Summary

Injections intracérébrales intra-ventriculaires à main levée chez la souris

Published: January 12, 2024
doi:

Summary

Ici, une approche simple et rapide pour effectuer des injections intra-ventriculaires chez la souris en utilisant une approche à main levée (c’est-à-dire sans dispositif stéréotaxique) est décrite.

Abstract

L’étude des systèmes neuroendocriniens nécessite souvent l’administration de médicaments, de virus ou d’autres agents expérimentaux directement dans le cerveau des souris. Une injection intracérébroventriculaire (ICV) permet l’administration généralisée de l’agent expérimental dans tout le cerveau (en particulier dans les structures proches des ventricules). Ici, les méthodes d’injections d’ICV à main levée chez les souris adultes sont décrites. En utilisant des repères visuels et tactiles sur la tête des souris, les injections dans les ventricules latéraux peuvent être effectuées rapidement et de manière fiable. Les injections sont faites à l’aide d’une seringue en verre tenue dans la main de l’expérimentateur et placée à des distances approximatives des points de repère. Ainsi, cette technique ne nécessite pas de trame stéréotaxique. De plus, cette technique ne nécessite qu’une brève anesthésie à l’isoflurane, ce qui permet d’évaluer ultérieurement le comportement et/ou la physiologie de la souris chez des souris éveillées et au comportement libre. L’injection d’ICV à main levée est un outil puissant pour l’administration efficace d’agents expérimentaux dans le cerveau de souris vivantes et peut être combinée avec d’autres techniques telles que des prélèvements sanguins fréquents, la manipulation des circuits neuronaux ou l’enregistrement in vivo pour étudier les processus neuroendocriniens.

Introduction

L’administration d’agents expérimentaux, tels que les médicaments1, les virus2 ou les cellules3, au cerveau est souvent nécessaire pour la recherche neuroendocrinienne. Si l’agent ne traverse pas facilement la barrière hémato-encéphalique ou si l’objectif expérimental est de tester spécifiquement les effets centraux de l’agent, il est important de disposer d’une méthode fiable pour administrer les injections dans le cerveau. De plus, l’injection dans l’espace intra-cérébroventriculaire (ICV) offre la possibilité de distribuer largement l’agent dans le cerveau et fournit une grande zone cible, augmentant ainsi la probabilité de réussite de l’injection2.

Une méthode courante pour faire des injections d’ICV implique la mise en place d’une canule à demeure permanente. Dans cette approche, un cadre stéréotaxique est nécessaire pour positionner la canule disponible dans le commerce ou sur mesure, car la canule est collée ou cimentée en place. Souvent, lors de la récupération, une dose supraphysiologique d’angiotensine II est administrée à travers la canule, et si un comportement de consommation d’alcool est immédiatement observé, la canule est considérée comme correctement placée4. Cette approche présente de nombreux avantages, notamment la possibilité d’effectuer une perfusion à long terme et la possibilité d’injecter plusieurs fois le même animal ; De plus, si l’angiotensine II est utilisée, la mise en place correcte peut être confirmée avant l’administration de composés expérimentaux. Cependant, il existe certaines limites à la mise en place d’une canule permanente, notamment l’exigence d’un équipement coûteux (cadre stéréotaxique), la possibilité d’endommager la canule après la mise en place (par exemple, les souris peuvent mâcher la canule d’un compagnon de cage) et la possibilité d’infections autour de la canule permanente. Des injections uniques d’ICV peuvent être réalisées à l’aide d’un cadre stéréotaxique3, qui, bien qu’efficace, nécessite une exposition importante à l’anesthésie et, par conséquent, peut masquer certains effets physiologiques et comportementaux aigus du traitement. De plus, le placement de souris dans un cadre stéréotaxique nécessite un entraînement substantiel pour obtenir un placement stable et éviter la rupture des conduits auditifs.

Ici, une méthode établie pour faire des injections à main levée chez la souris est décrite. Cette méthode est basée sur les rapports précédents 5,6. Les avantages de cette technique sont qu’elle est simple, rapide et ne nécessite pas d’équipement spécialisé tel qu’un cadre stéréotaxique. Comme décrit ci-dessous, cette procédure consiste à manipuler une seringue en verre par rapport à des points de repère sur la tête de la souris pour effectuer les injections, ce qui peut être fait rapidement et, par conséquent, ne nécessite que quelques minutes d’anesthésie gazeuse le jour de l’expérience.

Protocol

Toutes les procédures ont été approuvées par les comités institutionnels de soins et d’utilisation des animaux de l’Université d’État du Colorado (#3960) et de l’Université de Californie à San Diego, où les données représentatives ont été recueillies (S13235, PI Kellie Breen Church). Les données de cinq souris femelles adultes et de deux souris mâles adultes C57/BL6 (âgées de 9 à 16 semaines) sont présentées dans la section des données représentatives. Les souris femelles ont été ovariect…

Representative Results

Lorsqu’elle est exécutée avec succès, cette technique permet l’administration rapide d’un agent expérimental dans le système ventriculaire. La figure 2A montre un profil de pouls de l’hormone lutéinisante (LH) d’une souris ovariectomisée qui a reçu une injection ICV de 3 μL de solution saline isotonique stérile, le véhicule de nombreux composés pharmacologiques. Cet exemple démontre qu’une brève exposition à l’anesthésie gazeuse et l’injection de 3 μL de liqu…

Discussion

Nous décrivons ici un moyen simple et efficace de faire des injections d’ICV chez la souris. Étant donné que cette technique ne nécessite pas de cadre stéréotaxique, cette approche pour l’administration centralisée de médicaments et d’agents expérimentaux est accessible à un plus grand nombre de chercheurs. De plus, cette approche est relativement rapide puisque la procédure de préparation et d’injection peut être effectuée rapidement.

