Модель стеноза аортального клапана кролика, индуцированного прямым повреждением баллоном
Summary
Для понимания патологических механизмов, лежащих в основе стеноза аортального клапана (АВС), и для оценки эффективности терапевтических вмешательств необходима соответствующая модель на животных. В настоящем протоколе описана новая процедура разработки модели кролика AVS с помощью прямого повреждения баллоном in vivo.
Abstract
Модели на животных становятся важным инструментом для понимания патологических механизмов, лежащих в основе стеноза аортального клапана (АВС), из-за отсутствия доступа к надежным источникам пораженных аортальных клапанов человека. Среди различных моделей животных модели кроликов AVS являются одними из наиболее часто используемых в исследованиях крупных животных. Тем не менее, традиционные модели AVS кроликов требуют длительного периода приема пищевых добавок и генетических манипуляций для индуцирования значительного стеноза аортального клапана, что ограничивает их использование в экспериментальных исследованиях. Для устранения этих ограничений предложена новая модель кроликов AVS, в которой стеноз индуцируется прямым баллонным повреждением аортального клапана. В настоящем протоколе описана успешная методика индуцирования АВС у новозеландских белых кроликов (NZW) с пошаговыми процедурами подготовки, хирургического вмешательства и послеоперационного ухода. Эта простая и воспроизводимая модель предлагает многообещающий подход к изучению возникновения и прогрессирования АВС и предоставляет ценный инструмент для изучения основных патологических механизмов заболевания.
Introduction
Все большее признание получает тот факт, что использование соответствующих моделей на животных может способствовать лучшему пониманию патологических механизмов, лежащих в основе стеноза аортального клапана (АВС), из-за отсутствия доступа к надежным источникам пораженных аортальных клапанов человека, связанных с прогрессированием аортального стеноза (АС). Среди различных животных моделей для изучения АВС кролики являются одной из наиболее часто используемых моделей АВС крупных животных, а модель АВС кроликов индуцируется либо с помощью добавок холестерина/витамина D2, либо с помощью генетических манипуляций 1,2,3,4.
Несмотря на то, что кроличьи модели AVS предоставили значительное представление о развитии и прогрессировании AVS, по-прежнему остается сложной задачей последовательное и воспроизводимое индуцирование AVS, как видно из наших предварительных экспериментов.
В дополнение к генетически восприимчивым моделям животных, индуцированных диетой и генетически восприимчивым, была создана новая модель AVS путем прямой механической травмы у мышей 5,6. Модель механической травмы успешно индуцирует аортальный стеноз и представляет собой простую и воспроизводимую модель AVS у мышей дикого типа. Насколько нам известно, ранее не проводилось исследований, изучающих влияние механической травмы на аортальный клапан на кроличьих моделях. Таким образом, в данном исследовании представлена новая процедура индуцирования АВС у самцов новозеландских белых кроликов путем прямого баллонного повреждения аортального клапана, которая может точно имитировать состояние клапанного аортального стеноза. Этот протокол включает в себя пошаговое описание подготовки, хирургической процедуры и послеоперационного ухода, которые полезны для индуцирования воспроизводимых моделей кроликов AVS.
Protocol
Representative Results
Discussion
Модели AVS на животных обычно используются для изучения патологических аспектов AVS, включая начало и прогрессирование AVS. Этот протокол представляет новую модель AVS кролика, индуцированную прямым баллонным повреждением аортального клапана. В этом исследовании модель повреждения аортал…
Disclosures
The authors have nothing to disclose.
Acknowledgements
Эта работа была поддержана грантом Национального исследовательского фонда Кореи (NRF), финансируемым правительством Кореи (MSIT) (No 2020R1A4A3079570), Министерством образования (No 2021R1I1A1A01051425) и Программой стратегического развития промышленных технологий (No 20014873), финансируемой Министерством торговли, промышленности и энергетики Республики Корея.
