Summary

Integrerad benbildning genom endokondral benbildning in vivo med hjälp av mesenkymala stamceller

Published: July 14, 2023
doi:

Summary

Benterapi via endokondral benbildning genom implantation av konstgjord broskvävnad framställd av mesenkymala stamceller har potential att kringgå nackdelarna med konventionella terapier. Hyaluronsyrahydrogeler är effektiva för att skala upp likformigt differentierade brosktransplantat samt skapa integrerat ben med vaskularisering mellan sammansmälta transplantat in vivo.

Abstract

Konventionell benregenereringsterapi med mesenkymala stamceller (MSC) är svår att tillämpa på bendefekter som är större än den kritiska storleken eftersom den inte har någon mekanism för att inducera angiogenes. Implantation av konstgjord broskvävnad tillverkad från MSC inducerar angiogenes och benbildning in vivo via endokondral ossifiering (ECO). Därför kan detta ECO-medierade tillvägagångssätt vara en lovande benregenereringsterapi i framtiden. En viktig aspekt av den kliniska tillämpningen av detta ECO-medierade tillvägagångssätt är att upprätta ett protokoll för att förbereda tillräckligt med brosk som ska implanteras för att reparera bendefekten. Det är särskilt inte praktiskt att konstruera en enda massa ympat brosk av en storlek som överensstämmer med formen på den faktiska bendefekten. Därför måste brosket som ska transplanteras ha egenskapen att bilda ben integrerat när flera bitar implanteras. Hydrogeler kan vara ett attraktivt verktyg för att skala upp vävnadskonstruerade transplantat för endokondral benbildning för att möta kliniska krav. Även om många naturligt framställda hydrogeler stöder MSC-broskbildning in vitro och ECO in vivo, har det optimala ställningsmaterialet för att möta behoven i kliniska tillämpningar ännu inte fastställts. Hyaluronsyra (HA) är en avgörande komponent i broskets extracellulära matris och är en biologiskt nedbrytbar och biokompatibel polysackarid. Här visar vi att HA-hydrogeler har utmärkta egenskaper för att stödja in vitro-differentiering av MSC-baserad broskvävnad och främja endokondral benbildning in vivo.

Introduction

Autologt ben är fortfarande guldstandarden för att reparera bendefekter på grund av trauma, medfödda defekter och kirurgisk resektion. Autogen bentransplantation har dock betydande begränsningar, inklusive donatorsmärta, infektionsrisk och begränsad benvolym som kan isoleras från patienterna 1,2,3,4. Många biomaterial har utvecklats som bensubstitut och kombinerar naturliga eller syntetiska polymerer med mineraliserade material som kalciumfosfat eller hydroxiapatit 5,6. Benbildning i dessa konstruerade material uppnås vanligtvis med hjälp av det mineraliserade materialet som ett primingmaterial för att tillåta stamceller att differentiera direkt till osteoblaster genom intramembranbenbildningsprocessen(IMO) 7. Denna process saknar det angiogena steget, vilket resulterar i otillräcklig in vivo vaskularisering av transplantatet efter implantation 8,9,10, och därför kan metoder som använder en sådan process inte vara optimala för behandling av stora bendefekter 11.

Strategier som används för att rekapitulera den endokondrala benbildningsprocessen (ECO), en medfödd mekanism i skelettbildningen under utvecklingen, har visat sig övervinna betydande problem i samband med traditionella IMO-baserade metoder. I ECO frigör kondrocyter i broskmallen vaskulär endotelial tillväxtfaktor (VEGF), vilket främjar vaskulär infiltration och ombyggnad av broskmallen till ben12. Det ECO-medierade tillvägagångssättet för osteogenes via broskremodellering och angiogenes, som också aktiveras under frakturreparation, använder artificiellt skapad broskvävnad härledd från MSC som primingmaterial. Kondrocyter kan tolerera hypoxi vid bendefekter, inducera angiogenes och omvandla ett kärlfritt brosktransplantat till angiogen vävnad. Många studier har rapporterat att MSC-baserade brosktransplantat genererar ben in vivo genom att implementera ett sådant ECO-program 13,14,15,16,17,18,19,20,21.

