Summary

Toma de muestras de líquido cefalorraquídeo y sangre de la vena lateral de la cola en ratas durante los registros de EEG

Published: September 01, 2023
doi:

Summary

El protocolo muestra repetidas recolecciones de líquido cefalorraquídeo y sangre de ratas epilépticas realizadas en paralelo con un monitoreo continuo de video-electroencefalograma (EEG). Estos son fundamentales para explorar posibles vínculos entre los cambios en varias moléculas de fluidos corporales y la actividad convulsiva.

Abstract

Debido a que la composición de los fluidos corporales refleja muchas dinámicas fisiológicas y patológicas, las muestras líquidas biológicas se obtienen comúnmente en muchos contextos experimentales para medir moléculas de interés, como hormonas, factores de crecimiento, proteínas o pequeños ARN no codificantes. Un ejemplo concreto es el muestreo de líquidos biológicos en la investigación de biomarcadores para la epilepsia. En estos estudios, es deseable comparar los niveles de moléculas en el líquido cefalorraquídeo (LCR) y en el plasma, mediante la extracción de LCR y plasma en paralelo y considerando la distancia temporal de la muestra desde y hacia las convulsiones. La combinación de muestras de LCR y plasma, junto con la monitorización por video-EEG en animales epilépticos, es un enfoque prometedor para la validación de biomarcadores diagnósticos y pronósticos putativos. Aquí, se describe un procedimiento combinado de extracción de LCR de la cisterna magna y la toma de muestras de sangre de la vena lateral de la cola en ratas epilépticas que se monitorean continuamente por video-EEG. Este procedimiento ofrece ventajas significativas sobre otras técnicas comúnmente utilizadas. Permite una toma de muestras rápida con un mínimo de dolor o invasividad, y un tiempo de anestesia reducido. Además, se puede utilizar para obtener muestras de LCR y plasma en ratas ancladas y registradas en EEG por telemetría, y se puede utilizar repetidamente durante varios días de experimento. Al minimizar el estrés debido al muestreo mediante el acortamiento de la anestesia con isoflurano, se espera que las medidas reflejen con mayor precisión los niveles reales de las moléculas investigadas en los biofluidos. Dependiendo de la disponibilidad de un ensayo analítico adecuado, esta técnica se puede utilizar para medir los niveles de múltiples moléculas diferentes mientras se realiza el registro de EEG al mismo tiempo.

Introduction

La toma de muestras de líquido cefalorraquídeo (LCR) y sangre son importantes para identificar y validar biomarcadores de epilepsia, tanto en la investigación preclínica como en la clínica 1,2. Hoy en día, el diagnóstico de la epilepsia y la mayor parte de la investigación sobre biomarcadores de epilepsia se centra en el EEG y la neuroimagen 3,4,5. Estos enfoques, sin embargo, presentan varias limitaciones. Además de las mediciones rutinarias del cuero cabelludo, en muchos casos, el EEG requiere técnicas invasivas como electrodos de profundidad6. Los métodos de imagen cerebral tienen poca resolución temporal y espacial y son relativamente caros y requieren mucho tiempo 7,8. Por esta razón, la identificación de biomarcadores no invasivos, de bajo costo y basados en biofluidos proporcionaría una alternativa muy atractiva. Además, estos biomarcadores de biofluidos podrían combinarse con los enfoques diagnósticos disponibles para mejorar su capacidad de predicción.

Los pacientes diagnosticados de epilepsia son sometidos rutinariamente a EEG 9,10 y muestras de sangre 11,12,13,14, y muchos también a la retirada del LCR para excluir causas potencialmente mortales (i.e., infecciones agudas, encefalitis autoinmune)15. Estas muestras de sangre y LCR se pueden utilizar en investigaciones clínicas con el objetivo de identificar biomarcadores de epilepsia. Por ejemplo, Hogg y sus colaboradores han encontrado que un aumento en tres fragmentos plasmáticos de ARNt precede a la aparición de convulsionesen la epilepsia humana. Del mismo modo, los niveles de interleucina-1beta (IL-1β) en el LCR y el suero humanos, expresados como proporción de los niveles de IL-1β en el LCR sobre el suero, pueden predecir el desarrollo de epilepsia postraumática después de una lesión cerebral traumática16. Estos estudios destacan la importancia del muestreo de biofluidos para la investigación de biomarcadores de epilepsia, pero enfrentan múltiples limitaciones intrínsecas a los ensayos clínicos, por ejemplo, el factor cofundador de los fármacos antiepilépticos (FAE) en sangre, la frecuente falta de información etiológica, los controles inadecuados, el número modesto de pacientes y otros17,18.