Materials
| 3-0 Silk suture | AILEE | SK312 | |
| 4% paraformaldehyde(PFA) | Intron | IBS-BP031-2 | |
| Alizarin red Solution | Millpore | TMS-008-C | |
| ASAHI SION BLUE | ASAHI | Guide wire | |
| Back Table Cover | Yuhan kimberly | 80101-30 | |
| Balloon In-deflation Device | Demax Medical | DID30s | |
| Bionet Veterinary monitor | BIONET | BM3 VET | |
| C-Arm | SIEMENS Healthcare GmbH | Cios alpha | |
| Certified Rabbit Diet | Purina | 5322 | 4.7% Hydrogenated Coconut Oil, 0.5% Cholesterol, & 1% Molasse |
| Curadle Smart Incubator | Autoelex | CS-CV206 | Intensive Care Unit (ICU) |
| Ergocalciferol | Sigma-aldrich | E5750 | Vitamin D2 |
| Fechtner conjunctiva forceps titanium | WORLD PRECISSION Instrument | WP1820 | |
| Forceps | HEBU | HB203 | |
| Gentamicin | Shin Poong | ||
| Glycopyrrolate | SamChunDang | ||
| Greenflex NS | DAI HAN PHARM | Normal saline 500 mL | |
| Hematoxylin solution | Sigma-aldrich | HT1079-1 SET | |
| Heparin | JW pharmaceutical | 25,000 U | |
| Infusion set for single use | SWOON MEDICAL | ||
| Iodine | Green pharmaceutical | ||
| Iodixanol | GE Healthcare | Visipaque | Inflation solution (contrast agent) |
| IV catheter 22 G | BD | 382423 | |
| IV catheter 24 G | BD | 382412 | |
| Ketoprofen | SamChunDang | ||
| Luer-Lok syringe 10 mL | Becton Dickinson Medical | ||
| Luer-Lok syringe 3 mL | Becton Dickinson Medical | ||
| Microscope | OLYMPUS | SZ61 | |
| Microtome | ThermoFisher Scientific | HM 325 | |
| MT stain kit | Sigma-aldrich | HT15-1kt | |
| Needel holder | Solco | 009-1304 | |
| Needle Holder with Lock and Suture | JEUNGDO BIO & PLANT | H-1222-18 | |
| Paraffin | LK LABKOREA | H06-660-107 | |
| PBS | Gibco | 10010-023 | |
| Potassium chloride 40 | Daihan Pharm | KCl | |
| Prelude Ideal Hydrophilic Sheath | MERIT MEDICAL | PID4F11018SS | Sheath 4F |
| PTA Balloon Dilatation catheter | Boston Scientific | H749-3903280208-0 | Balloon catheter 8.0 mm |
| Rompun | Elanco | Xylaxine | |
| sterile Gauze | DAE HAN Medical | 10 cm x 20 cm | |
| Surgical Gloves | Ansell | Ansell | |
| Surgical Gown | Yuhan kimberly | 90002-02 | |
| Surgical Scissors | Nopa, Germany | AC020/16 | |
| Surgical Tape | 3M micopore | 1530-1 | |
| Syringe 1 mL | Shin Chang Medical | ||
| Syringe 10 mL | Shin Chang Medical | ||
| Tissue cassette | Scilav korea | Cas3003 | |
| Transducer gel | SUNGHEUNG | SH102 | |
| Tridol | Yuhan Corp. | Tramadol HCl | |
| Ultrasound system | Philps | Affiniti 50 | |
| Von Kossa stain kit | Abcam | ab105689 | |
| Zoletil 50 | Virbac korea | Tiletamine & zolazepam |
References
- Aliev, G., Burnstock, G. Watanabe rabbits with heritable hypercholesterolaemia: A model of atherosclerosis. Histology and Histopathology. 13 (3), 797-817 (1998).
- Cimini, M., Boughner, D. R., Ronald, J. A., Aldington, L., Rogers, K. A. Development of aortic valve sclerosis in a rabbit model of atherosclerosis: An immunohistochemical and histological study. Journal of Heart Valve Disease. 14 (3), 365-375 (2005).
- Drolet, M. C., Couet, J., Arsenault, M. Development of aortic valve sclerosis or stenosis in rabbits: role of cholesterol and calcium. Journal of Heart Valve Disease. 17 (4), 381-387 (2008).
- Sider, K. L., Blaser, M. C., Simmons, C. A. Animal models of calcific aortic valve disease. International Journal of Inflammation. 2011, 364310 (2011).
- Honda, S., et al. A novel mouse model of aortic valve stenosis induced by direct wire injury. Arteriosclerosis, Thrombosis, and Vascular Biology. 34 (2), 270-278 (2014).
- Niepmann, S. T., et al. Graded murine wire-induced aortic valve stenosis model mimics human functional and morphological disease phenotype. Clinical Research in Cardiology. 108 (8), 847-856 (2019).
- Robbins, N., Thompson, A., Mann, A., Blomkalns, A. L. Isolation and excision of murine aorta; A versatile technique in the study of cardiovascular disease. Journal of Visualized Experiments. (93), e52172 (2014).
- Wirrig, E. E., Gomez, M. V., Hinton, R. B., Yutzey, K. E. COX2 inhibition reduces aortic valve calcification in vivo. Arteriosclerosis, Thrombosis, and Vascular Biology. 35 (4), 938-947 (2015).
- Jung, S. H., et al. Spatiotemporal dynamics of macrophage heterogeneity and a potential function of Trem2(hi) macrophages in infarcted hearts. Nature Communications. 13 (1), 4580 (2022).
- Freeman, R. V., Otto, C. M. Spectrum of calcific aortic valve disease: Pathogenesis, disease progression, and treatment strategies. Circulation. 111 (24), 3316-3326 (2005).
- Lindman, B. R., et al. Calcific aortic stenosis. Nature Reviews Disease Primers. 2, 16006 (2016).
- Cuniberti, L. A., et al. Development of mild aortic valve stenosis in a rabbit model of hypertension. Journal of the American College of Cardiology. 47 (11), 2303-2309 (2006).
- Marechaux, S., et al. Identification of tissue factor in experimental aortic valve sclerosis. Cardiovascular Pathology. 18 (2), 67-76 (2009).
- Hara, T., et al. Progression of calcific aortic valve sclerosis in WHHLMI rabbits. Atherosclerosis. 273, 8-14 (2018).
