Summary

성인 Xenopus tropicalis 심장의 정점 절제 모델

Published: November 18, 2022
doi:

Summary

Xenopus tropicalis 는 많은 기관이 놀라운 재생 능력을 가지고 있기 때문에 재생 연구에 이상적인 모델입니다. 여기에서는 정점 절제술을 통해 X. tropicalis 에서 심장 손상 모델을 구성하는 방법을 제시합니다.

Abstract

성인 포유류에서 심장은 재생 능력을 상실하여 심부전이 전 세계적으로 주요 사망 원인 중 하나가 된 것으로 알려져 있습니다. 이전 연구에서는 이배체 게놈과 포유류와 밀접한 진화 관계를 가진 아누란 양서류인 성인 Xenopus tropicalis의 심장 재생 능력을 입증했습니다. 또한 연구에 따르면 심실 정점 절제술 후 심장은 흉터 없이 재생될 수 있습니다. 결과적으로, 이러한 이전 결과는 X. tropicalis 가 성인 심장 재생 연구를 위한 적절한 대체 척추동물 모델임을 시사합니다. 성인 X. tropicalis 에서의 심장 재생의 외과적 모델이 본원에 제시된다. 간단히 말해서, 개구리는 마취되고 고정되었습니다. 그런 다음 홍채 절제술 가위로 작은 절개를 만들어 피부와 심낭을 관통했습니다. 심실에 부드러운 압력을 가한 다음 심실의 정점을 가위로 잘라냈습니다. 심장 손상 및 재생은 절제술 후 7-30일(DPR)에 조직학에 의해 확인되었습니다. 이 프로토콜은 성인 X. tropicalis 에서 정점 절제 모델을 확립했으며, 이는 성인 심장 재생의 메커니즘을 설명하는 데 사용할 수 있습니다.

Introduction

심부전은 최근 몇 년 동안 전 세계적으로 사망의 주요 원인이었습니다. 2000 년 이후 심부전으로 인한 사망자 수는 시간이 지남에 따라 증가하고 있습니다. 2019년에 900만 명 이상이 심근병증으로 사망했으며, 이는 전 세계 총 사망자 수의 16%를 차지했습니다1. 성인 포유류에서 심장의 재생 능력 상실로 인해 경우에 따라 심장의 수축 기능을 유지하기에 충분한 심근 세포가 없어 심장 기능에 영향을 미치고 비정상적인 심실 리모델링 및 심부전을 유발합니다 2,3,4. 실제로 포유류에서 심장은 간, 폐, 내장, 방광, 뼈 및 피부와 같은 다른 기관에 비해 재생 능력이 가장 낮습니다. 세계 인구의 고령화가 세계적인 메가트렌드가 되면서 우리가 직면한 심장병 문제는 더욱 심화될 것입니다5.

심장 재생의 메커니즘을 설명하는 것은 허혈성 심장 질환 치료에 중요한 영향을 미칠 수 있습니다. 보고서에 따르면 신생아 생쥐의 심장은 정점 절제술 후 재생 능력이 있습니다6. 그럼에도 불구하고 이 재생 능력은 7세가 지나면 사라집니다7. 연구에 따르면 성인 포유류의 심장은 심근 세포 증식 능력이 감소했기 때문에 재생할 수 없습니다 8,9. 그러나 하부 척추 동물의 심장은 부상 후 강력한 재생 능력을 가지고 있습니다. 예를 들어, 제브라피쉬 10, X. 트로피칼리스 11, 제노푸스 레비스12, 뉴트 13, 액솔로틀 14는 정점 절제 후 완전한 재생이 가능합니다. 또한, 일부 하등 척추동물의 몸의 다른 부분도 영원의 팔다리와 열대 발톱 개구리의 꼬리, 렌즈 및 팔과 같이 완전한 재생을 겪을 수 있습니다 4,15,16.

심장 손상 모델을 확립하는 것은 심장 재생의 기본 메커니즘을 설명하는 첫 번째 단계이며 재생 연구에서 큰 의미가 있습니다. 연구자들은 칼에 찔리기, contusing, 유전자 절제, 냉동 손상 및 경색을 포함하여 심장 손상 모델을 구축하기 위한 다양한 방법을 개발했습니다 5,6.

