met microfluïdische platforms, kunnen tal van benaderingen COL1-hydrogels combineren in microfluïdische apparaten31,32,33. De methoden om COL1-hydrogels in microfluïdische kanalen uit te lijnen, zijn echter beperkt tot dunne 2D-“matten” (<40 μm dik) in kanalen <1 mm breed, met een beperkt potentieel om celresponsen te modelleren in uitgelijnde 3D-micro-omgevingen31,34,35,36.
Om uitgelijnde 3D COL1-hydrogels in een microfluïdisch systeem te bereiken, is aangetoond dat, wanneer een zelfassemblerende COL1-oplossing wordt blootgesteld aan lokale extensieve stromen (snelheidsverandering langs de stroomsgewijze richting), de resulterende COL1-hydrogels een mate van vezeluitlijning vertonen die recht evenredig is met de grootte van de extensieve reksnelheid die ze ervaren37, 38. Het microkanaalontwerp in dit protocol is op twee manieren uniek; ten eerste introduceert het gesegmenteerde ontwerp lokale extensieve spanning in de COL1-oplossing, en ten tweede stelt de “tweedelige” constructie de gebruiker in staat om COL1-vezels uit te lijnen en vervolgens het kanaal te demonteren om rechtstreeks toegang te krijgen tot de uitgelijnde vezels in een open formaat. Deze aanpak kan verder worden toegepast om modulaire microfluïdische platforms te ontwikkelen die microfysiologische systemen ontwikkelen met geordende COL1-matrices. Het volgende protocol beschrijft het proces van het fabriceren van gesegmenteerde microkanalen en beschrijft het gebruik van de kanalen om runderatelo COL1 uit te lijnen. Dit protocol biedt ook instructies voor het kweken van cellen op COL1 in een open putformaat en bespreekt het toevoegen van functionaliteit aan het platform met behulp van een modulaire, magnetische basislaag.
Protocol
Representative Results
Discussion
Protocollen voor het genereren van COL1-matrices met uitgelijnde vezels zijn beschreven met behulp van magnetische methoden, de directe toepassing van mechanische spanning en microfluïdische technieken47. Microfluïdische benaderingen worden vaak gebruikt om microfysiologische systemen te creëren vanwege hun goed gedefinieerde stroom- en transportkenmerken, die nauwkeurige controle over de biochemische micro-omgeving mogelijk maken. Aangezien uitgelijnde COL1-vezels belangrijke instructieve sign…
Disclosures
The authors have nothing to disclose.
Acknowledgements
Dit werk werd gedeeltelijk ondersteund door het National Institute of Health onder toekenningsnummer R21GM143658 en door de National Science Foundation onder subsidienummer 2150798. De inhoud is uitsluitend de verantwoordelijkheid van de auteurs en vertegenwoordigt niet noodzakelijkerwijs de officiële standpunten van de financieringsagentschappen.
