Модифицированная пункция хвостовой вены и вены полового члена для забора крови на крысиной модели
Summary
Здесь мы представляем протокол, предлагающий быстрые, простые и надежные альтернативы сбору крови для модели крыс. Мы описываем три различных метода забора крови в зависимости от контекста: пункция хвостовой вены под наркозом или на животном, находящемся в сознании, и пункция дорсальной вены полового члена под наркозом.
Abstract
Образцы крови требуются в большинстве экспериментальных конструкций животных для оценки различных гематологических параметров. В этой статье представлены две процедуры забора крови у крыс: пункция боковой хвостовой вены и пункция дорсальной вены полового члена, которые имеют значительные преимущества по сравнению с другими ранее описанными методами. Это исследование показывает, что эти две процедуры позволяют быстро брать пробы (менее 10 минут) и дают достаточные объемы крови для большинства анализов (202 мкл ± 67,7 мкл). Пункция дорсальной вены полового члена должна проводиться под наркозом, тогда как пункция боковой хвостовой вены может быть сделана сознательному, сдержанному животному.
Таким образом, чередование этих двух методов позволяет брать кровь в любой ситуации. Несмотря на то, что всегда рекомендуется оказывать помощь оператору во время процедуры для обеспечения благополучия животных, для этих методов требуется только один оператор, в отличие от большинства методов отбора проб крови, для которых требуется два. Более того, в то время как эти ранее описанные методы (например, забор крови из яремной палочки, подключичной вены) требуют обширной предварительной подготовки, чтобы избежать причинения вреда или смерти животного, пункция хвостовой вены и дорсальной вены полового члена редко приводит к летальному исходу. По всем этим причинам и в зависимости от контекста (например, для исследований, включающих самцов крыс, во время периоперационного или непосредственного послеоперационного периода, для животных с тонкими хвостовыми венами) оба метода могут использоваться поочередно для повторного забора крови.
Introduction
Забор крови необходим для большинства исследований на животных, как in vivo , так и in vitro. У крыс, поскольку частота и количество забора крови могут быть значительными, полезно иметь различные альтернативы для сбора. В предыдущих исследованиях были описаны различные методы.
Наиболее часто используемыми методами являются пункция хвостовой вены и забор крови из подкожной вены. Отбор проб хвостовых жил подходит для всех штаммов крыс. При надлежащем обучении процедура проста в выполнении и причиняет животному минимальные страдания1. Точно так же забор крови из подкожной вены, при условии, что он сделан правильно, также является быстрым и простым методом сбора. Ни один из методов не требует анестезии, и оба допускают повторные заборы небольшого количества крови. Тем не менее, пункция подкожной вены обычно дает меньший объем крови1 и требует присутствия двух человек, чтобы оставить одну заднюю конечность открытой для пункции2.
Если необходимо собрать большое количество крови у одного животного, можно использовать пункцию сердца или пункцию полой вены (до 10 мл крови может быть взято у крысы весом 150 г с помощью пункциисердца 2). Эти методы требуют анестезии и являются конечными процедурами. Животное должно быть усыплено после любого из этих двух методов2. Яремная палочка является альтернативой, которую можно использовать, если необходимо собрать большое количество крови в исследовании, которое еще не достигло своей конечной точки. Однако эта техника также требует значительных технических навыков, чтобы избежать вреда животному; следовательно, его использование должно быть ограничено3.
Другие методы, такие как забор крови из подключичной вены, не требуют использования анестетиков перед забором крови и позволяют многократно брать образцы небольших объемов крови. Однако для этого метода требуется сдержанное обращение и соответствующий разрез иглой. Неправильная операция может привести к боли или даже смертности животного, а обучение этому методу может быть привередливым4.
Другие анекдотические процедуры включают орбитальную пункцию и пункцию сублингвальной вены, обе из которых требуют анестетика и не рекомендуются и не используются широко. Хотя предыдущие исследования показали более быстрый сбор крови с помощью орбитальной пункции, чем с помощью пункции хвостовой вены, было обнаружено, что орбитальная пункция под анестезией диэтиловым эфиром переносится хуже, чем последний метод (на основе показателей возбуждения животных и выработки мочи)5. Более того, этот метод сильно зависит от мастерства человека, который выполняет процедуру, и в основном выполняется опытными ветеринарами. Для сравнения, пункция подъязычной вены менее болезненна и рекомендуется для повторного забора крови6. Однако этот метод имеет серьезные побочные эффекты, такие как снижение потребления пищи и воды, что может привести к смерти животного7.
В этом исследовании описаны два метода, используемых в нашей лаборатории для повторного забора крови. Пункция хвостовой вены может быть выполнена на животном, находящемся в сознании, при этом повреждение тканей и неблагоприятные последствия минимальны. Модификация этой техники в данном исследовании включает стабилизацию хвоста указательным и средним пальцами, что позволяет одному оператору выполнять забор крови. Пункция дорсальной вены полового члена уже была описана для простых внутривенных инъекций. Эта методика выполняется под наркозом и позволяет получить надежный источник крови в случае трудностей с другими методами (например, в ближайшем послеоперационном периоде, у небольшого животного, при проведении периоперационного забора крови под наркозом). Подобно отбору проб из хвостовой вены, травма в месте прокола окажет незначительное общее влияние на животное по сравнению с методами, упомянутыми выше8. Цель данной методики – предложить неопытным исследователям простые и надежные альтернативы забору крови в зависимости от контекста (например, для процедур, проводимых под наркозом, для исследований, включающих самцов крыс, для животных с тонкими хвостовыми венами).
