Summary

Métabolomique artérioveineuse pour mesurer l’échange de métabolites in vivo dans le tissu adipeux brun

Published: October 06, 2023
doi:

Summary

Dans ce protocole, les méthodes pertinentes pour la métabolomique artérioveineuse optimisée pour les MTD utilisant la GC-MS dans un modèle murin sont décrites. Ces méthodes permettent d’acquérir des informations précieuses sur l’échange de métabolites médié par les MTD au niveau de l’organisme.

Abstract

Le tissu adipeux brun (MTD) joue un rôle crucial dans la régulation de l’homéostasie métabolique grâce à un processus unique de dépense énergétique connu sous le nom de thermogenèse sans frisson. Pour y parvenir, BAT utilise un menu diversifié de nutriments circulants pour répondre à sa forte demande métabolique. De plus, la MTD sécrète des facteurs bioactifs dérivés de métabolites qui peuvent servir de carburants métaboliques ou de molécules de signalisation, facilitant la communication intratissulaire et/ou intertissulaire médiée par les MTD. Cela suggère que la MTD participe activement à l’échange systémique de métabolites, une caractéristique intéressante qui commence à être explorée. Ici, nous présentons un protocole pour la métabolomique artérioveineuse BAT optimisée in vivo au niveau de la souris. Le protocole se concentre sur des méthodes pertinentes pour les stimulations thermogéniques et une technique de prélèvement sanguin artérioveineux utilisant la veine de Sulzer, qui draine sélectivement le sang veineux interscapulaire dérivé de MTD et le sang artériel systémique. Ensuite, un protocole métabolomique basé sur la chromatographie en phase gazeuse utilisant ces échantillons de sang est démontré. L’utilisation de cette technique devrait permettre d’élargir la compréhension de l’échange de métabolites régulés par les MTD au niveau inter-organes en mesurant l’absorption et la libération nettes de métabolites par les MTD.

Introduction

Le tissu adipeux brun (MTD) possède une propriété unique de dépense énergétique connue sous le nom de thermogenèse sans frisson (NST), qui implique à la fois des mécanismes dépendants de la protéine de découplage mitochondrial 1 (UCP1) et indépendants de l’UCP1 1,2,3,4,5. Ces caractéristiques distinctives impliquent la MTD dans la régulation du métabolisme systémique et la pathogenèse des maladies métaboliques, notamment l’obésité, le diabète de type 2, les maladies cardiovasculaires et la cachexie cancéreuse 6,7,8. Des études rétrospectives récentes ont montré une association inverse entre la masse MTD et/ou son activité métabolique avec l’obésité, l’hyperglycémie et la santé cardiométabolique chez l’homme 9,10,11.

Récemment, la MTD a été proposée comme un puits métabolique responsable du maintien de la NST, car elle nécessite des quantités substantielles de nutriments circulants comme carburant thermogénique 6,7. De plus, la MTD peut générer et libérer des facteurs bioactifs, appelés adipokines brunes ou BATokines, qui agissent comme des signaux endocriniens et/ou paracrines, indiquant son implication active dans l’homéostasie métabolique au niveau des systèmes 12,13,14,15. Par conséquent, la compréhension du métabolisme des nutriments de la MTD devrait améliorer notre compréhension de sa signification physiopathologique chez l’homme, au-delà de son rôle conventionnel en tant qu’organe thermorégulateur.