La investigación preclínica ofrece otras oportunidades para investigar moléculas en biofluidos como posibles biomarcadores de epilepsia. De hecho, es posible extraer plasma y/o LCR de animales mientras se realizan registros de EEG. Además, el muestreo se puede realizar repetidamente a lo largo de varios días del experimento, y se puede utilizar una serie de controles emparejados por edad, sexo y agresiones epilépticas para mejorar la solidez del estudio. Aquí, se describe en detalle una técnica flexible para obtener LCR de cisterna magna con extracción paralela de plasma de la vena de la cola en ratas monitoreadas por EEG. La técnica presentada tiene varias ventajas sobre los métodos alternativos. Mediante el uso de un enfoque de aguja de mariposa, es posible recolectar LCR varias veces sin comprometer la función de los electrodos de EEG o implantes de cabeza similares. Esto representa un refinamiento de los procedimientos de retirada del catéter intratecal, que se asocian con un riesgo relativamente alto de infección. Además, el enfoque de caída libre utilizado para la extracción de sangre es superior a otros enfoques de extracción de sangre en la vena de cola debido al riesgo altamente reducido de hemólisis, debido al hecho de que la sangre no pasa a través de tubos y no se aplica presión de vacío. Si se realiza en condiciones estrictas libres de gérmenes, existe un riesgo particularmente bajo de infección para los animales. Además, al iniciar las extracciones de sangre al final de la cola de los animales, el muestreo se puede repetir varias veces. Estas técnicas son fáciles de dominar y se pueden aplicar en muchos estudios preclínicos de trastornos del sistema nervioso central.

Protocol

Todos los procedimientos experimentales han sido aprobados por el Comité Institucional de Cuidado y Uso de Animales de la Universidad de Ferrara y por el Ministerio de Salud italiano (autorización: D.M. 603/2022-PR) de acuerdo con las directrices descritas en la Directiva del Consejo de las Comunidades Europeas de 24 de noviembre de 1986 (86/609/CEE) sobre la protección de los animales utilizados para experimentación y otros fines científicos. Este protocolo se ajusta específicamente para análisis adicionales de r…

Representative Results

El resultado de diferentes procedimientos de LCR y extracción de sangre realizados en 9 ratas control y 18 ratas epilépticas crónicas, todas ellas implantadas con electrodos al mes post-EE, se informa en términos de tasa de éxito. Después de la implantación, todas las ratas fueron monitoreadas por video-EEG durante 1 mes, durante el cual se extrajo el LCR más sangre 5 veces cada 3 días durante las dos últimas semanas del experimento (es decir, en los días 52, 55, 58, 61 y 64 después de la EE; dpSE). Se utiliz…

Discussion

El presente trabajo ilustra una técnica fácil de dominar de la recolección de LCR y sangre en ratas, que puede ser útil no solo para estudios en modelos de epilepsia, sino también de otras afecciones o enfermedades neurológicas como el Alzheimer, el Parkinson o la esclerosis múltiple. En la investigación de la epilepsia, ambos procedimientos de muestreo junto con el video-EEG son ideales cuando se busca una correlación entre los niveles de diferentes moléculas solubles y la actividad convulsiva. Por esta razón…

Disclosures

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

Este estudio contó con el apoyo de una subvención del Programa de Trabajo Horizonte 2020 de la Unión Europea (convocatoria H2020-FETOPEN-2018-2020) en virtud del acuerdo de subvención 964712 (PRIME; a M. Simonato).