Materials
| (3-Aminopropyl)triethoxysilane, 99% (APTES) | Sigma Aldrich | 440140-100ML | |
| 20 Gauge IT Series Angled Dispensing Tip | Jensen Global | JG-20-1.0-90 | |
| 3/16" dia. x 1/16" thick Nickel Plated Magnet | KJ Magnetics | D31 | |
| 3M (TC) 12X12-6-467MP | DigiKey | 3M9726-ND | |
| ACETONE ACS REAGENT ≥99.5% | Signa Aldrich | 179124-4L | |
| BD-20AC LABORATORY CORONA TREATER | Electro-Technic Products | 12051A | |
| Bovine Serum Albumin (BSA), Fraction V, 98%, Reagent Grade, Alfa Aesar | VWR | AAJ64100-09 | |
| Clear cast acrylic sheet | McMaster-Carr | 8560K181 | |
| Corning 100 mL Trypsin 10x, 2.5% Trypsin in HBSS [-] calcium, magnesium, phenol red, Porcine Parvovirus Tested | VWR | 45000-666 | |
| Countess II Automated Cell Counter | Thermo Fisher Scientific | AMQAX1000 | |
| CT-FIRE software | LOCI – University of Wisconsin | ||
| EGM-2 Endothelial Cell Growth Medium-2 BulletKit, (CC-3156 & CC-4176), Lonza CC-3162, 500 mL | Lonza | CC-3162 | |
| Glutaraldehyde 50% in aqueous solution, Reagent Grade, Packaging=HDPE Bottle, Size=100 mL | VWR | VWRV0875-100ML | |
| Graphtec CELITE-50 | Graphtec | CE LITE-50 | |
| HEPES (1 M) | Thermo Fisher Scientific | 15-630-080 | |
| High-Purity Silicone Rubber .010" Thick, 6" X 8" Sheet, 55A Durometer | McMaster-Carr | 87315K62 | |
| Human Umbilical Vein Endothelial cells | Thermo Fisher Scientific | C0035C | |
| Invitrogen Trypan Blue Stain (0.4%) | Thermo Fisher Scientific | T10282 | |
| Isopropanol | Fisher Scientific | A4154 | |
| Laser cutter | Full Spectrum | 20×12 H-series | |
| Microfluidics Syringe pump | New Era Syringe Pumps | NE-1002X | |
| Microman E Single Channel Pipettor, Gilson, Model M1000E | Gilson | FD10006 | |
| Molecular Probes Alexa Fluor 488 Phalloidin | Thermo Fisher Scientific | A12379 | |
| Molecular Probes Hoechst 33342, Trihydrochloride, Trihydrate | Thermo Fisher Scientific | H3570 | |
| Nutragen Bovine Atelo Collagen | Advanced BioMatrix | 5010-50ML | |
| Pbs (10x), pH 7.4 | VWR | 70011044.00 | |
| PBS pH 7.4 | Thermo Fisher Scientific | 10010049.00 | |
| Phosphate-buffered saline (PBS, 10x), with Triton X-100 | Alfa Aesar | J63521 | |
| Replacement carrier sheet for graphtec craft ROBO CC330L-20 | USCUTTER | GRPCARSHTN | |
| Restek Norm-Ject Plastic Syringe 1 mL Luer Slip | Restek | 22766.00 | |
| Silicon wafer | University wafer | 452 | |
| Sodium Hydroxide, ACS, Packaging=Poly Bottle, Size=500 g | VWR | BDH9292-500G | |
| Sylgard 184 | VWR | 102092-312 | |
| Thermo Scientific Pierce 20x PBS Tween 20 | Thermo Fisher Scientific | 28352.00 |
References
- Frantz, C., Stewart, K. M., Weaver, V. M. The extracellular matrix at a glance. Journal of Cell Science. 123 (24), 4195-4200 (2010).
- Bosman, F. T., Stamenkovic, I. Functional structure and composition of the extracellular matrix. The Journal of Pathology. 200 (4), 423-428 (2003).
- Cox, T. R., Erler, J. T. Remodeling and homeostasis of the extracellular matrix: Implications for fibrotic diseases and cancer. Disease Models & Mechanisms. 4 (2), 165-178 (2011).
- Cross, V. L., et al. Dense type I collagen matrices that support cellular remodeling and microfabrication for studies of tumor angiogenesis and vasculogenesis in vitro. Biomaterials. 31 (33), 8596-8607 (2010).
- Lu, P., Takai, K., Weaver, V. M., Werb, Z. Extracellular matrix degradation and remodeling in development and disease. Cold Spring Harbor Perspectives in Biology. 3 (12), 005058 (2011).
- Piotrowski-Daspit, A. S., Nerger, B. A., Wolf, A. E., Sundaresan, S., Nelson, C. M. Dynamics of tissue-induced alignment of fibrous extracellular matrix. Biophysical Journal. 113 (3), 702-713 (2017).
- Provenzano, P. P., et al. Collagen reorganization at the tumor-stromal interface facilitates local invasion. BMC Medicine. 4 (1), 38 (2006).