Protocol
Representative Results
Discussion
Пункция хвостовой вены является эффективным методом получения крови у крысы, находящейся в сознании. Однако, когда животное находится под наркозом, действие изофлурана может привести к спазмам сосудов и сделать непригодной пункцию хвостовой вены11. Как показано в этом исс?…
Disclosures
The authors have nothing to disclose.
Acknowledgements
Эта работа финансировалась Shriners Children’s Boston (B.E.U., K.U., C.L.C.). L.C. финансируется “La Bourse des Gueules Cassées”, “La Bourse Année Recherche” и “La Bourse de l’Amicale des Anciens Internes des Hôpitaux de Paris”. Y.B. финансируется “La Bourse des Gueules Cassées”. Y.B. и I.F.V.R. финансируются детскими больницами Shriners (идентификатор стипендий: #84308-BOS-22, #84302-BOS-21 соответственно). Этот материал частично основан на работе, поддержанной Национальным научным фондом в рамках гранта No . 1941543 ЕЭС. Мы выражаем благодарность за частичную поддержку со стороны Национальных институтов здравоохранения США (R01EB028782, R56AI171958 и R01DK114506). Рисунок 1 был создан с помощью BioRender.com.
Materials
| 0.5 mL | 28 G ½ Insulin Syringes | BD | 329424 | for tail vein puncture |
| 0.5 mL | 30 G x 5/16 Insulin Syringes | BD | 320468 | for penile vein puncture |
| 250 L Microtainer blood collection tubes with K2EDTA | BD | 365974 | |
| Gauze Sponges | Curity | 6939 | |
| Isoflurane Auto-Flow Anesthesia Machine | E-Z Systems | EZ-190F | for penile vein puncture |
| Isoflurane, USP | Patterson Veterinary | 1403-704-06 | for penile vein puncture |
| Nosecone for Anesthesia | World Precision Instruments | EZ-112 | for penile vein puncture |
| Rodent Restraint Cone | Harvard Apparatus | ST2 52-95-86 | for tail vein puncture |
| Small Animal Heated Operating Table (Adjustable) | Peco Services Ltd | 69023 | |
| Webcol Alcohol prep pads | Simply Medical | 5110 |
References
- Lee, G., Goosens, K. A. Sampling blood from the lateral tail vein of the rat. Journal of Visualized Experiments. (99), e52766 (2015).
- Beeton, C., Garcia, A., Chandy, K. G. Drawing blood from rats through the saphenous vein and by cardiac puncture. Journal of Visualized Experiments. (7), 266 (2007).
- Luzzi, M., et al. Collecting blood from rodents: A discussion by the Laboratory Animal Refinement and Enrichment Forum. Animal Technology and Welfare. 4 (2), 99-102 (2005).
- Wang, L., et al. Repetitive blood sampling from the subclavian vein of conscious rat. Journal of Visualized Experiments. (180), e63439 (2022).
- Van Herck, H., et al. Blood sampling from the retro-orbital plexus, the saphenous vein and the tail vein in rats: Comparative effects on selected behavioural and blood variables. Laboratory Animals. 35 (2), 131-139 (2001).
- Harikrishnan, V. S., Hansen, A. K., Abelson, K. S., Sørensen, D. B. A comparison of various methods of blood sampling in mice and rats: Effects on animal welfare. Laboratory Animals. 52 (3), 253-264 (2018).
- Zeller, W., Weber, H., Panoussis, B., Bürge, T., Bergmann, R. Refinement of blood sampling from the sublingual vein of rats. Laboratory Animals. 32 (4), 369-376 (1998).
- Nightingale, C. H., Mouravieff, M. Reliable and simple method of intravenous injection into the laboratory rat. Journal of Pharmaceutical Sciences. 62 (5), 860-861 (1973).
- Blood collection: The rat. IACUC Guideline. UCSF Office of Research Institutional Animal Care and Use Program Available from: https://iacuc.ucsf.edu/sites/g/files/tkssra751/f/wysiwyg/guidelines%20-%20Blood%20Collection%20-%20Rat.pdf (2022)
- Staszyk, C., Bohnet, W., Gasse, H., Hackbarth, H. Blood vessels of the rat tail: A histological re-examination with respect to blood vessel puncture methods. Laboratory Animals. 37 (2), 121-125 (2003).
- Constantinides, C., Mean, R., Janssen, B. J. Effects of isoflurane anesthesia on the cardiovascular function of the C57BL/6 mouse. ILAR Journal. 52 (3), e21-e31 (2011).
- Hernaningsih, Y., Akualing, J. S. The effects of hemolysis on plasma prothrombin time and activated partial thromboplastin time tests using photo-optical method. 의학. 96 (38), 7976 (2017).
- Powles-Glover, N., Kirk, S., Jardine, L., Clubb, S., Stewart, J. Assessment of haematological and clinical pathology effects of blood microsampling in suckling and weaned juvenile rats. Regulatory Toxicology and Pharmacology. 69 (3), 425-433 (2014).