Materials

Blood collection set BD Vacutainer Safety-Lok BD Italy SpA, Milan, Italy 367246 Material
Blood Collection tubes (Microtainer K2E) BD Italy SpA, Milan, Italy 365975 Material
Butterfly Winged Infusion Set 23G x 3/4'' 0.6 x 19 mm Nipro, Osaka, Japan  PSY-23-ET-ICU Material
Centrifuge refrigerated ALC PK 130R DJB Labcare Ltd, Buckinghamshire, England 112000033 Material
Cotton suture 3-0 Ethicon, Johnson & Johnson surgical technologies, Raritan, New Jersey, USA 7343H Material
Diazepam 5 mg/2ml, Solupam Dechra Veterinary Products, Torino, Italy 105183014 (AIC) Solution
Digital video 8-channel media recorder system of telemetry EEG set up Data Sciences International (DSI), St Paul, MN, USA PNM-VIDEO-008 Equipment
Digital video surveillance system of tethered EEG set up EZVIZ Network, Hangzhou, Cina EZVIZ (V5.3.2) Equipment
Disinfectant based on stabilized peroxides and quaternary ammonium activity Laboratoire Garcin-Bactinyl, France LB 920111 Solution
Dummy guide cannula 8 mm Agn Tho's, Lindigö, Sweden CXD-8 Material
Electrode 3-channel two-twisted Invivo1, Plastic One, Roanoke, Virginia, USA MS333/3-B/SPC Material
Electrode holder for stereotxic surgery Agn Tho's, Lindigö, Sweden 1776-P1 Equipment
Eppendorf BioSpectrometer basic Eppendorf AG, Hamburg, Germany 6137 Equipment

Eppendorf PCR Tubes 0.2 mL
Eppendorf Srl, Milan, Italy 30124332 Material
Eppendorf μCuvette G1.0 Eppendorf AG, Hamburg, Germany 6138 Equipment
Feeding needle flexible 17G for rat Agn Tho's, Lindigö Sweden 7206 Material
Grass Technology apparatus Grass Technologies, Natus Neurology Incorporated, Pleasanton, California, USA M665G08 Equipment (AS40 amplifier, head box, interconnecting cables, telefactor model RPSA S40)
Isoflurane 100%, IsoFlo Zoetis, Rome, Italy 103287025 (AIC) Solution
Ketamine (Imalgene) Merial, Toulouse, France 221300288 (AIC) Solution
Lithium chloride  Sigma-Aldrich, Milan, Italy L9650 Material
Microinjection cannula 31G 9 mm Agn Tho's, Lindigö Sweden CXMI-9 Material
MP150 modular data acquisition and analysis system  Biopac, Goleta, California, USA MP150WSW Equipment
Ophthalmic vet ointment, Hylo night Ursapharm, Milan, Italy 941791927 (AIC) Material
Pilocarpine hydrochloride Sigma-Aldrich, Milan, Italy P6503 Material
PTFE Tube with joint Agn Tho's, Lindigö, Sweden JT-10 Material
Saline 0.9% NaCl, pH adjusted to 7.0 Solution
Scopolamine hydrobromide trihydrate Sigma-Aldrich, Milan, Italy S2250 Material
Scopolamine methyl nitrate Sigma-Aldrich, Milan, Italy S1876 Material
Silver sulfadiazine 1% cream  Sofar, Trezzano Rosa, Milan, Italy 025561010 (AIC) Material
Simplex rapid dental methacrylic cement   Kemdent, Associated Dental Products Ltd, Swindon, United Kingdom ACR811 Material
Stereotaxic apparatus David Kopf Instruments, Los Angeles, CA, USA Model 963 Equipment
Sucrose solution 10% sucrose in distilled water Home-made Solution
Syringe 1 mL  Biosigma, Cona, Venezia, Italy 20,71,26,03,00,350 Material
Telemeters Data Sciences International (DSI), St Paul, MN, USA CTA-F40 Material
Telemetry EEG traces analyzer Data Sciences International (DSI), St Paul, MN, USA NeuroScore v3-0 Equipment
Telemetry system Data Sciences International (DSI), St Paul, MN, USA Hardware plus software Ponemah core 6.51 Equipment
Xylazine hydrochloride Sigma-Aldrich, Milan, Italy X1251 Material