Étant donné que cette procédure n…

Disclosures

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

Nous tenons à remercier la Dre Kellie Breen Church, M. Michael Kreisman et Mme Jessica Jang pour leur contribution à la collecte des données présentées dans les résultats représentatifs. Ce travail a été soutenu par le National Institutes of Health (NIH) R00 HD104994 (R.B.M.).

Materials

18-gauge blunt needles SAI Infusion B18-150
18-gauge needles BD Medical 305195
Alcohol pads Fisher Scientific 22-363-750
Bench pad Fisher Scientific 14-206-62AC22
Betadine solution Fisher Scientific NC1696484
Buprenorphine Patterson Vet Supply 07-892-5235 Controlled substance
Eyelube Fisher Scientific 50-218-8442
Glass syringe Hamilton 7634-01
Injection needle Hamilton 7803-01 27 gauge, Small Hub RN needle, point style: 4, Needle length: 10cm, Angle: 45
Isoflurane   Patterson Vet Supply 07-893-8441
Isoflurane vaporizer Vet Equip V-10
Laboratory Tape VWR 89098-128
Medical grade oxygen Airgas OX USPEA
Paraformaldehyde Millipore-Sigma 8.18715.1000
Phosphate Buffered Saline Fisher Scientific J67802.K2
PulsaR Software Open source, University of Otago See ref 9
Ruler Fisher Scientific 12-00-152
Silastic tubing (0.040" I.D.) DOW 508-005
Silastic tubing (0.078" I.D.) DOW 508-009
Sterile saline VWR 101320-574
Sucrose  Fisher Scientific S5-500

References

  1. Roseweir, A. K., et al. Discovery of potent kisspeptin antagonists delineate physiological mechanisms of gonadotropin regulation. Journal of Neuroscience. 29 (12), 3920-3929 (2009).
  2. Kim, J. Y., Grunke, S. D., Levites, Y., Golde, T. E., Jankowsky, J. L. Intracerebroventricular viral injection of the neonatal mouse brain for persistent and widespread neuronal transduction. Journal of Visualized Experiments. (91), e51863 (2014).
  3. Taylor, Z. V., Khand, B., Porgador, A., Monsonego, A., Eremenko, E. An optimized intracerebroventricular injection of CD4(+) T cells into mice. STAR Protocols. 2 (3), 100725 (2021).
  4. Russo, K. A., et al. Circadian control of the female reproductive axis through gated responsiveness of the RFRP-3 system to VIP signaling. Endocrinology. 156 (7), 2608-2618 (2015).
  5. Laursen, S. E., Belknap, J. K. Intracerebroventricular injections in mice. Some methodological refinements. Journal of Pharmacological Methods. 16 (4), 355-357 (1986).
  6. Haley, T. J., McCormick, W. G. Pharmacological effects produced by intracerebral injection of drugs in the conscious mouse. British Journal of Pharmacology and Chemotherapy. 12 (1), 12-15 (1957).
  7. McCosh, R. B., et al. Insulin-induced hypoglycaemia suppresses pulsatile luteinising hormone secretion and arcuate Kiss1 cell activation in female mice. Journal of Neuroendocrinology. 31 (12), e12813 (2019).
  8. Wu, J., et al. Transcardiac perfusion of the mouse for brain tissue dissection and fixation. Bio-Protocol. 11 (5), e3988 (2021).
  9. Comba, A., et al. Laser capture microdissection of glioma subregions for spatial and molecular characterization of intratumoral heterogeneity, oncostreams, and invasion. Journal of Visual Experiments. (158), e60939 (2020).
  10. Porteous, R., et al. Reformulation of PULSAR for analysis of pulsatile LH secretion and a revised model of estrogen-negative feedback in mice. Endocrinology. 162 (11), (2021).
  11. Hohmann, J. G., et al. Differential role of melanocortins in mediating leptin’s central effects on feeding and reproduction. American Journal of Physiology: Regulatory, Integrative, and Comparative Physiology. 278 (1), R50-R59 (2000).
  12. Gottsch, M. L., et al. A role for kisspeptins in the regulation of gonadotropin secretion in the mouse. Endocrinology. 145 (9), 4073-4077 (2004).
  13. Krasnow, S. M., et al. A role for galanin-like peptide in the integration of feeding, body weight regulation, and reproduction in the mouse. Endocrinology. 144 (3), 813-822 (2003).

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Cite This Article
McCosh, R. B., Young, L. A. Free-Hand Intracerebroventricular Injections in Mice. J. Vis. Exp. (203), e65324, doi:10.3791/65324 (2024).

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