- Provenzano, P. P., et al. Collagen density promotes mammary tumor initiation and progression. BMC Medicine. 6 (1), 11 (2008).
- Szulczewski, J. M., et al. Directional cues in the tumor microenvironment due to cell contraction against aligned collagen fibers. Acta Biomaterialia. 129, 96-109 (2021).
- Aubin, H., et al. Directed 3D cell alignment and elongation in microengineered hydrogels. Biomaterials. 31 (27), 6941-6951 (2010).
- Gruschwitz, R., et al. Alignment and cell-matrix interactions of human corneal endothelial cells on nanostructured collagen type I matrices. Investigative Ophthalmology & Visual Science. 51 (12), 6303-6310 (2010).
- Wang, W. Y., et al. Extracellular matrix alignment dictates the organization of focal adhesions and directs uniaxial cell migration. APL Bioengineering. 2 (4), 046107 (2018).
- Wang, W. Y., Lin, D., Jarman, E. H., Polacheck, W. J., Baker, B. M. Functional angiogenesis requires microenvironmental cues balancing endothelial cell migration and proliferation. Lab on a Chip. 20 (6), 1153-1166 (2020).
- Lanfer, B. The growth and differentiation of mesenchymal stem and progenitor cells cultured on aligned collagen matrices. Biomaterials. 30 (30), 5950-5958 (2009).
- Brauer, E., et al. Collagen fibrils mechanically contribute to tissue contraction in an in vitro wound healing scenario. Advanced Science. 6 (9), 1801780 (2019).
- Ingber, D. E. From mechanobiology to developmentally inspired engineering. PhilosophicalTransactions of the Royal Society B: Biological Sciences. 373 (1759), 20170323 (2018).
- Wang, H., Abhilash, A. S., Chen, C. S., Wells, R. G., Shenoy, V. B. Long-range force transmission in fibrous matrices enabled by tension-driven alignment of fibers. Biophysical Journal. 107 (11), 2592-2603 (2014).
- Reinhart-King, C. A., Dembo, M., Hammer, D. A. Cell-cell mechanical communication through compliant substrates. Biophysical Journal. 95 (12), 6044-6051 (2008).
- Ahadian, S., et al. Organ-on-a-chip platforms: A convergence of advanced materials, cells, and microscale technologies. Advanced Healthcare Materials. 7 (2), 1700506 (2018).
- Hou, X., et al. Interplay between materials and microfluidics. Nature Reviews Materials. 2 (5), 17016 (2017).
- Abhyankar, V. V., et al. A platform for assessing chemotactic migration within a spatiotemporally defined 3D microenvironment. Lab on a Chip. 8 (9), 1507-1515 (2008).
- Abhyankar, V. V., Wu, M., Koh, C. Y., Hatch, A. V. A reversibly sealed, easy access, modular (SEAM) microfluidic architecture to establish in vitro tissue interfaces. PLoS One. 11 (5), 0156341 (2016).
- Williams, M. J., et al. A low-cost, rapidly integrated debubbler (RID) module for microfluidic cell culture applications. Micromachines. 10 (6), 360 (2019).
- Hsu, M. C., et al. A miniaturized 3D printed pressure regulator (µPR) for microfluidic cell culture applications. Scientific Reports. 12, 10769 (2022).
- Huh, D., Torisawa, Y. S., Hamilton, G. A., Kim, H. J., Ingber, D. E. Microengineered physiological biomimicry: organs-on-chips. Lab on a Chip. 12 (12), 2156-2164 (2012).
- Abhyankar, V. V., Lokuta, M. A., Huttenlocher, A., Beebe, D. J. Characterization of a membrane-based gradient generator for use in cell-signaling studies. Lab on a Chip. 6 (3), 389-393 (2006).
- Hasan, M. R., et al. One-step fabrication of flexible nanotextured PDMS as a substrate for selective cell capture. Biomedical Physics & Engineering Express. 4 (2), 025015 (2018).