Des études métabolomiques utilisant des traceurs d’isotopes stables, en combinaison avec des études classiques d’absorption des nutriments utilisant des radiotraceurs non métabolisables, ont considérablement amélioré notre compréhension des nutriments qui sont préférentiellement absorbés par les MTD et de la manière dont ils sont utilisés 16,17,18,19,20,21,22,23,24,25,26,27. Par exemple, des études de traceurs radioactifs ont démontré que les MTD activés par le froid absorbent le glucose, les acides gras liés aux lipoprotéines et les acides aminés à chaîne ramifiée 16,17,18,19,20,21,22,23,27. Le traçage isotopique récent combiné à des études métabolomiques nous a permis de mesurer le devenir métabolique et le flux de ces nutriments dans les tissus et les cellules en culture 24,25,26,28,29,30. Cependant, ces analyses se concentrent principalement sur l’utilisation individuelle des nutriments, ce qui nous laisse avec une connaissance limitée des rôles systémiques des MTD dans l’échange de métabolites organiques. Les questions concernant la série spécifique de nutriments circulants consommés par les MTD et leurs contributions quantitatives en termes de carbone et d’azote restent insaisissables. De plus, l’exploration de la capacité de la MTD à générer et à libérer des BATokines dérivées de métabolites (par exemple, des lipokines) à l’aide de nutriments ne fait que commencer 12,13,14,15,31,32.

L’analyse sanguine artérioveineuse est une approche physiologique classique utilisée pour évaluer l’absorption ou la libération spécifique de molécules circulantes dans les organes/tissus. Cette technique a déjà été appliquée à la MTD interscapulaire de rats pour mesurer l’oxygène et plusieurs métabolites, établissant ainsi la MTD comme le site majeur de la thermogenèse adaptative avec son potentiel catabolique 33,34,35,36,37. Récemment, une étude artérioveineuse utilisant la MTD interscapulaire de rat a été couplée à une approche transomique, conduisant à l’identification de BATokines non découvertes libérées par la MTD38 stimulée thermiquement.

Les progrès récents de la métabolomique basée sur la chromatographie en phase gazeuse à haute sensibilité et la chromatographie liquide et la spectrométrie de masse (GC-MS et LC-MS) ont ravivé l’intérêt pour les études artérioveineuses pour l’analyse quantitative de l’échange de métabolites spécifiques à un organe 39,40,41. Ces techniques, avec leur pouvoir de résolution élevé et leur précision de masse, permettent l’analyse complète d’une large gamme de métabolites à partir de petites quantités d’échantillons.

Dans le cadre de ces avancées, une étude récente a réussi à adapter la métabolomique artérioveineuse à l’étude de la MTD au niveau de la souris, permettant l’analyse quantitative des activités d’échange de métabolites dans la MTD dans différentes conditions42. Cet article présente un protocole de métabolomique artérioveineuse ciblant les MTD en utilisant la GC-MS dans un modèle murin C57BL/6J.

Protocol

Toutes les expériences ont été menées avec l’approbation du Comité institutionnel de protection et d’utilisation des animaux de l’Université Sungkyunkwan (IACUC). Les souris ont été hébergées dans une animalerie approuvée par l’IACUC, située dans une salle blanche réglée à 22 °C et 45 % d’humidité, après un cycle jour/lumière de 12 heures. Ils ont été gardés dans des racks ventilés et ont eu accès à un régime alimentaire standard ad libitum (comprenant 60 % de glucides, 16 % de protéi…

Representative Results

La figure 1 illustre le schéma expérimental de la métabolomique AV optimisée pour les MTD. Comme mentionné dans la section Protocole, pour obtenir des tissus adipeux bruns stimulés de manière différentielle, les souris subissent une acclimatation à la température à l’aide d’incubateurs pour rongeurs ou reçoivent une administration pharmacologique telle que des agonistes des récepteurs β-adrénergiques. Par la suite, les souris sont anesthésiées et des échantillons de san…

Discussion

Une étape essentielle pour comprendre le potentiel métabolique de la MTD dans l’équilibre énergétique de l’ensemble du corps consiste à définir les nutriments qu’elle consomme, comment ils sont métaboliques et quels métabolites sont libérés dans la circulation. Ce protocole introduit une technique spécialisée de prélèvement artérioveineux qui permet d’accéder à la vascularisation veineuse de la MTD interscapulaire et à la vascularisation artérielle systémique chez les souris C57BL/6J, qui a ?…

Disclosures

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

Nous remercions tous les membres des laboratoires Choi et Jung pour la discussion méthodologique. Nous remercions C. Jang et D. Guertin pour leurs conseils et leurs commentaires. Nous remercions M.S. Choi pour sa lecture critique du manuscrit. Ces travaux ont été financés par NRF-2022R1C1C1012034 à S.M.J. ; NRF-2022R1C1C1007023 à D.W.C ; NRF-2022R1A4A3024551 à S.M.J. et D.W.C. Ce travail a été soutenu par l’Université nationale de Chungnam pour W.T.K. Figure 1 et Figure 2 ont été créées à l’aide de BioRender (http://biorender.com/).