Ett viktigt krav för den kliniska tillämpningen av detta ECO-medierade tillvägagångssätt är hur man förbereder den önskade mängden brosktransplantat i en klinisk miljö. Att förbereda kliniskt brosk av en storlek som passar den faktiska bendefekten är inte praktiskt. Därför måste transplantatbrosk bilda ben integrerat när flera fragment implanteras22. Hydrogeler kan vara ett attraktivt verktyg för att skala upp vävnadskonstruerade transplantat för endokondral benbildning. Många naturligt framställda hydrogeler stöder MSC-broskbildning in vitro och ECO in vivo 23,24,25,26,27,28,29,30,31,32; Det optimala stödmaterialet för att uppfylla de kliniska tillämpningskraven har dock inte fastställts. Hyaluronsyra (HA) är en biologiskt nedbrytbar och biokompatibel polysackarid som finns i den extracellulära matrisen av brosk33. HA interagerar med MSC via ytreceptorer såsom CD44 för att stödja kondrogen differentiering 25,26,28,30,31,32,34. Dessutom främjar HA-stödstrukturer IMO-medierad osteogen differentiering av mänskliga tandpulpastamceller35, och stödstrukturer i kombination med kollagen främjar ECO-medierad osteogenes36,37.

Här presenterar vi en metod för att framställa HA-hydrogeler med hjälp av benmärgshärledda vuxna humana MSC och deras användning för hypertrofisk kondrogenes in vitro och efterföljande endokondral benbildning in vivo38. Vi jämförde egenskaperna hos HA med kollagen, ett material som används i stor utsträckning inom benvävnadsteknik med MSC och ett användbart material för att skala upp artificiella transplantat för endokondral ossifikation17. I en immunsupprimerad musmodell utvärderades HA- och kollagenkonstruktioner sådda med humana MSC för in vivo ECO-potential genom subkutan implantation. Resultaten visar att HA-hydrogeler är utmärkta som en byggnadsställning för MSC för att skapa konstgjorda brosktransplantat som tillåter benbildning genom ECO.

Protokollet är uppdelat i två steg. Först prepareras konstruktioner av humana MSC sådda på hyaluronanhydrogel och differentieras till hypertrofiskt brosk in vitro. Därefter implanteras de differentierade konstruktionerna subkutant i en nakenmodell för att inducera endokondral benbildning in vivo (Figur 1).

Protocol

Detta protokoll använder 4 veckor gamla nakna hanmöss. Inhys fyra möss i en bur under en 12 timmars ljus/mörker-cykel vid 22−24 °C och 50%−70% relativ luftfuktighet. Alla djurförsök utfördes i enlighet med de riktlinjer som godkänts av Institutional Animal Care and Use Committee of Tokyo Medical and Dental University (godkännande-ID: A2019-204C, A2020-116A och A2021-121A). 1. Beredning av buffertar och reagenser Bered mesenkymala stamcellsodlingsmedium …

Representative Results

MSC-inkapslade HA-hydrogeler odlades i kondrogent medium kompletterat med TGFβ3, en inducerare av kondrogenes41 (steg 4.1). Vi jämförde egenskaperna hos HA med egenskaperna hos kollagen, som har visat sig vara effektiva för att skapa MSC-baserade konstgjorda brosktransplantat för endokondral benbildning, som beskrivits tidigare38. Odifferentierade MSC inkluderades inte som negativa kontroller i denna studie eftersom det har visats att odifferentierade MSC kräver miner…

Discussion

Att använda lämpliga byggnadsmaterial som främjar övergången från hypertrofiskt brosk till ben är ett lovande tillvägagångssätt för att skala upp MSC-baserade konstruerade hypertrofiska brosktransplantat och behandla bendefekter av kliniskt signifikant storlek. Här visar vi att HA är ett utmärkt byggnadsmaterial för att stödja differentieringen av MSC-baserad hypertrofisk broskvävnad in vitro och för att främja endokondral benbildning in vivo38. Dessutom, i…

Disclosures

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

Detta arbete stöddes av ett bidrag för vetenskaplig forskning (KAKENHI) från Japan Society for the Promotion of Science (JSPS) (anslagsnummer). JP19K10259 och 22K10032 till MAI).

