JoVE Journal > Bioengineering
Summary
Abstract
Introduction
Protocol
Results
Discussion
Disclosures
Acknowledgements
Materials
References
자동 번역
Please note that all translations are automatically generated. Click here for the English version.
생체공학

Aşil Tendonu Sıkışmasının Mekanobiyolojisini İncelemek için Murin Hind Limb Eksplant Modeli

Published: December 08, 2023
doi:
10.3791/65801
, , ,
1Department of Biomedical Engineering,University of Rochester, 2Department of Orthopaedics, Center for Musculoskeletal Research,University of Rochester Medical Center, 3Department of Pharmacology and Physiology,University of Rochester Medical Center

Summary

Tendon sıkışmasının mekanobiyolojisini keşfetmek için uygun bir model sağlayarak, sürekli hücre canlılığı ile murin arka ekstremite eksplantlarında Aşil tendonu insokulasyonunun sıkışmasının neden olduğu fibrokartilajinöz değişikliği yeniden yaratan özel bir deneysel platform ve doku kültürü protokolü sunuyoruz.

Abstract

Tendonun kemiğe çarpması, glikozaminoglikan (GAG) açısından zengin matris birikimi ve kollajen ağının yeniden şekillenmesi ile karakterize lokalize bir fibrokartilaj fenotipi ortaya çıkaran, belirgin şekilde yükselmiş enine kompresyon gerilmesi ile çok eksenli bir mekanik gerilme ortamı oluşturur. Fibrokartilaj, sağlıklı tendonların sıkışmış bölgelerinde normal bir özellik iken, aşırı GAG birikimi ve kollajen ağının düzensizliği tendinopatinin ayırt edici özellikleridir. Buna göre, sıkışma klinik olarak tendinopatinin başlamasında ve ilerlemesinde önemli bir ekstrinsik faktör olarak kabul edilmektedir. Bununla birlikte, tendon sıkışmasının altında yatan mekanobiyoloji yeterince çalışılmamıştır. Tendon sıkışmalarına hücresel yanıtı aydınlatmaya yönelik önceki çabalar, hücrelere tek eksenli kompresyon uygulamış ve tendon eksplantlarını in vitro olarak eksize etmiştir. Bununla birlikte, izole hücreler, mekanoyanıt için çok önemli olan üç boyutlu bir hücre dışı ortamdan yoksundur ve hem in vitro hem de eksize edilmiş eksplant çalışmaları, sıkışan bölgenin anatomik özelliklerine bağlı olarak in vivo tendon sıkışması tarafından üretilen çok eksenli gerilme ortamını özetlemekte başarısız olur. Ayrıca, in vivo tendon sıkışma modelleri, mekanik gerilme ortamı üzerinde kontrolden yoksundur. Bu sınırlamaların üstesinden gelmek için, Aşil tendonu sıkışmasının mekanobiyolojisini incelemek için uygun yeni bir murin arka uzuv eksplant modeli sunuyoruz. Bu model, lokal anatomiyi korumak için Aşil tendonunu yerinde tutar ve hücreleri doğal ortamlarında tutarken, pasif olarak uygulanan ayak bileği dorsifleksiyonu sırasında Aşil tendonunun kalkaneus üzerine sıkışmasının oluşturduğu çok eksenli gerilme ortamını yeniden üretir. Bu modelin ayrılmaz bir parçası olan bir doku kültürü protokolünü tanımlıyoruz ve 7 gün boyunca sürekli eksplant canlılığını belirleyen verileri sunuyoruz. Temsili sonuçlar, artmış histolojik GAG boyaması ve sıkışmaya sekonder azalmış kollajen lif dizilimi olduğunu gösterir, bu da artmış fibrokartilaj oluşumunu düşündürür. Bu model, farklı mekanik yükleme rejimlerini araştırmak için kolayca uyarlanabilir ve sıkışmaya yanıt olarak Aşil tendonundaki fenotipik değişime aracılık eden mekanizmaları tanımlamak için ilgilenilen moleküler yolların manipülasyonuna izin verir.

Introduction

Aşil tendonu ve rotator manşet tendonları da dahil olmak üzere çok sayıda tendon, normal anatomik konumlandırma nedeniyle kemik sıkışması yaşar1,2,3,4. Tendon sıkışması, uzunlamasına lif eksenine enine yönlendirilmiş basınç gerilimi oluşturur5,6,7. Tendon sıkışma bölgeleri, büzülmüş, yuvarlak hücrelerin (fibrokondrositler) belirgin şekilde artmış glikozaminoglikan (GAG) içeriğine sahip düzensiz bir kollajen ağı içine gömüldüğü benzersiz bir fibrokartilaj fenotipi gösterir2,3,4,8,9,10,11,12,13,14,15,16,17,18,19,20,21,22,23,24. Önceki çalışmalar, tendon sıkışması tarafından üretilen farklı mekanik ortamın, altta yatan mekanizmalar belirsiz olsa da, büyük agrega eden proteoglikanların, özellikle de agreganın birikmesini sağlayarak bu GAG açısından zengin matrisi sürdürdüğünü göstermektedir1,3,12,13,25,26,27,28,29,30,31,32,33,34,35,36,37,38,39. Fibrokartilaj, sağlıklı tendonların sıkışmış bölgelerinde normal bir özellik iken, aşırı fibrokartilaj oluşumu ile ilişkili anormal proteoglikan metabolizması, kronik olarak sıkışan tendonlarda orantısız bir şekilde ortaya çıkan yaygın ve zayıflatıcı bir hastalık olan tendinopatinin ayırt edici bir özelliğidir1,40,41,42,43,44,45,46,47,48,49. Buna göre, tendon sıkışması, rotator manşet hastalığı ve insersiyonel Aşil tendinopatisi (IAT) dahil olmak üzere en yaygın tendinopatilerin birçoğunu tetikleyen önemli bir ekstrinsik faktör olarak klinik olarak kabul edilmektedir50,51,52. Günümüzde tendinopati tedavisi yetersizdir. Örneğin, ÖÇT’li hastaların yaklaşık% 47’si başarısız konservatif tedaviden sonra cerrahi müdahaleye ihtiyaç duyar ve postoperatif sonuçlar değişkendir53,54,55,56. Sıkışma ve tendinopati arasındaki belirgin ilişkiye rağmen, sıkışan tendondaki hücrelerin mekanik ortamlarını algıladıkları ve tepki verdikleri mekanobiyolojik mekanizmalar yetersiz tanımlanmıştır, bu da tendinopati patogenezinin anlaşılmasını engellemekte ve yetersiz tedaviye neden olmaktadır.