Materials

0.5-20 µL Filter Tips Axygen AX.TF-20-R-S
1 mL Syringe with attached needle – 26 G 5/8" BD Biosciences 309597
Agilent 5977B GC/MSD (mass selective detector) Agilent G7077B
Agilent 7693A Autosampler Agilent G4513A
Agilent 8890 GC System Agilent G3542A
Agilent J&W GC column (Capilary column) HP-5MS UI Agilent 19091S-433UI
Agilent MassHunter Workstation software_MS Quantitative analysis(Quant-My-way) Agilent G3335-90240
C57BL/6J mouse DBL C57BL/6JBomTac
CentriVap -50 °C Cold Trap (with Stainless steel Lid) LABCONCO  7811041
DL-Norvaline Sigma-Aldrich N7502-25G
Eppendorf centrifuge 5430R Eppendorf 5428000210
Eppendorf Safe-Lock Tubes 1.5 mL Eppendorf 30120086
Glass insert 250 μL  Agilent 5181-1270
Methanol (LC-MS grade) Sigma-Aldrich Q34966-1L
Methoxyamine hydrochloride Sigma-Aldrich 226904-5G
Microvette 200 Serum, 200 µL, cap red, flat base Sarstedt 20.1290.100
MTBSTFA Sigma-Aldrich 394882-100ML
Pyridine(anhydrous, 99.8%) Sigma-Aldrich 270970-100ML
Refrigerated CentriVap Complete Vaccum Concentrators LABCONCO  7310041
Rodent diet SAFE SAFE R+40-10
Rodent incubator Power scientific RIT33SD
Ultra-Fine Pen Needles – 29 G 1/2" BD Biosciences 328203
Vial Cap 9 mm Agilent 5190-9067
Vial, ambr scrw wrtn 2 mL Agilent 5190-9063
Vial, ambr scrw wrtn 2 mL+A2:C40 Axygen PCR-02-C