Materials

0.25w/v% Trypsin-1mmol/L EDTA.4Na Solution FUJIFILM Wako Pure Chemical  209-16941
Antisedan Nippon Zenyaku Kogyo
ascorbate-2-phosphate Nacalai Tesque 13571-14
Bambanker GC Lymphotec CS-02-001
basic fibroblastic growth factor Reprocell RCHEOT002 
bovine serum albumin FUJIFILM Wako Pure Chemical  012-23881 7.5 w/v%
Countess Automated Cell Counter with cell counting chamber slides and Trypan Blue stain 0.4% Invitrogen C10283
dexamethasone Merck D8893
Domitor Nippon Zenyaku Kogyo
Dormicum Astellas Pharma
Dulbecco's Modified Eagle Medium Merck D6429 high glucose
Dulbecco's Modified Eagle's Medium/Nutrient Mixture F-12 Ham Merck D6421
Fetal bovine serum Hyclone SH30396.03
Gentamicin sulfate FUJIFILM Wako Pure Chemical  1676045  10 mg/mL
Haccpper Generator TechnoMax CH-400-5QB 50 ppm hypochlorous acid water
Human Mesenchymal Stem Cells Lonza PT-2501
HyStem Cell Culture Scaffold Kit Merck HYS020
IL-1ß PeproTech AF-200-01B
ITS-G supplement FUJIFILM Wako Pure Chemical  090-06741 ×100
L-Alanyl-L-Glutamine FUJIFILM Wako Pure Chemical  016-21841 200mmol/L (×100)
L-proline Nacalai Tesque 29001-42
L-Thyroxine Merck T1775
MSCGM Mesenchymal Stem Cell Growth Medium
BulletKit
Lonza PT-3001
paraffin FUJIFILM Wako Pure Chemical  165-13375
PBS / pH7.4 100ml Medicago 09-2051-100
TGF-β3  Proteintech HZ-1090
Vetorphale Meiji Seika Kaisha
Visiocare Ointment SAVAVET/SAVA Healthcare
β-glycerophosphate FUJIFILM Wako Pure Chemical  048-34332

