Мышиная модель остановки сердца для визуализации мозга и мониторинга физиологии мозга во время ишемии и реанимации

Summary

Данный протокол демонстрирует уникальную мышиную модель остановки сердца при асфиксии, не требующую компрессии грудной клетки для проведения реанимации. Эта модель полезна для мониторинга и визуализации динамики физиологии мозга при остановке сердца и реанимации.

Abstract

Большинство людей, перенесших остановку сердца (КА), испытывают различные степени неврологического дефицита. Чтобы понять механизмы, лежащие в основе повреждения головного мозга, вызванного СА, и, следовательно, разработать эффективные методы лечения, необходимы экспериментальные исследования КА. С этой целью было создано несколько моделей CA для мышей. В большинстве этих моделей мышей помещают в положение лежа на спине, чтобы выполнить компрессию грудной клетки для сердечно-легочной реанимации (СЛР). Тем не менее, эта процедура реанимации затрудняет визуализацию/мониторинг физиологии мозга в режиме реального времени во время КА и реанимации. Для получения таких критически важных знаний в настоящем протоколе представлена модель СА асфиксии мыши, которая не требует этапа СЛР с компрессией грудной клетки. Эта модель позволяет изучать динамические изменения кровотока, структуры сосудов, электрических потенциалов и кислорода в тканях головного мозга от исходного уровня до ранней реперфузии после КА. Важно отметить, что эта модель применима к старым мышам. Таким образом, ожидается, что эта модель СА мыши станет важным инструментом для расшифровки влияния СА на физиологию мозга.

Introduction

Остановка сердца (КА) остается глобальным кризисом общественного здравоохранения¹. Только в США ежегодно регистрируется более 356 000 внебольничных и 290 000 стационарных случаев КА, и большинство жертв КА старше 60 лет. Примечательно, что неврологические нарушения после КА распространены среди выживших, и они представляют собой серьезную проблему для ведения КА 2,3,4,5. Для понимания патологических изменений головного мозга после СА и их влияния на неврологические исходы были применены различные методы нейрофизиологического мониторинга и мониторинга тканей мозга у пациентов 6,7,8,9,10,11,12. Используя ближнюю инфракрасную спектроскопию, у крыс с СА также был проведен мониторинг мозга в режиме реального времени для прогнозирования неврологических исходов¹³.

Однако в мышиных моделях СА такой подход к визуализации был осложнен необходимостью компрессий грудной клетки для восстановления спонтанного кровообращения, что всегда влечет за собой значительные физические движения и, таким образом, препятствует деликатным процедурам визуализации. Кроме того, модели СА обычно выполняются с мышами в положении лежа на спине, в то время как мыши должны быть повернуты в положение лежа для многих методов визуализации мозга. Таким образом, во многих случаях требуется модель мыши с минимальными движениями тела во время операции для выполнения визуализации/мониторинга мозга в режиме реального времени во время всей процедуры СА, охватывающей период до СА до реанимации.

Ранее Zhang et al. сообщили о мышиной модели CA, которая может быть полезна для визуализации мозга¹⁴. В их модели КА индуцировали болюсными инъекциями векурония и эсмолола с последующим прекращением искусственной вентиляции легких. Они показали, что после 5 мин КА реанимация может быть достигнута путем инфузии реанимационной смеси. Примечательно, однако, что остановка кровообращения в их модели произошла только через 10 с после инъекции эсмолола. Таким образом, данная модель не повторяет прогрессирование асфиксийно-индуцированного КА у пациентов, включая гиперкапнию и гипоксию тканей в предарестном периоде.

Общей целью данной хирургической процедуры является моделирование клинической асфиксии СА у мышей с последующей реанимацией без компрессии грудной клетки. Таким образом, эта модель СА позволяет использовать сложные методы визуализации для изучения физиологии мозга у мышей¹⁵.

Protocol

Все процедуры, описанные здесь, были проведены в соответствии с рекомендациями Национальных институтов здравоохранения (NIH) по уходу и использованию животных в исследованиях, а протокол был одобрен Комитетом по уходу и использованию животных Института Дьюка (IACUC). Для настоящего исслед…

Representative Results

Чтобы вызвать КА, мышь обезболивали 1,5% изофлураном и вентилировали 100% азотом. Это состояние приводило к тяжелой брадикардии через 45 с (рис. 1). Через 2 мин аноксии частота сердечных сокращений резко снизилась (рис. 2), артериальное давление снизилось ниже 20 ?…

Discussion

В экспериментальных исследованиях СА асфиксия, инъекции хлорида калия или фибрилляция желудочков, вызванная электрическим током, использовались для индуцирования СА 16,17,18,19,20,21,22,23.^…

Materials

Adrenalin	Par Pharmaceutical	NDC 42023-159-01
Alcohol swabs	BD	326895
Animal Bio Amp	ADInstruments	FE232
BP transducer	ADInstruments	MLT0699
Bridge Amp	ADInstruments	FE117
Heparin sodium injection, USP	Fresenius Kabi	NDC 63323-540-05
Isoflurane	Covetrus	NDC 11695-6777-2
Laser Doppler perfusion monitor	Moor Instruments	moorVMS-LDF1
Laser speckle imaging system	RWD	RFLSI III
Lubricant eye ointment	Bausch + Lomb	339081
Micro clip	Roboz	RS-5431
Mouse rectal probe	Physitemp	RET-3
Needle electrode	ADInstruments	MLA1213	29 Ga, 1.5 mm socket
Nitrogen	Airgas	UN1066
Optic plastic fibre	Moor Instruments	POF500
Otoscope	Welchallyn	728	2.5 mm Speculum
Oxygen	Airgas	UN1072
PE-10 tubing	BD	427401	Polyethylene tubing
Povidone-iodine	CVS	955338
PowerLab 8/35	ADInstruments
Rimadyl (carprofen)	Zoetis	6100701	Injectable 50 mg/ml
Small animal ventilator	Kent Scientific	RoVent Jr.
Temperature controller	Physitemp	TCAT-2DF
Triple antibioric & pain relief	CVS	NDC 59770-823-56
Vaporizer	RWD	R583S
0.25% bupivacaine	Hospira	NDC 0409-1159-18
0.9% sodium chroride	ICU Medical	NDC 0990-7983-03
1 mL plastic syringe	BD	309659
4-0 silk suture	Look	SP116	Black braided silk
6-0 nylon suture	Ethilon	1698G
8.4% sodium bicarbonate Inj., USP	Hospira	NDC 0409-6625-02
20 G IV catheter	BD	381534	20GA 1.6 IN
30 G PrecisionGlide needle	BD	305106	30 G X 1/2