References

  1. Hanin, A., et al. Cerebrospinal fluid and blood biomarkers of status epilepticus. Epilepsia. 61 (1), 6-18 (2020).
  2. Pitkänen, A., et al. Advances in the development of biomarkers for epilepsy. The Lancet Neurology. 15 (8), 843-856 (2016).
  3. Dlugos, D., et al. Childhood Absence Epilepsy Study Team (2013). Pretreatment EEG in childhood absence epilepsy: associations with attention and treatment outcome. Neurology. 81 (2), 150-156 (2013).
  4. Lorenzo, N. Y., et al. Intractable frontal lobe epilepsy: pathological and MRI features. Epilepsy research. 20 (2), 171-178 (1995).
  5. van Dellen, E., et al. Epilepsy surgery outcome and functional network alterations in longitudinal MEG: a minimum spanning tree analysis. NeuroImage. 86, 354-363 (2014).
  6. Shah, A. K., Mittal, S. Invasive electroencephalography monitoring: Indications and presurgical planning. Annals of Indian Academy of Neurology. 17 (Suppl 1), S89-S94 (2014).
  7. Whiting, P., et al. A systematic review of the effectiveness and cost-effectiveness of neuroimaging assessments used to visualise the seizure focus in people with refractory epilepsy being considered for surgery. Health technology assessment. 10 (4), 1-iv (2006).
  8. Lenkov, D. N., Volnova, A. B., Pope, A. R., Tsytsarev, V. Advantages and limitations of brain imaging methods in the research of absence epilepsy in humans and animal models. Journal of neuroscience methods. 212 (2), 195-202 (2013).
  9. Leach, J. P., Stephen, L. J., Salveta, C., Brodie, M. J. Which electroencephalography (EEG) for epilepsy? The relative usefulness of different EEG protocols in patients with possible epilepsy. Journal of neurology, neurosurgery, and psychiatry. 77 (9), 1040-1042 (2006).
  10. Huppertz, H. J., et al. Localization of interictal delta and epileptiform EEG activity associated with focal epileptogenic brain lesions. NeuroImage. 13 (1), 15-28 (2001).
  11. Linder, C., et al. Comparison between dried blood spot and plasma sampling for therapeutic drug monitoring of antiepileptic drugs in children with epilepsy: A step towards home sampling. Clinical biochemistry. 50 (7-8), 418-424 (2017).
  12. Wegner, I., Wilhelm, A. J., Lambrechts, D. A., Sander, J. W., Lindhout, D. Effect of oral contraceptives on lamotrigine levels depends on comedication. Acta neurologica Scandinavica. 129 (6), 393-398 (2014).
  13. Palmio, J., et al. CSF and plasma adipokines after tonic-clonic seizures. Seizure. 39, 10-12 (2016).
  14. Hogg, M. C., et al. Elevation in plasma tRNA fragments precede seizures in human epilepsy. Journal of Clinical Investigation. 129 (7), 2946-2951 (2019).
  15. Ellul, M., Solomon, T. Acute encephalitis – diagnosis and management. Clinical medicine. 18 (2), 155-159 (2018).
  16. Diamond, M. L., et al. IL-1β associations with posttraumatic epilepsy development: a genetics and biomarker cohort study. Epilepsia. 55 (7), 1109-1119 (2014).
  17. Auvin, S., et al. Prospective clinical trials to investigate clinical and molecular biomarkers. Epilepsia. 58 (Suppl 3), 20-26 (2017).
  18. Weber, Y. G., Nies, A. T., Schwab, M., Lerche, H. Genetic biomarkers in epilepsy. Neurotherapeutics. 11 (2), 324-333 (2014).
  19. Fornari, R. V., et al. Rodent stereotaxic surgery and animal welfare outcome improvements for behavioral neuroscience. Journal of Visualized Experiments. (59), e3528 (2012).
  20. Geiger, B. M., Frank, L. E., Caldera-Siu, A. D., Pothos, E. N. Survivable stereotaxic surgery in rodents. Journal of Visualized Experiments. (20), e880 (2008).
  21. Gardiner, T. W., Toth, L. A. Stereotactic Surgery and Long-Term Maintenance of Cranial Implants in Research Animals. Contemporary Topics in Laboratory Animal Science. 38 (1), 56-63 (1999).
  22. Westergren, I., Johansson, B. B. Changes in physiological parameters of rat cerebrospinal fluid during chronic sampling: evaluation of two sampling methods. Brain Research Bulletin. 27 (2), 283-286 (1991).