냉동손상, 심근경색증(myocardial infarction, MI) 및 정점 절제술(apex resectiontion)은 심장 손상을 유발하는 데 널리 사용되며, 이러한 유형의 손상은 다음과 같은 심근세포 재생에 상당한 영향을 미칠 수 있다6. 수술 기술에 따라 재생에 대한 심장의 반응이 다를 수 있습니다. 냉동 손상은 대규모 세포 사멸을 일으키고 제브라피쉬17의 심장에 섬유성 흉터를 생성하여 포유류 경색과 유사한 모델을 만듭니다. 정점 절제술은 영구적인 흉터를 남기지 않고 제브라피쉬10X. tropicalis11에서 수행된 심실 조직의 일부를 절단하여 수행됩니다. 이 연구는 치근단 절제술을 수행했는데, 이는 수술이 간단하고 냉동 손상보다 수술 도구가 덜 필요합니다. 혈통 추적 분석을 사용하여, 이전 연구에서는 심장 재생이 생쥐6 와 제브라피쉬18의 심장에 존재하는 심근 세포의 증식과 관련이 있음을 입증했지만, 양서류에 대한 보고는 존재하지 않는다. 따라서 X. tropicalis 의 정점 절제 모델은 재생 반응의 기본 메커니즘을 설명하는 데 중요한 역할을 합니다.

Protocol

X. tropicalis와 관련된 모든 실험 프로토콜은 Jinan University Animal Care Committee의 승인을 받았습니다. 1. 수술 수술 전 준비: X. tropicalis의 심장에 정점 절제술을 위해 안과용 가위, 안과용 겸자, 바늘 집게, 흡수성 볼, 여과지 및 수술용 봉합사/바늘을 준비하십시오. 자세한 내용은 재료 표를 참조하십시오. 사용하기 전에 모든 수술 …

Representative Results

하트는 0 dpr, 7 dpr, 14 dpr 및 30 dpr에서 수집되었습니다. 형태학적 분석 결과 심장 손상으로 인한 혈전이 30dpr에서 사라진 것으로 나타났습니다(그림 2). 동시에, 절제술 그룹에서 30 dpr에서 심장의 모습은 가짜 수술 그룹의 심장과 비슷했습니다. 뚜렷한 상처는 없었다(그림 2). 정점 절제 후, 혈전이 형성되어 H & E (그림 3) 및 Masson 삼색 …

Discussion

심장 정점의 외과적 절단을 포함하는 정점 절제술은 제브라피쉬와 생쥐 6,18; 그러나 이것은 X. tropicalis에 설명되어 있지 않습니다. 이 보고서는 심장 손상의 신뢰할 수 있는 모델을 설명하고 성인 X. tropicalis의 심장이 정점 절제 후 흉터 없이 완전히 재생될 수 있음을 보여줍니다. 그러나 몇 가지 단점을 개선해야하며 특정 세부 사항은주의?…

Disclosures

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

이 연구는 중국 국가 핵심 R&D 프로그램(2016YFE0204700), 중국 국립 자연 과학 재단(82070257, 81770240) 및 중국 제남대학교 교육부 재생 의학 핵심 연구소(ZSYXM202004 및 ZSYXM202104)의 연구 보조금으로 지원되었습니다.

Materials

Acetic acid GHTECH 64-19-7-500ml
Acid Alcohol Fast Differentiation Solution Beyotime C0163M
Acid Fuchsin aladdin A104916
Alcohol Soluble Eosin Y Stainin Solution Servicebio G1001-500ML
BioReagent Beyotime ST2600-100g
Ethanol absolute Guangzhou Chemical Reagent Factory HB15-GR-0.5L
Hematoxylin Stain Solution Servicebio G1004-500ML
Neutral balsam Solarbio G8590
Operating Scissors Prosperich HC-JZ-YK-Z-10cm
Paraffins Leica 39601095
Para-formaldehyde Fixative Servicebio G1101-500ML
Phosphate Buffered Saline (PBS) powder Servicebio G0002-2L
Phosphomolybdic acid hydrate Macklin P815551
Stereo microscope Leica
surgical forceps ChangZhou zfq-11-btjw
Surgical Suture HUAYON 18-5140
Tricaine Macklin
Xylene Guangzhou Chemical Reagent Factory IC02-AR-0.5L