Eksplant modelleri, tendon mekanobiyolojisi57,58 çalışmasında yararlı araçlardır. Tendon sıkışmasının mekanobiyolojisini anlamaya yönelik ilk adım olarak, daha önce yapılan birkaç çalışma, hücrelere basit tek eksenli kompresyon uygulanmasını veya eksize edilentendon eksplantlarını takiben hücresel yanıtı araştırmıştır 27,29,30,31,32,33,34,39. Bununla birlikte, in vitro hücreler, gerinim transferini kolaylaştıran, mekanik deformasyonla salınan önemli büyüme faktörlerini ve sitokinleri tutan ve mekanotransdüksiyonda rol oynayan fokal yapışma kompleksleri için substrat sağlayan hücre dışı ve periselüler matrislerden yoksundur57,59. Ek olarak, hem in vitro hem de eksize edilmiş eksplant çalışmaları, sıkışan bölgeninanatomik özelliklerine bağlı olarak in vivo tendon sıkışması tarafından üretilen çok eksenli mekanik gerilme ortamını özetlemekte başarısız olmaktadır 5,6. Sıkışan Aşil tendonu girişi bağlamında, bu, retrokalkaneal bursa ve Kager yağ yastığı 60,61,62,63 gibi çevre dokuları içerir. Tersine, tendon sıkışmasının in vivo modelleri 25,28,36,37,38,64,65,66, doğrudan tendona uygulanan yükün büyüklüğü ve sıklığı üzerinde minimum kontrole izin verir, bu da tendon mekanobiyolojisini incelemek için in vivo modellerin iyi bilinen bir sınırlamasıdır 57,58,67,68,69,70. Tendon gerilmesinin in vivo olarak ölçülmesindeki zorluklar göz önüne alındığında, bu modellerde üretilen iç gerinim ortamı genellikle zayıf bir şekilde karakterize edilir.

Bu yazıda, bu doku kültürü protokolü ile eşleştirildiğinde, eksplant kültüründe 7 gün boyunca canlılığı koruyan ve tendon sıkışmasının biyolojik sekellerinin incelenmesine izin veren, tüm murin arka uzuv eksplantları içinde kalkaneus üzerine Aşil tendonu girişinin sıkışmasını yeniden oluşturan özel bir deneysel platform sunuyoruz. Platform, kulpların tutturulması için temel sağlayan 3D baskılı bir polilaktik asit (PLA) tabanı ve 3D baskılı PLA hacim azaltma eki üzerine inşa edilmiştir. Tutamaklar, üst bacak ve dizini Aşil miyotendinöz bileşkesine proksimal, arka bacak kaudal yönü yukarı bakacak şekilde sıkıştırmak için kullanılır ve Aşil tendonunun bir ultrason probu veya ters mikroskop kullanılarak yukarıdan görüntülenmesine izin verir (Şekil 1A). Hacim azaltma eki, tabandaki bir iz boyunca kayar ve gerekli doku kültürü ortamı hacmini azaltır. Arka pençenin etrafına sarılmış örgülü bir çizgi, taban tasarımı ve 3D baskılı bir PLA klipsi kullanılarak platformdan dışarı yönlendirilir. İpi çekerek, arka pençe dorsiflekse edilir ve Aşil tendonu girişi kalkaneusa çarparak enine basınç gerilmesininartmasına neden olur 5,6 (Şekil 1A). Platform, doku kültürü ortamına batırılmış arka bacak eksplantlarını koruyan akrilik bir banyo içinde bulunur. Gergin ipin yapışkan bantla banyonun dışına sabitlenmesi, Aşil tendonu girişinin statik sıkışmasını sağlamak için ayak bileği dorsifleksiyonunu korur. 3D baskılı bileşenler için CAD dosyaları, deneysel ihtiyaçlara uyacak şekilde değişiklik için bir dizi ticari ve ücretsiz, açık kaynaklı CAD yazılımına içe aktarmaya izin veren birden fazla formatta (Ek Dosya 1) sağlanır. İmalat için 3D yazıcılara erişim mevcut değilse, CAD dosyaları, parçaları düşük maliyetle basacak ve gönderecek çevrimiçi 3D baskı hizmetlerine sağlanabilir.