References

  1. Goldberg, V. M., Stevenson, S. Natural history of autografts and allografts. Clinical Orthopaedics and Related Research. (225), 7-16 (1987).
  2. Amini, A. R., Laurencin, C. T., Nukavarapu, S. P. Bone tissue engineering: recent advances and challenges. Critical Reviews in Biomedical Engineering. 40 (5), 363-408 (2012).
  3. Vining, N. C., Warme, W. J., Mosca, V. S. Comparison of structural bone autografts and allografts in pediatric foot surgery. Critical Reviews in Biomedical Engineering. 32 (7), 719-723 (2012).
  4. Roddy, E., DeBaun, M. R., Daoud-Gray, A., Yang, Y. P., Gardner, M. J. Treatment of critical-sized bone defects: clinical and tissue engineering perspectives. European Journal of Orthopaedic Surgery and Traumatology. 28 (3), 351-362 (2018).
  5. Rezwan, K., Chen, Q. Z., Blaker, J. J., Boccaccini, A. R. Biodegradable and bioactive porous polymer/inorganic composite scaffolds for bone tissue engineering. Biomaterials. 27 (18), 3413-3431 (2006).
  6. Swetha, M., et al. Biocomposites containing natural polymers and hydroxyapatite for bone tissue engineering. International Journal of Biological Macromolecules. 47 (1), 1-4 (2010).
  7. Meijer, G. J., de Bruijn, J. D., Koole, R., van Blitterswijk, C. A. Cell-based bone tissue engineering. PLOS Medicine. 4 (2), e9 (2007).
  8. Tremblay, P. L., Hudon, V., Berthod, F., Germain, L., Auger, F. A. Inosculation of tissue-engineered capillaries with the host’s vasculature in a reconstructed skin transplanted on mice. American Journal of Transplantation. 5 (5), 1002-1010 (2005).
  9. Ko, H. C., Milthorpe, B. K., McFarland, C. D. Engineering thick tissues–the vascularisation problem. European Cells and Materials. 14, 1-19 (2007).
  10. Santos, M. I., Reis, R. L. Vascularization in bone tissue engineering: physiology, current strategies, major hurdles and future challenges. Macromolecular Bioscience. 10 (1), 12-27 (2010).
  11. Almubarak, S., et al. Tissue engineering strategies for promoting vascularized bone regeneration. Bone. 83, 197-209 (2016).
  12. Kronenberg, H. M. Developmental regulation of the growth plate. Nature. 423 (6937), 332-336 (2003).
  13. Farrell, E., et al. Chondrogenic priming of human bone marrow stromal cells: a better route to bone repair. Tissue Engineering Part C: Methods. 15 (2), 285-295 (2009).
  14. Scotti, C., et al. Recapitulation of endochondral bone formation using human adult mesenchymal stem cells as a paradigm for developmental engineering. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 107 (16), 7251-7256 (2010).
  15. Janicki, P., Kasten, P., Kleinschmidt, K., Luginbuehl, R., Richter, W. Chondrogenic pre-induction of human mesenchymal stem cells on beta-TCP: enhanced bone quality by endochondral heterotopic bone formation. Acta Biomaterialia. 6 (8), 3292-3301 (2010).
  16. Farrell, E., et al. In-vivo generation of bone via endochondral ossification by in-vitro chondrogenic priming of adult human and rat mesenchymal stem cells. BMC Musculoskeletal Disorders. 12, 31 (2011).
  17. Scotti, C., et al. Engineering of a functional bone organ through endochondral ossification. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 110 (10), 3997-4002 (2013).
  18. Harada, N., et al. Bone regeneration in a massive rat femur defect through endochondral ossification achieved with chondrogenically differentiated MSCs in a degradable scaffold. Biomaterials. 35 (27), 7800-7810 (2014).
  19. van der Stok, J., et al. Chondrogenically differentiated mesenchymal stromal cell pellets stimulate endochondral bone regeneration in critical-sized bone defects. European Cells and Materials. 27, 137-148 (2014).
  20. Sheehy, E. J., Vinardell, T., Toner, M. E., Buckley, C. T., Kelly, D. J. Altering the architecture of tissue engineered hypertrophic cartilaginous grafts facilitates vascularisation and accelerates mineralisation. PLoS One. 9 (3), e90716 (2014).
  21. Sheehy, E. J., Mesallati, T., Vinardell, T., Kelly, D. J. Engineering cartilage or endochondral bone: a comparison of different naturally derived hydrogels. Acta Biomaterialia. 13, 245-253 (2015).
  22. Bahney, C. S., et al. Stem cell-derived endochondral cartilage stimulates bone healing by tissue transformation. Journal of Bone and Mineral Research. 29 (5), 1269-1282 (2014).
  23. Mauck, R. L., Yuan, X., Tuan, R. S. Chondrogenic differentiation and functional maturation of bovine mesenchymal stem cells in long-term agarose culture. Osteoarthritis Cartilage. 14 (2), 179-189 (2006).
  24. Dickhut, A., Gottwald, E., Steck, E., Heisel, C., Richter, W. Chondrogenesis of mesenchymal stem cells in gel-like biomaterials in vitro and in vivo. Frontiers in Bioscience. 13, 4517-4528 (2008).
  25. Chung, C., Burdick, J. A. Influence of three-dimensional hyaluronic acid microenvironments on mesenchymal stem cell chondrogenesis. Tissue Engineering Part A. 15 (2), 243-254 (2009).
  26. Erickson, I. E., et al. Macromer density influences mesenchymal stem cell chondrogenesis and maturation in photocrosslinked hyaluronic acid hydrogels. Osteoarthritis Cartilage. 17 (12), 1639-1648 (2009).