References

  1. Thiara, B. Cardiovascular disease. Nursing Standard. 29 (33), 60 (2015).
  2. van Amerongen, M. J., Engel, F. B. Features of cardiomyocyte proliferation and its potential for cardiac regeneration. Journal of Cellular and Molecular Medicine. 12 (6), 2233-2244 (2008).
  3. Burke, A. P., Virmani, R. Pathophysiology of acute myocardial infarction. Medical Clinics of North America. 91 (4), 553-572 (2007).
  4. Sessions, S. K., Bryant, S. V. Evidence that regenerative ability is an intrinsic property of limb cells in Xenopus. Journal of Experimental Zoology. 247 (1), 39-44 (1988).
  5. Laflamme, M. A. Heart regeneration. Nature. 473 (7347), 326-335 (2011).
  6. Mahmoud, A. I., Porrello, E. R., Kimura, W., Olson, E. N., Sadek, H. A. Surgical models for cardiac regeneration in neonatal mice. Nature Protocols. 9 (2), 305-311 (2014).
  7. Tzahor, E., Poss, K. D. Cardiac regeneration strategies: Staying young at heart. Science. 356 (6342), 1035-1039 (2017).
  8. Porrello, E. R., et al. Transient regenerative potential of the neonatal mouse heart. Science. 331 (6020), 1078-1080 (2011).
  9. Porrello, E. R., et al. Regulation of neonatal and adult mammalian heart regeneration by the miR-15 family. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 110 (1), 187-192 (2013).
  10. Poss, K. D., Wilson, L. G., Keating, M. T. Heart regeneration in zebrafish. Science. 298 (5601), 2188-2190 (2002).
  11. Liao, S., et al. Heart regeneration in adult Xenopus tropicalis after apical resection. Cell & Bioscience. 7, 70 (2017).
  12. Marshall, L. N., et al. Stage-dependent cardiac regeneration in Xenopus is regulated by thyroid hormone availability. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 116 (9), 3614-3623 (2019).
  13. Witman, N., Murtuza, B., Davis, B., Arner, A., Morrison, J. I. Recapitulation of developmental cardiogenesis governs the morphological and functional regeneration of adult newt hearts following injury. 발생학. 354 (1), 67-76 (2011).
  14. Cano-Martinez, A., et al. Functional and structural regeneration in the axolotl heart (Ambystoma mexicanum) after partial ventricular amputation. Archivos de Cardiología de México. 80 (2), 79-86 (2010).
  15. Kragl, M., et al. Cells keep a memory of their tissue origin during axolotl limb regeneration. Nature. 460 (7251), 60-65 (2009).
  16. Oberpriller, J. O., Oberpriller, J. C. Response of the adult newt ventricle to injury. Journal of Experimental Zoology. 187 (2), 249-253 (1974).
  17. Gonzalez-Rosa, J. M., Martin, V., Peralta, M., Torres, M., Mercader, N. Extensive scar formation and regression during heart regeneration after cryoinjury in zebrafish. Development. 138 (9), 1663-1674 (2011).
  18. Ellman, D. G., et al. Apex resection in zebrafish (Danio rerio) as a model of heart regeneration: A video-assisted guide. International Journal of Molecular Sciences. 22 (11), 5865 (2021).
  19. Lee-Liu, D., et al. Genome-wide expression profile of the response to spinal cord injury in Xenopus laevis reveals extensive differences between regenerative and non-regenerative stages. Neural Development. 9, 12 (2014).
  20. Wu, H. Y., et al. Fosl1 is vital to heart regeneration upon apex resection in adult Xenopus tropicalis. npj Regenerative Medicine. 6 (1), 36 (2021).
  21. Chablais, F., Jazwinska, A. Induction of myocardial infarction in adult zebrafish using cryoinjury. Journal of Visualized Experiments. (62), e3666 (2012).
check_url/kr/64719?article_type=t

Play Video

Cite This Article
He, S., Zhou, Y., Wen, N., Meng, K., Cai, D., Qi, X. An Apical Resection Model in the Adult Xenopus tropicalis Heart. J. Vis. Exp. (189), e64719, doi:10.3791/64719 (2022).

View Video