Daha da önemlisi, triceps surae-Achilles kas külotendinöz kompleksi hem diz hem de ayak bileği eklemlerini kapsar 71,72,73. Sonuç olarak, Aşil tendonundaki gerilme gerilmesi diz fleksiyonundan etkilenir. Diz ekstansiyonu Aşil tendonunu gergin hale getirirken, diz fleksiyonu gerginliği azaltır. Önce dizi uzatarak ve daha sonra ayak bileğini pasif olarak dorsiflekse ederek, sıkışan yerleştirmedeki basınç gerilmeleri, gerilme gerilmelerinin üzerine bindirilebilir. Tersine, diz bükülmüş durumdayken ayak bileğini pasif olarak dorsiflekse ederek, gerilme gerilmesi azalır ve basınç gerilmesi kalır. Mevcut protokol bu tür üç koşulu araştırıyor. 1) Statik sıkışma için, gerginliği azaltmak için diz bükülürken, girişi sıkıştırmak için ayak tibiaya göre < 110°'ye kadar dorsifleks edilir. 2) Başlangıç gerginlik grubu için, ayak bileği diz uzatılmış olarak 145 ° dorsifleksiyonun üzerine uzatılır ve yerleştirmede ağırlıklı olarak gerilme gerilimi oluşturur. 3) Yüksüz grup için, eksplantlar, dışarıdan uygulanan yükün yokluğunda diz ve ayak bileği nötr pozisyonlarda olacak şekilde bir Petri kabında kültürlenir. Yukarıda belirtilen açılar, ayak ve kaval kemiğinin 180°'lik bir açıyla paralel ve 90°'lik bir açıyla dik olduğu bir koordinat sistemine göre fotoğrafik olarak ölçülür.

Protokolün temel adımları şunları içerir: 1) arka bacak eksplantlarının diseksiyonu ve cildin ve plantaris tendonunun dikkatli bir şekilde çıkarılması; 2) 48 saatlik bir deksametazon ön işlemini takiben eksplant kültürü; 3) doku kesiti ve histolojik boyama; ve 4) fibrokartilaj oluşumunu değerlendirmek için renkli görüntü analizi. Diseksiyonu takiben, her bir arka ekstremite eksplantı, deksametazon74 ile takviye edilmiş kültür ortamında 48 saat boyunca ön işleme tabi tutulur. Her fareden alınan kontralateral uzuvlar, biyolojik değişkenliği kontrol etmeye yardımcı olan ikili karşılaştırma için ayrı deney gruplarına atanır. Ön işlemden sonra, eksplantlar yukarıda tarif edildiği gibi platformlara yerleştirilir ve 7 gün daha kültürlenir (Şekil 1B). 48 saatlik ön işlemden hemen sonra eksplantların çıkarıldığı bir ön işlem görmüş (0. gün) grubuna ek karşılaştırmalar yapılır.

Eksplant kültüründen sonra, arka bacaklar kesilir, formalin sabitlenir, kireçten arındırılır ve parafine gömülür. Sagital oryantasyonda seri kesitleme, Aşil tendonunun miyotendinöz bileşkeden kalkaneal girişe kadar görselleştirilmesini sağlarken, kesit derinliğinin tüm tendon boyunca izlenmesine izin verir. Terminal deoksinükleotidil transferaz (TdT) aracılı dUTP X-nick etiketleme (TUNEL), apoptoza sekonder DNA hasarını görselleştirmek ve canlılığı değerlendirmek için kullanılır. GAG boyamasındaki değişiklikleri ölçmek için toluidin mavisi histolojisi ve özel renkli görüntü analizi yapılır. Toluidin mavisi boyalı doku kesitleri daha sonra kollajen lif organizasyonundaki değişiklikleri karakterize etmek için SHG görüntülemesi için kullanılır (Şekil 1B).

Sağlanan temsili sonuçlar, GAG’den zengin matrisin histolojik olarak boyanmasının değiştiğini ve model içinde 7 günlük statik sıkışma ile oluşturulan hücre dışı kollajen ağının düzensizliğini göstermektedir. Bu model, sıkışmaya bağlı fibrokartilajinöz değişimin altında yatan moleküler mekanizmaları araştırmak için kullanılabilir.

Protocol

Tüm hayvan çalışmaları, Rochester Üniversitesi Hayvan Kaynakları Komitesi tarafından onaylandı. 1. Doku kültürü ortamının hazırlanması Dulbecco’nun Modifiye Kartal Ortamında (1x DMEM) tüm eksplantları 37 °C ve% 5 CO2’de bir inkübatörde %1 v / v penisilin-streptomisin ve 200 μM L-askorbik asit ile kültürleyin. İlk 48 saatlik ön işlem için, her bir eksplantın 100 nM deksametazon74 ile desteklenmiş 70 mL …

Representative Results

TUNEL boyalı doku kesitlerinin temsili görüntüleri, deney gruplarında 7 günlük eksplant kültüründen sonra Aşil tendonunun gövdesinde minimal apoptotik çekirdekleri göstermektedir (Şekil 2A). Bu görüntülerin nicelleştirilmesi, doku kültürü protokolünün, yükleme koşulları boyunca 7 günlük eksplant kültüründen sonra Aşil tendonu içinde ortalama ‘e kadar canlılığı koruduğuna dair kanıt sağlar (Şekil 2B). <p class="jov…

Discussion

Bu çalışmada tarif edilen doku kültürü protokolü ile eşleştirilmiş deneysel murin arka ekstremite eksplant platformu, Aşil tendonu girişinde sıkışmaya bağlı fibrokartilaj oluşumunun mekanobiyolojisini incelemek için uygun bir model sağlar. Bu eksplant modelinin faydası, 7 günlük statik sıkışmadan sonra Toluidin mavisi boyamasında önemli ve mekansal olarak heterojen bir değişiklikle birlikte hücre canlılığının korunmasını gösteren temsili sonuçlarla gösterilmiştir. Bu bulgular, di…

Disclosures

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

Yazarlar, Rochester Üniversitesi Kas-İskelet Araştırmaları Merkezi’nin Histoloji, Biyokimya ve Moleküler Görüntüleme (HBMI) Çekirdeği’nden Jeff Fox ve Vidya Venkatramani tarafından sağlanan ve kısmen P30AR06965 tarafından finanse edilen destek ve yardım için minnettardır. Ek olarak, yazarlar multifoton mikroskobu ile ilgili yardımları için Rochester Üniversitesi Tıp Merkezi’ndeki Işık Mikroskobu ve Nanoskobu Merkezi’ne (CALMN) teşekkür eder. Bu çalışma R01 AR070765 ve R01 AR070765-04S1’in yanı sıra 1R35GM147054 ve 1R01AR082349 tarafından finanse edilmiştir.