  27. Sheehy, E. J., Buckley, C. T., Kelly, D. J. Chondrocytes and bone marrow-derived mesenchymal stem cells undergoing chondrogenesis in agarose hydrogels of solid and channelled architectures respond differentially to dynamic culture conditions. Journal of tissue engineering and regenerative medicine. 5 (9), 747-758 (2011).
  28. Erickson, I. E., et al. High mesenchymal stem cell seeding densities in hyaluronic acid hydrogels produce engineered cartilage with native tissue properties. Acta Biomaterialia. 8 (8), 3027-3034 (2012).
  29. Ma, K., Titan, A. L., Stafford, M., Zheng, C., Levenston, M. E. Variations in chondrogenesis of human bone marrow-derived mesenchymal stem cells in fibrin/alginate blended hydrogels. Acta Biomaterialia. 8 (10), 3754-3764 (2012).
  30. Levett, P. A., et al. A biomimetic extracellular matrix for cartilage tissue engineering centered on photocurable gelatin, hyaluronic acid and chondroitin sulfate. Acta Biomaterialia. 10 (1), 214-223 (2014).
  31. Reppel, L., et al. Chondrogenic induction of mesenchymal stromal/stem cells from Wharton’s jelly embedded in alginate hydrogel and without added growth factor: an alternative stem cell source for cartilage tissue engineering. Stem Cell Research & Therapy. 6, 260 (2015).
  32. Amann, E., Wolff, P., Breel, E., van Griensven, M., Balmayor, E. R. Hyaluronic acid facilitates chondrogenesis and matrix deposition of human adipose derived mesenchymal stem cells and human chondrocytes co-cultures. Acta Biomaterialia. 52, 130-144 (2017).
  33. Hemshekhar, M., et al. Emerging roles of hyaluronic acid bioscaffolds in tissue engineering and regenerative medicine. International Journal of Biological Macromolecules. 86, 917-928 (2016).
  34. Pfeifer, C. G., et al. Higher Ratios of Hyaluronic Acid Enhance Chondrogenic Differentiation of Human MSCs in a Hyaluronic Acid-Gelatin Composite Scaffold. Materials (Basel). 9 (5), (2016).
  35. La Noce, M., et al. Hyaluronan-Based Gel Promotes Human Dental Pulp Stem Cells Bone Differentiation by Activating YAP/TAZ Pathway. Cells. 10 (11), (2021).
  36. Thompson, E. M., Matsiko, A., Kelly, D. J., Gleeson, J. P., O’Brien, F. J. An Endochondral Ossification-Based Approach to Bone Repair: Chondrogenically Primed Mesenchymal Stem Cell-Laden Scaffolds Support Greater Repair of Critical-Sized Cranial Defects Than Osteogenically Stimulated Constructs In Vivo. Tissue Engineering Part A. 22 (5-6), 556-567 (2016).
  37. Wang, H., et al. Cell-mediated injectable blend hydrogel-BCP ceramic scaffold for in situ condylar osteochondral repair. Acta Biomaterialia. 123, 364-378 (2021).
  38. Yamazaki, S., et al. Hyaluronic acid hydrogels support to generate integrated bone formation through endochondral ossification in vivo using mesenchymal stem cells. PLoS One. 18 (2), e0281345 (2023).
  39. Zarembinski, T., Skardal, A. . Hydrogels – Smart Materials for Biomedical Applications. , (2019).
  40. Vinardell, T., Sheehy, E. J., Buckley, C. T., Kelly, D. J. A comparison of the functionality and in vivo phenotypic stability of cartilaginous tissues engineered from different stem cell sources. Tissue Engineering Part A. 18 (11-12), 1161-1170 (2012).
  41. Mueller, M. B., et al. Hypertrophy in mesenchymal stem cell chondrogenesis: effect of TGF-beta isoforms and chondrogenic conditioning. Cells Tissues Organs. 192 (3), 158-166 (2010).
  42. Lertkiatmongkol, P., Liao, D., Mei, H., Hu, Y., Newman, P. J. Endothelial functions of platelet/endothelial cell adhesion molecule-1 (CD31). Current Opinion in Hematology. 23 (3), 253-259 (2016).
  43. Kloxin, A. M., Kasko, A. M., Salinas, C. N., Anseth, K. S. Photodegradable hydrogels for dynamic tuning of physical and chemical properties. Science. 324 (5923), 59-63 (2009).
  44. Chan, C. K., et al. Endochondral ossification is required for haematopoietic stem-cell niche formation. Nature. 457 (7228), 490-494 (2009).
  45. Murdoch, A. D., et al. Chondrogenic differentiation of human bone marrow stem cells in transwell cultures: generation of scaffold-free cartilage. Stem Cells. 25 (11), 2786-2796 (2007).
  46. Tortelli, F., Tasso, R., Loiacono, F., Cancedda, R. The development of tissue-engineered bone of different origin through endochondral and intramembranous ossification following the implantation of mesenchymal stem cells and osteoblasts in a murine model. Biomaterials. 31 (2), 242-249 (2010).
  47. Knuth, C. A., Witte-Bouma, J., Ridwan, Y., Wolvius, E. B., Farrell, E. Mesenchymal stem cell-mediated endochondral ossification utilising micropellets and brief chondrogenic priming. European Cells and Materials. 34, 142-161 (2017).
  48. Simmons, C. A., Alsberg, E., Hsiong, S., Kim, W. J., Mooney, D. J. Dual growth factor delivery and controlled scaffold degradation enhance in vivo bone formation by transplanted bone marrow stromal cells. Bone. 35 (2), 562-569 (2004).

Play Video

Cite This Article
Yamazaki, S., Lin, Y., Marukawa, E., Ikeda, M. Integrated Bone Formation Through In Vivo Endochondral Ossification Using Mesenchymal Stem Cells. J. Vis. Exp. (197), e65573, doi:10.3791/65573 (2023).

View Video