  23. Soukupová, M., et al. Impairment of GABA release in the hippocampus at the time of the first spontaneous seizure in the pilocarpine model of temporal lobe epilepsy. Experimental Neurology. 257, 39-49 (2014).
  24. Soukupová, M., et al. Microdialysis of Excitatory Amino Acids During EEG Recordings in Freely Moving Rats. Journal of Visualized Experiments. (141), e58455 (2018).
  25. Guarino, A., et al. Low-dose 7,8-Dihydroxyflavone Administration After Status Epilepticus Prevents Epilepsy Development. Neurotherapeutics. 19 (6), 1951-1965 (2022).
  26. Curia, G., Longo, D., Biagini, G., Jones, R. S. G., Avoli, M. The pilocarpine model of temporal lobe epilepsy. Journal of Neuroscience Methods. 172 (2), 143-157 (2008).
  27. Racine, R. J. Modification of seizure activity by electrical stimulation: II. Motor seizure. Electroencephalography and Clinical Neurophysiology. 32 (3), 281-294 (1972).
  28. Zou, W., et al. Repeated Blood Collection from Tail Vein of Non-Anesthetized Rats with a Vacuum Blood Collection System. Journal of Visualized Experiments. (130), e55852 (2017).
  29. . Blood sampling: Rat Available from: https://nc3rs.org.uk/3rs-resources/blood-sampling/blood-sampling-rat (2022)
  30. Powles-Glover, N., Kirk, S., Wilkinson, C., Robinson, S., Stewart, J. Assessment of toxicological effects of blood microsampling in the vehicle dosed adult rat. Regulatory Toxicology and Pharmacology. 68 (3), 325-331 (2014).
  31. Zeller, W., Weber, H., Panoussis, B., Bürge, T., Bergmann, R. Refinement of blood sampling from the sublingual vein of rats. Laboratory Animal. 32 (4), 369-376 (1998).
  32. Wang, D., Zhao, Y., Yang, Y., Xie, H. Safety assessment of multiple repeated percutaneous punctures for the collection of cerebrospinal fluid in rats. Brazilian Journal of Medical and Biological Research. 54 (6), e10032 (2021).
  33. Möller, C., et al. Impact of repeated kindled seizures on heart rate rhythms, heart rate variability, and locomotor activity in rats. Epilepsy & Behavior. 92, 36-44 (2019).
  34. Espinosa-Garcia, C., Zeleke, H., Rojas, A. Impact of Stress on Epilepsy: Focus on Neuroinflammation-A Mini Review. International Journal of Molecular Sciences. 22 (8), 4061 (2021).
  35. Cassar, S. C., et al. Comparing levels of biochemical markers in CSF from cannulated and non-cannulated rats. Journal of Neuroscience Methods. 192 (2), 249-253 (2010).
  36. Huang, Y. L., Säljö, A., Suneson, A., Hansson, H. A. Comparison among different approaches for sampling cerebrospinal fluid in rats. Brain Research Bulletin. 41 (5), 273-279 (1996).
  37. Hattori, N., Takumi, A., Saito, K., Saito, Y. Effects of serial cervical or tail blood sampling on toxicity and toxicokinetic evaluation in rats. Journal of Toxicological Sciences. 45 (10), 599-609 (2020).
  38. Roncon, P., et al. MicroRNA profiles in hippocampal granule cells and plasma of rats with pilocarpine-induced epilepsy–comparison with human epileptic samples. Scientific Reports. 5, 14143 (2015).
  39. van Vliet, E. A., et al. Standardization procedure for plasma biomarker analysis in rat models of epileptogenesis: Focus on circulating microRNAs. Epilepsia. 58 (12), 2013-2024 (2017).
  40. Kirschner, M. B., et al. Haemolysis during sample preparation alters microRNA content of plasma. PLoS One. 6 (9), e24145 (2011).
  41. Grimm, H., et al. Advancing the 3Rs: innovation, implementation, ethics and society. Frontiers in Veterinary Science. 10, 1185706 (2023).
check_url/kr/65636?article_type=t

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Soukupová, M., Guarino, A., Asth, L., Marino, P., Barbieri, M., Simonato, M., Zucchini, S. Sampling Cerebrospinal Fluid and Blood from Lateral Tail Vein in Rats During EEG Recordings. J. Vis. Exp. (199), e65636, doi:10.3791/65636 (2023).

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