- Meyvantsson, I., Beebe, D. J. Cell culture models in microfluidic systems. Annual Review of Physical Chemistry. 1, 423-449 (2008).
- Ma, Y., et al. Viscoelastic cell microenvironment: Hydrogel-based strategy for recapitulating dynamic ECM mechanics. Advanced Functional Materials. 31 (24), 2100848 (2021).
- Ma, Y., et al. 3D spatiotemporal mechanical microenvironment: A hydrogel-based platform for guiding stem cell fate. Advanced Materials. 30 (49), 1705911 (2018).
- Lee, P., Lin, R., Moon, J., Lee, L. P. Microfluidic alignment of collagen fibers for in vitro cell culture. Biomedical Microdevices. 8 (1), 35-41 (2006).
- Del Amo, C., Borau, C., Movilla, N., Asín, J., García-Aznar, J. M. Quantifying 3D chemotaxis in microfluidic-based chips with step gradients of collagen hydrogel concentrations. Integrative Biology. 9 (4), 339-349 (2017).
- Shi, N., et al. A 3D, magnetically actuated, aligned collagen fiber hydrogel platform recapitulates physical microenvironment of myoblasts for enhancing myogenesis. Small Methods. 5 (6), 2100276 (2021).
- Lanfer, B., et al. Aligned fibrillar collagen matrices obtained by shear flow deposition. Biomaterials. 29 (28), 3888-3895 (2008).
- Saeidi, N., Sander, E. A., Ruberti, J. W. Dynamic shear-influenced collagen self-assembly. Biomaterials. 30 (34), 6581-6592 (2009).
- Saeidi, N., Sander, E. A., Zareian, R., Ruberti, J. W. Production of highly aligned collagen lamellae by combining shear force and thin film confinement. Acta Biomaterialia. 7 (6), 2437-2447 (2011).
- Ahmed, A., et al. Microengineered 3D collagen gels with independently tunable fiber anisotropy and directionality. Advanced Materials Technologies. 6 (4), 2001186 (2021).
- Ahmed, A., et al. Local extensional flows promote long-range fiber alignment in 3D collagen hydrogels. Biofabrication. 14 (3), 035019 (2022).
- Mansouri, M., et al. The modular µSiM reconfigured: Integration of microfluidic capabilities to study in vitro barrier tissue models under flow. Advanced Healthcare Materials. , (2022).
- Paten, J. A., et al. Flow-induced crystallization of collagen: a potentially critical mechanism in early tissue formation. ACS Nano. 10 (5), 5027-5040 (2016).
- Liu, Y., Eliceiri, K. W. Quantifying fibrillar collagen organization with curvelet transform-based tools. Journal of Visualized Experiments. (165), e61931 (2020).
- Bredfeldt, J. S., et al. Automated quantification of aligned collagen for human breast carcinoma prognosis. Journal of Pathology Informatics. 5 (1), 28 (2014).
- Bredfeldt, J. S., et al. Computational segmentation of collagen fibers from second-harmonic generation images of breast cancer. Journal of Biomedical Optics. 19 (1), 016007 (2014).
- Carey, S. P., et al. Local extracellular matrix alignment directs cellular protrusion dynamics and migration through Rac1 and FAK. Integrative Biology. 8 (8), 821-835 (2016).
- Carey, S. P., Kraning-Rush, C. M., Williams, R. M., Reinhart-King, C. A. Biophysical control of invasive tumor cell behavior by extracellular matrix microarchitecture. Biomaterials. 33 (16), 4157-4165 (2012).
- Ahmed, A., et al. Engineering fiber anisotropy within natural collagen hydrogels. AmericanJournal of Physiology-Cell Physiology. 320 (6), 1112-1124 (2021).
- Mohammadi, H., Janmey, P. A., McCulloch, C. A. Lateral boundary mechanosensing by adherent cells in a collagen gel system. Biomaterials. 35 (4), 1138-1149 (2014).