References

  1. Cannon, B., Nedergaard, J. Brown adipose tissue: function and physiological significance. Physiol Rev. 84 (1), 277-359 (2004).
  2. Ikeda, K., et al. UCP1-independent signaling involving SERCA2b-mediated calcium cycling regulates beige fat thermogenesis and systemic glucose homeostasis. Nat Med. 23 (12), 1454-1465 (2017).
  3. Kazak, L., et al. A creatine-driven substrate cycle enhances energy expenditure and thermogenesis in beige fat. Cell. 163 (3), 643-655 (2015).
  4. Rahbani, J. F., et al. Creatine kinase B controls futile creatine cycling in thermogenic fat. Nature. 590 (7846), 480-485 (2021).
  5. Ukropec, J., Anunciado, R. P., Ravussin, Y., Hulver, M. W., Kozak, L. P. UCP1-independent thermogenesis in white adipose tissue of cold-acclimated Ucp1-/- mice. J Biol Chem. 281 (42), 31894-31908 (2006).
  6. Chen, K. Y., et al. Opportunities and challenges in the therapeutic activation of human energy expenditure and thermogenesis to manage obesity. J Biol Chem. 295 (7), 1926-1942 (2020).
  7. Wolfrum, C., Gerhart-Hines, Z. Fueling the fire of adipose thermogenesis. Science. 375 (6586), 1229-1231 (2022).
  8. Seki, T., et al. Brown-fat-mediated tumour suppression by cold-altered global metabolism. Nature. 608 (7922), 421-428 (2022).
  9. Becher, T., et al. Brown adipose tissue is associated with cardiometabolic health. Nat Med. 27 (1), 58-65 (2021).
  10. Chondronikola, M., et al. Brown adipose tissue improves whole-body glucose homeostasis and insulin sensitivity in humans. Diabetes. 63 (12), 4089-4099 (2014).
  11. Yoneshiro, T., et al. Recruited brown adipose tissue as an antiobesity agent in humans. J Clin Invest. 123 (8), 3404-3408 (2013).
  12. Villarroya, F., Cereijo, R., Villarroya, J., Giralt, M. Brown adipose tissue as a secretory organ. Nat Rev Endocrinol. 13 (1), 26-35 (2017).
  13. Villarroya, J., et al. New insights into the secretory functions of brown adipose tissue. J Endocrinol. 243 (2), R19-R27 (2019).
  14. Scheele, C., Wolfrum, C. Brown adipose crosstalk in tissue plasticity and human metabolism. Endocr Rev. 41 (1), 53-65 (2020).
  15. Scheja, L., Heeren, J. The endocrine function of adipose tissues in health and cardiometabolic disease. Nat Rev Endocrinol. 15 (9), 507-524 (2019).
  16. Nedergaard, J., Bengtsson, T., Cannon, B. Unexpected evidence for active brown adipose tissue in adult humans. Am J Physiol Endocrinol Metab. 293 (2), E444-E452 (2007).
  17. Cypess, A. M., et al. Identification and importance of brown adipose tissue in adult humans. N Engl J Med. 360 (15), 1509-1517 (2009).
  18. Virtanen, K. A., et al. Functional brown adipose tissue in healthy adults. N Engl J Med. 360 (15), 1518-1525 (2009).
  19. van Marken Lichtenbelt, W. D., et al. Cold-activated brown adipose tissue in healthy men. N Engl J Med. 360 (15), 1500-1508 (2009).
  20. Saito, M., et al. High incidence of metabolically active brown adipose tissue in healthy adult humans: effects of cold exposure and adiposity. Diabetes. 58 (7), 1526-1531 (2009).
  21. Labbe, S. M., et al. In vivo measurement of energy substrate contribution to cold-induced brown adipose tissue thermogenesis. FASEB J. 29 (5), 2046-2058 (2015).
  22. Yoneshiro, T., et al. BCAA catabolism in brown fat controls energy homeostasis through SLC25A44. Nature. 572 (7771), 614-619 (2019).
  23. Ouellet, V., et al. Brown adipose tissue oxidative metabolism contributes to energy expenditure during acute cold exposure in humans. J Clin Invest. 122 (2), 545-552 (2012).
  24. Jung, S. M., et al. In vivo isotope tracing reveals the versatility of glucose as a brown adipose tissue substrate. Cell Rep. 36 (4), 109459 (2021).
  25. Wang, Z., et al. Chronic cold exposure enhances glucose oxidation in brown adipose tissue. EMBO Rep. 21 (11), e50085 (2020).
  26. Hui, S., et al. Quantitative fluxomics of circulating metabolites. Cell Metab. 32 (4), 676-688 (2020).
  27. Bartelt, A., et al. Brown adipose tissue activity controls triglyceride clearance. Nat Med. 17 (2), 200-205 (2011).
  28. Held, N. M., et al. Pyruvate dehydrogenase complex plays a central role in brown adipocyte energy expenditure and fuel utilization during short-term beta-adrenergic activation. Sci Rep. 8 (1), 9562 (2018).