Materials

Absorbent underpads VWR 82020-845 For benchtop dissection
Acrylic bath Source One X001G46CB1 Contains the explant platform submerged in culture media
Autoclave bin Thermo Scientific 13-361-20 Used as secondary containment, holds two platforms
Base – – 3D printed from CAD files provided as Supplementary Files
Braided line KastKing 30lb test Used to wrap around paw and apply ankle dorsiflexion
Clip – – 3D printed from CAD files provided as Supplementary Files
Cover glass Fisherbrand 12-541-034 Rectangular, No. 2, 50 mm x 24 mm
Cytoseal XYL VWR 8312-4 Xylene-based mounting media for coverslipping Toluidine blue stained tissue sections
Dexamethasone MP Biomedical LLC 194561 CAS#50-02-2
Dimethyl sulfoxide (DMSO), anhydrous Invitrogen by ThermoFisher D12345 CAS#67-68-5, use to solubilize dexamethasone into concentrated stock solutions
Double-sided tape Scotch Brand 34-8724-5195-9 To attach sandpaper to Grip platens
Dulbecco's Modified Eagle Medium (1X DMEM) Gibco by ThermoFisher 11965092 high glucose, (-) pyruvate, (+) glutamine
EDTA tetrasodium salt dihydrate Thermo Scientific Chemicals J15700.A1 CAS#10378-23-1, used to make 14% EDTA solution for sample decalcifcation
Ethanol, 200 proof Thermo Scientific T038181000 CAS#64-17-5, 1 L supply
Foam biopsy pads Leica 3801000 Used with processing cassettes, help hold ankle joints in desired position during fixation and decalcification
Forceps, #SS Standard Inox Dumont 11203-23 Straight, smooth, fine tips
Forceps, Micro-Adson 4.75" Fisherbrand 13-820-073 Straight, fine tips with serrated teeth
Garnet Sandpaper, 50-D Grit Norton M600060 01518 Or other coarse grit sandpaper
Glacial acetic acid Fisher Chemical A38S-500 CAS#64-19-7, for adjusting pH of sodium acetate buffer used for Toluidine blue histology, as well as 14% EDTA decalcification solution
Grips ADMET GV-100NT-A4 Stainless steel vice grips, screws and springs described in the protocol are included
Histobond Adhesive Microscope Slides VWR 16005-108 Sagittal sections of hind limbs explants reliably adhere to these slides through all staining protocols
In situ Cell Death Detection Kit, TMR Red Roche 12156792910 TUNEL assay
Labeling tape Fisherbrand 15-959 Or any other labeling tape of preference
L-ascorbic acid Sigma-Aldrich A4544-100G CAS#50-81-7, for culture media formulation
Neutral buffered formalin, 10% Leica 3800600 For sample fixation, 5 gallon supply
Nunc petri dishes Sigma-Aldrich P7741-1CS 100 mm diameter x 25 mm height, maintain explants submerged in 70 mL of culture media as described in protocol
Penicillin-streptomycin (100X) Gibco by ThermoFisher 15140122 Add 5 mL to 500 mL 1X DMEM for 1% v/v (1X) working concentration
Polylactic acid (PLA) 1.75 mm filament Hatchbox – Choose filament diameter compatible with your 3D printer extruder, in color of choice.
Processing cassettes Leica 3802631 For fixation, decalcification and paraffin embedding
Prolong Gold Antifade Reagent with DAPI Invitrogen by ThermoFisher P36931 Mounting media for coverslipping tissue sections after TUNEL
Proteinase K Fisher BioReagents BP1700-50 CAS#39450-01-6, used for antigen retrieval in TUNEL protocol
Scissors, Fine FST 14094-11 Straight, sharp
Slide Staining Set, 12-place Mercedes Scientific  MER 1011 Rack with 12 stain dishes and slide dippers for Toluidine blue histology
Sodium acetate, anhydrous Thermo Scientific Chemicals A1318430 CAS#127-09-3, used to make buffer for Toluidine blue histology
Tissue-Tek Accu-Edge Low Profile Microtome Blades VWR 25608-964 For paraffin sectioning
Toluidine Blue O Thermo Scientific Chemicals 348601000 CAS#92-31-9
Volume Reduction Insert – – 3D printed from CAD files provided as Supplementary Files
Xylenes Leica 3803665 4 gallon supply for histological staining
DOWNLOAD MATERIALS LIST

References

  1. Cook, J. L., Purdam, C. Is compressive load a factor in the development of tendinopathy. Br J Sports Med. 46 (3), 163-168 (2012).
  2. Benjamin, M., Qin, S., Ralphs, J. R. Fibrocartilage associated with human tendons and their pulleys. J Anat. 187 (Pt 3), 625-633 (1995).
  3. Benjamin, M., Ralphs, J. R. Fibrocartilage in tendons and ligaments – an adaptation to compressive load. J Anat. 193 (4), 481-494 (1998).
  4. Benjamin, M., Theobald, P., Suzuki, D., Toumi, H. The anatomy of the Achilles tendon. The Achilles Tendon. 3, 5-16 (2007).
  5. Chimenti, R. L., et al. Insertional achilles tendinopathy associated with altered transverse compressive and axial tensile strain during ankle dorsiflexion. J Orthop Res. 35 (4), 910-915 (2017).
  6. Mora, K. E., et al. Ultrasound strain mapping of the mouse Achilles tendon during passive dorsiflexion. J Biomech. 132, 110920 (2022).
  7. Pringels, L., et al. Intratendinous pressure changes in the Achilles tendon during stretching and eccentric loading: Implications for Achilles tendinopathy. Scand J Med Sci Sports. 33 (5), 619-630 (2023).
  8. Koob, T. J., Vogel, K. G. Site-related variations in glycosaminoglycan content and swelling properties of bovine flexor tendon. J Orthop Res. 5 (3), 414-424 (1987).
  9. Vogel, K. G., Koob, T. J. Structural specialization in tendons under compression. Int Rev Cytol. 115, 267-293 (1989).
  10. Vogel, K. G., Ordög, A., Pogány, G., Oláh, J. Proteoglycans in the compressed region of human tibialis posterior tendon and in ligaments. J Orthop Res. 11 (1), 68-77 (1993).
  11. Vogel, K. G., Sandy, J. D., Pogány, G., Robbins, J. R. Aggrecan in bovine tendon. Matrix Biol. 14 (2), 171-179 (1994).
  12. Robbins, J. R., Vogel, K. G. Regional expression of mRNA for proteoglycans and collagen in tendon. Eur J Cell Biol. 64 (2), 264-270 (1994).
  13. Vogel, K., Gordon, S. I., Blair, S. J., Fine, L. J. . Repetitive motion disorders of the upper extremity. , (1995).
  14. Benjamin, M., Tyers, R. N., Ralphs, J. R. Age-related changes in tendon fibrocartilage. J Anat. 179, 127-136 (1991).
  15. Ralphs, J. R., Benjamin, M., Thornett, A. Cell and matrix biology of the suprapatella in the rat: a structural and immunocytochemical study of fibrocartilage in a tendon subject to compression. Anat Rec. 231 (2), 167-177 (1991).
  16. Rufai, A., Benjamin, M., Ralphs, J. R. Development and ageing of phenotypically distinct fibrocartilages associated with the rat Achilles tendon. Anat Embryol (Berl). 186 (6), 611-618 (1992).
  17. Rufai, A., Ralphs, J. R., Benjamin, M. Ultrastructure of fibrocartilages at the insertion of the rat Achilles tendon. J Anat. 189 (Pt 1), 185-191 (1996).
  18. Waggett, A. D., Ralphs, J. R., Kwan, A. P. L., Woodnutt, D., Benjamin, M. Characterization of collagens and proteoglycans at the insertion of the human achilles tendon. Matrix Biol. 16 (8), 457-470 (1998).
  19. Ralphs, J., et al. Regional differences in cell shape and gap junction expression in rat Achilles tendon: relation to fibrocartilage differentiation. J Anat. 193 (pt 2), 215-222 (1998).
  20. Milz, S., et al. Three-dimensional reconstructions of the Achilles tendon insertion in man. J Anat. 200 (Pt 2), 145-152 (2002).
  21. Tischer, T., Milz, S., Maier, M., Schieker, M., Benjamin, M. An immunohistochemical study of the rabbit suprapatella, a sesamoid fibrocartilage in the quadriceps tendon containing aggrecan. J Histochem Cytochem. 50 (7), 955-960 (2002).
  22. Esquisatto, M. A., Joazeiro, P. P., Pimentel, E. R., Gomes, L. The effect of age on the structure and composition of rat tendon fibrocartilage. Cell Biol Int. 31 (6), 570-577 (2007).
  23. Matuszewski, P. E., et al. Regional variation in human supraspinatus tendon proteoglycans: Decorin, biglycan, and aggrecan. Connect Tissue Res. 53 (5), 343-348 (2012).
  24. Buckley, M. R., Huffman, G. R., Iozzo, R. V., Birk, D. E., Soslowsky, L. J. The location-specific role of proteoglycans in the flexor carpi ulnaris tendon. Connect Tissue Res. 54 (6), 367-373 (2013).
  25. Gillard, G. C., Reilly, H. C., Bell-Booth, P. G., Flint, M. H. The influence of mechanical forces on the glycosaminoglycan content of the rabbit flexor digitorum profundus tendon. Connect Tissue Res. 7 (1), 37-46 (1979).
  26. Giori, N. J., Beaupre, G. S., Carter, D. R. Cellular shape and pressure may mediate mechanical control of tissue composition in tendons. J Orthop Res. 11 (4), 581-591 (1993).
  27. Wren, T. A., Beaupré, G. S., Carter, D. R. Mechanobiology of tendon adaptation to compressive loading through fibrocartilaginous metaplasia. J Rehabil Res Dev. 37 (2), 135-143 (2000).
  28. Malaviya, P., et al. An in vivo model for load-modulated remodeling in the rabbit flexor tendon. J Orthop Res. 18 (1), 116-125 (2000).
  29. Shim, J. W., Elder, S. H. Influence of Cyclic Hydrostatic Pressure on Fibrocartilaginous Metaplasia of Achilles Tendon Fibroblasts. Biomech Model Mechanobiol. 5 (4), 247-252 (2006).
  30. Koob, T. J., Clark, P. E., Hernandez, D. J., Thurmond, F. A., Vogel, K. G. Compression loading in vitro regulates proteoglycan synthesis by tendon fibrocartilage. Arch Biochem Biophys. 298 (1), 303-312 (1992).
  31. Evanko, S. P., Vogel, K. G. Proteoglycan Synthesis in Fetal Tendon Is Differentially Regulated by Cyclic Compression in Vitro. Arch Biochem Biophys. 307 (1), 153-164 (1993).
  32. Vogel, K. G. The effect of compressive loading on proteoglycan turnover in cultured fetal tendon. Connect Tissue Res. 34 (3), 227-237 (1996).
  33. Thornton, G. M., et al. Changes in mechanical loading lead to tendon specific alterations in MMP and TIMP expression: influence of stress deprivation and intermittent cyclic hydrostatic compression on rat supraspinatus and Achilles tendons. Br J Sports Med. 44 (10), 698-703 (2010).
  34. Robbins, J. R., Evanko, S. P., Vogel, K. G. Mechanical Loading and TGF-β Regulate Proteoglycan Synthesis in Tendon. Arch Biochem Biophys. 342 (2), 203-211 (1997).
  35. Docking, S., Samiric, T., Scase, E., Purdam, C., Cook, J. Relationship between compressive loading and ECM changes in tendons. Muscles Ligaments Tendons J. 3 (1), 7-11 (2013).
  36. Wang, X., et al. Aberrant TGF-β activation in bone tendon insertion induces enthesopathy-like disease. J Clin Invest. 128 (2), 846-860 (2018).
  37. Cong, G. T., et al. Evaluating the role of subacromial impingement in rotator cuff tendinopathy: Development and analysis of a novel murine model. J Orthop Res. 36 (10), 2780-2788 (2018).
  38. Liu, Y., et al. Evaluating the role of subacromial impingement in rotator cuff tendinopathy: development and analysis of a novel rat model. J Shoulder Elbow Surg. 31 (9), 1898-1908 (2022).
  39. Majima, T., et al. Compressive compared with tensile loading of medial collateral ligament scar in vitro uniquely influences mRNA levels for aggrecan, collagen type II, and collagenase. J Orthop Res. 18 (4), 524-531 (2000).
  40. Hopkins, C., et al. Critical review on the socio-economic impact of tendinopathy. Asia Pac J Sports Med, Arthrosc, Rehabil Technol. 4, 9-20 (2016).
  41. Scott, A., Ashe, M. C. Common tendinopathies in the upper and lower extremities. Curr Sports Med Rep. 5 (5), 233-241 (2006).
  42. Maffulli, N., Wong, J., Almekinders, L. C. Types and epidemiology of tendinopathy. Clin Sports Med. 22 (4), 675-692 (2003).
  43. Bah, I., et al. Tensile mechanical changes in the Achilles tendon due to Insertional Achilles tendinopathy. J Mech Behav Biomed Mater. 112, 104031 (2020).
  44. Maffulli, N., Reaper, J., Ewen, S. W. B., Waterston, S. W., Barrass, V. Chondral Metaplasia in Calcific Insertional Tendinopathy of the Achilles Tendon. Clin J Sport Med. 16 (4), 329-334 (2006).
  45. Corps, A. N., et al. Increased expression of aggrecan and biglycan mRNA in Achilles tendinopathy. Rheumatology (Oxford). 45 (3), 291-294 (2006).
  46. Scott, A., et al. Increased versican content is associated with tendinosis pathology in the patellar tendon of athletes with jumper’s knee. Scand J Med Sci Sports. 18 (4), 427-435 (2008).
  47. Attia, M., et al. Greater glycosaminoglycan content in human patellar tendon biopsies is associated with more pain and a lower VISA score. Br J Sports Med. 48 (6), 469-475 (2014).
  48. Kujala, U. M., Sarna, S., Kaprio, J. Cumulative Incidence of Achilles Tendon Rupture and Tendinopathy in Male Former Elite Athletes. Clin J Sport Med. 15 (3), 133-135 (2005).
  49. Corps, A. N., et al. Changes in matrix protein biochemistry and the expression of mRNA encoding matrix proteins and metalloproteinases in posterior tibialis tendinopathy. Ann Rheum Dis. 71 (5), 746-752 (2012).
  50. Neer, C. S. Anterior acromioplasty for the chronic impingement syndrome in the shoulder: a preliminary report. J Bone Joint Surg Am. 54 (1), 41-50 (1972).
  51. Bigliani, L. U., Ticker, J. B., Flatow, E. L., Soslowsky, L. J., Mow, V. C. The relationship of acromial architecture to rotator cuff disease. Clin Sports Med. 10 (4), 823-838 (1991).
  52. Chimenti, R. L., Cychosz, C. C., Hall, M. M., Phisitkul, P. Current Concepts Review Update Insertional Achilles Tendinopathy. Foot Ankle Int. 38 (10), 1160-1169 (2017).
  53. Nicholson, C. W., Berlet, G. C., Lee, T. H. Prediction of the Success of Nonoperative Treatment of Insertional Achilles Tendinosis Based on MRI. Foot Ankle Int. 28 (4), 472-477 (2007).
  54. Lohrer, H., David, S., Nauck, T. Surgical treatment for achilles tendinopathy – a systematic review. BMC musculoskelet disord. 17 (1), 207 (2016).
  55. McGarvey, W. C., Palumbo, R. C., Baxter, D. E., Leibman, B. D. Insertional Achilles Tendinosis: Surgical Treatment Through a Central Tendon Splitting Approach. Foot Ankle Int. 23 (1), 19-25 (2002).
  56. Maffulli, N., et al. Surgery for chronic Achilles tendinopathy produces worse results in women. Disabil Rehabil. 30 (20-22), 1714-1720 (1714).
  57. Wunderli, S. L., Blache, U., Snedeker, J. G. Tendon explant models for physiologically relevant in vitro study of tissue biology – a perspective. Connect Tissue Res. 61 (3-4), 262-277 (2020).
  58. Dyment, N. A., et al. A brief history of tendon and ligament bioreactors: Impact and future prospects. J Orthop Res. 38 (11), 2318-2330 (2020).
  59. Screen, H. R. C., Berk, D. E., Kadler, K. E., Ramirez, F., Young, M. F. Tendon Functional Extracellular Matrix. J Orthop Res. 33 (6), 793-799 (2015).
  60. Theobald, P., et al. The functional anatomy of Kager’s fat pad in relation to retrocalcaneal problems and other hindfoot disorders. J Anat. 208 (1), 91-97 (2006).
  61. Ghazzawi, A., Theobald, P., Pugh, N., Byrne, C., Nokes, L. Quantifying the motion of Kager’s fat pad. J Orthop Res. 27 (11), 1457-1460 (2009).
  62. Malagelada, F., et al. Pressure changes in the Kager fat pad at the extremes of ankle motion suggest a potential role in Achilles tendinopathy. Knee Surg Sports Traumatol Arthrosc. 28 (1), 148-154 (2020).
  63. Shaw, H. M., Benjamin, M. Structure-function relationships of entheses in relation to mechanical load and exercise. Scand J Med Sci Sports. 17 (4), 303-315 (2007).
  64. Soslowsky, L. J., et al. Rotator cuff tendinosis in an animal model: role of extrinsic and overuse factors. Ann Biomed Eng. 30 (8), 1057-1063 (2002).
  65. Schneeberger, A. G., Nyffeler, R. W., Gerber, C. Structural changes of the rotator cuff caused by experimental subacromial impingement in the rat. J Shoulder Elbow Surg. 7 (4), 375-380 (1998).
  66. Croen, B. J., et al. Chronic subacromial impingement leads to supraspinatus muscle functional and morphological changes: Evaluation in a murine model. J Orthop Res. 39 (10), 2243-2251 (2021).
  67. Andarawis-Puri, N., Flatow, E. L. Tendon fatigue in response to mechanical loading. J Musculoskelet Neuronal Interact. 11 (2), 106-114 (2011).
  68. Gains, C. C., Giannapoulos, A., Zamboulis, D. E., Lopez-Tremoleda, J., Screen, H. R. C. Development and application of a novel in vivo overload model of the Achilles tendon in rat. J Biomech. 151, 111546 (2023).
  69. Williamson, P. M., et al. A passive ankle dorsiflexion testing system to assess mechanobiological and structural response to cyclic loading in rat Achilles tendon. J Biomech. 156, 111664 (2023).
  70. Pedaprolu, K., Szczesny, S. E. A Novel, Open-Source, Low-Cost Bioreactor for Load-Controlled Cyclic Loading of Tendon Explants. J Biomech Eng. 144 (8), 084505 (2022).
  71. Orishimo, K. F., et al. Effect of Knee Flexion Angle on Achilles Tendon Force and Ankle Joint Plantarflexion Moment During Passive Dorsiflexion. J Foot Ankle Surg. 47 (1), 34-39 (2008).
  72. Liu, C. L., et al. Influence of different knee and ankle ranges of motion on the elasticity of triceps surae muscles, Achilles tendon, and plantar fascia. Sci Rep. 10 (1), 6643 (2020).
  73. Cruz-Montecinos, C., et al. Soleus muscle and Achilles tendon compressive stiffness is related to knee and ankle positioning. J Electromyogr Kinesiol. 66, 102698 (2022).
  74. Connizzo, B. K., Grodzinsky, A. J. Lose-dose administration of dexamethasone is beneficial in preventing secondary tendon damage in a stress-deprived joint injury explant model. J Orthop Res. 38 (1), 139-149 (2020).
  75. Wunderli, S. L., et al. Tendon response to matrix unloading is determined by the patho-physiological niche. Matrix Biol. 89, 11-26 (2020).
  76. Yabusaki, K., et al. A Novel Quantitative Approach for Eliminating Sample-To-Sample Variation Using a Hue Saturation Value Analysis Program. PloS one. 9 (3), e89627 (2014).
  77. Gao, J., Messner, K., Ralphs, J. R., Benjamin, M. An immunohistochemical study of enthesis development in the medial collateral ligament of the rat knee joint. Anat Embryol. 194 (4), 399-406 (1996).
  78. Han, S. K., Wouters, W. A. J., Clark, A., Herzog, W. Mechanically induced calcium signaling in chondrocytes in situ. J Orthop Res. 30 (3), 475-481 (2012).
  79. Han, W., et al. Impact of cellular microenvironment and mechanical perturbation on calcium signalling in meniscus fibrochondrocytes. Eur Cell Mater. 27, 321-331 (2014).
  80. Rossetti, L., et al. The microstructure and micromechanics of the tendon-bone insertion. Nat Mater. 16 (6), 664-670 (2017).
  81. Sartori, J., Köhring, S., Witte, H., Fischer, M. S., Löffler, M. Three-dimensional imaging of the fibrous microstructure of Achilles tendon entheses in Mus musculus. J Anat. 233 (3), 370-380 (2018).
  82. Eliasberg, C. D., et al. Identification of Inflammatory Mediators in Tendinopathy Using a Murine Subacromial Impingement Model. J Orthop Res. 37 (12), 2575-2582 (2019).
  83. Zhang, Y., et al. Expression of alarmins in a murine rotator cuff tendinopathy model. J Orthop Res. 38 (11), 2513-2520 (2020).
  84. Zhang, X., et al. Assessment of Mitochondrial Dysfunction in a Murine Model of Supraspinatus Tendinopathy. J Bone Joint Surg. Am. 103 (2), 174-183 (2021).
  85. Liu, Y., et al. The role of Indian Hedgehog Signaling in tendon response to subacromial impingement: evaluation using a mouse model. Am J Sports Med. 50 (2), 362-370 (2022).
  86. Wang, T., et al. Load-induced regulation of tendon homeostasis by SPARC, a genetic predisposition factor for tendon and ligament injuries. Sci Transl Med. 13 (582), eabe5738 (2021).
  87. Passini, F. S., et al. Shear-stress sensing by PIEZO1 regulates tendon stiffness in rodents and influences jumping performance in humans. Nat Biomed Eng. 5 (12), 1457-1471 (2021).
  88. Jones, D. L., et al. Mechanoepigenetic regulation of extracellular matrix homeostasis via Yap and Taz. Proc Natl Acad Sci U S A. 120 (22), e2211947120 (2023).
  89. Connizzo, B. K., Grodzinsky, A. J. Release of pro-inflammatory cytokines from muscle and bone causes tenocyte death in a novel rotator cuff in vitro explant culture model. Connect Tissue Res. 59 (5), 423-436 (2018).
  90. Rees, S. G., et al. Catabolism of aggrecan, decorin and biglycan in tendon. Biochem J. 350 (Pt 1), 181-188 (2000).
  91. Samiric, T., Ilic, M. Z., Handley, C. J. Large aggregating and small leucine-rich proteoglycans are degraded by different pathways and at different rates in tendon. Eur J Biochem. 271 (17), 3612-3620 (2004).
  92. Rees, S. G., Curtis, C. L., Dent, C. M., Caterson, B. Catabolism of aggrecan proteoglycan aggregate components in short-term explant cultures of tendon. Matrix Biol. 24 (3), 219-231 (2005).
  93. Taye, N., Karoulias, S. Z., Hubmacher, D. The "other" 15-40%: The Role of Non-Collagenous Extracellular Matrix Proteins and Minor Collagens in Tendon. J Orthop Res. 38 (1), 23-35 (2020).
  94. Carvalho, H. F., Felisbino, S. L. The development of the pressure-bearing tendon of the bullfrog, Rana catesbeiana. Anat Embryol. 200 (1), 55-64 (1999).
  95. Carvalho, H. F., Felisbino, S. L., Covizi, D. Z., Della Colleta, H. H., Gomes, L. Structure and proteoglycan composition of specialized regions of the elastic tendon of the chicken wing. Cell Tissue Res. 300 (3), 435-446 (2000).
  96. van Sterkenburg, M. N., Kerkhoffs, G. M., Kleipool, R. P., Niek van Dijk, C. The plantaris tendon and a potential role in mid-portion Achilles tendinopathy: an observational anatomical study. J Anat. 218 (3), 336-341 (2011).
  97. Lee, A. H., Elliott, D. M. Comparative multi-scale hierarchical structure of the tail, plantaris, and Achilles tendons in the rat. J Anat. 234 (2), 252-262 (2019).
  98. Lee, A. H., Elliott, D. M. Multi-Scale Loading and Damage Mechanisms of Plantaris and Rat Tail Tendons. J Orthop Res. 37 (8), 1827-1837 (2019).
  99. Fan, H. M., Shrestha, L., Guo, Y., Tao, H. R., Sun, Y. L. The twisted structure of the rat Achilles tendon. J Anat. 239 (5), 1134-1140 (2021).
  100. Cutlip, R. G., Stauber, W. T., Willison, R. H., McIntosh, T. A., Means, K. H. Dynamometer for rat plantar flexor muscles in vivo. Med Biol Eng Comput. 35 (5), 540-543 (1997).
  101. Rijkelijkhuizen, J. M., Baan, G. C., de Haan, A., de Ruiter, C. J., Huijing, P. A. Extramuscular myofascial force transmission for in situ rat medial gastrocnemius and plantaris muscles in progressive stages of dissection. J Exp Biol. 208 (Pt 1), 129-140 (2005).
  102. Saxena, A., Bareither, D. Magnetic Resonance and Cadaveric Findings of the Incidence of Plantaris Tendon. Foot Ankle Int. 21 (7), 570-572 (2000).
  103. dos Santos, M. A., Bertelli, J. A., Kechele, P. R., Duarte, H. Anatomical study of the plantaris tendon: reliability as a tendo-osseous graft. Surg Radiol Anat. 31 (1), 59-61 (2009).
  104. Sartori, J., Köhring, S., Bruns, S., Moosmann, J., Hammel, J. U. Gaining Insight into the Deformation of Achilles Tendon Entheses in Mice. Adv Eng Mater. 23 (11), 2100085 (2021).

Tags

Murine Hind LimbExplant ModelMechanobiologyAchilles Tendon ImpingementMultiaxial Mechanical StrainFibrocartilageTendinopathyIn Vitro ModelIn Vivo ModelExtracellular MatrixGlycosaminoglycan (GAG)Collagen Network

Play Video
PDF
DOI
DOWNLOAD MATERIALS LIST
Cite This Article
Wise, B. C., Mora, K. E., Lee, W., Buckley, M. R. Murine Hind Limb Explant Model for Studying the Mechanobiology of Achilles Tendon Impingement. J. Vis. Exp. (202), e65801, doi:10.3791/65801 (2023).
Download Citation
Reprints and Permissions

View Video

✖

To prove you're not a robot, please enter the text in the image below

CAPTCHA Image
Play CAPTCHA Audio
Refresh Image