  29. Panic, V., et al. Mitochondrial pyruvate carrier is required for optimal brown fat thermogenesis. Elife. 9, e52558 (2020).
  30. Winther, S., et al. Restricting glycolysis impairs brown adipocyte glucose and oxygen consumption. Am J Physiol Endocrinol Metab. 314 (3), E214-E223 (2018).
  31. Lynes, M. D., et al. The cold-induced lipokine 12,13-diHOME promotes fatty acid transport into brown adipose tissue. Nat Med. 23 (5), 631-637 (2017).
  32. Shamsi, F., Wang, C. H., Tseng, Y. H. The evolving view of thermogenic adipocytes – ontogeny, niche and function. Nat Rev Endocrinol. 17 (12), 726-744 (2021).
  33. Trayhurn, P. Fatty acid synthesis in vivo in brown adipose tissue, liver and white adipose tissue of the cold-acclimated rat. FEBS Lett. 104 (1), 13-16 (1979).
  34. Foster, D. O., Frydman, M. L., Usher, J. R. Nonshivering thermogenesis in the rat. I. The relation between drug-induced changes in thermogenesis and changes in the concentration of plasma cyclic AMP. Can J Physiol Pharmacol. 55 (1), 52-64 (1977).
  35. Foster, D. O., Frydman, M. L. Nonshivering thermogenesis in the rat. II. Measurements of blood flow with microspheres point to brown adipose tissue as the dominant site of the calorigenesis induced by noradrenaline. Can J Physiol Pharmacol. 56 (1), 110-122 (1978).
  36. Foster, D. O., Frydman, M. L. Tissue distribution of cold-induced thermogenesis in conscious warm- or cold-acclimated rats reevaluated from changes in tissue blood flow: the dominant role of brown adipose tissue in the replacement of shivering by nonshivering thermogenesis. Can J Physiol Pharmacol. 57 (3), 257-270 (1979).
  37. Lopez-Soriano, F. J., Alemany, M. Effect of cold-temperature exposure and acclimation on amino acid pool changes and enzyme activities of rat brown adipose tissue. Biochim Biophys Acta. 925 (3), 265-271 (1987).
  38. Cereijo, R., et al. CXCL14, a brown adipokine that mediates brown-fat-to-macrophage communication in thermogenic adaptation. Cell Metab. 28 (5), 750-763 (2018).
  39. Jang, C., Chen, L., Rabinowitz, J. D. Metabolomics and Isotope Tracing. Cell. 173 (4), 822-837 (2018).
  40. Murashige, D., et al. Comprehensive quantification of fuel use by the failing and nonfailing human heart. Science. 370 (6514), 364-368 (2020).
  41. Jang, C., et al. Metabolite exchange between mammalian organs quantified in pigs. Cell Metab. 30 (3), 594-606 (2019).
  42. Park, G., et al. Quantitative analysis of metabolic fluxes in brown fat and skeletal muscle during thermogenesis. Nat Metab. 5 (7), 1204-1220 (2023).
  43. Skop, V., Xiao, C., Liu, N., Gavrilova, O., Reitman, M. L. The effects of housing density on mouse thermal physiology depend on sex and ambient temperature. Mol Metab. 53, 101332 (2021).
  44. Himms-Hagen, J., et al. Effect of CL-316,243, a thermogenic beta 3-agonist, on energy balance and brown and white adipose tissues in rats. Am J Physiol. 266 (4 Pt 2), R1371-R1382 (1994).
  45. Mottillo, E. P., et al. Coupling of lipolysis and de novo lipogenesis in brown, beige, and white adipose tissues during chronic beta3-adrenergic receptor activation. J Lipid Res. 55 (11), 2276-2286 (2014).
  46. Smith, R. E., Roberts, J. C. Thermogenesis of brown adipose tissue in cold-acclimated rats. Am J Physiol. 206, 143-148 (1964).
  47. Mestres-Arenas, A., Cairo, M., Peyrou, M., Villarroya, F. Blood sampling for arteriovenous difference measurements across interscapular brown adipose tissue in rat. Methods Mol Biol. 2448, 273-282 (2022).
  48. Yu, Z., et al. Differences between human plasma and serum metabolite profiles. PLoS One. 6 (7), e21230 (2011).
  49. Kaluarachchi, M., et al. A comparison of human serum and plasma metabolites using untargeted (1)H NMR spectroscopy and UPLC-MS. Metabolomics. 14 (3), 32 (2018).
  50. Beckonert, O., et al. Metabolic profiling, metabolomic and metabonomic procedures for NMR spectroscopy of urine, plasma, serum and tissue extracts. Nat Protoc. 2 (11), 2692-2703 (2007).
  51. Gonzalez-Dominguez, R., Gonzalez-Dominguez, A., Sayago, A., Fernandez-Recamales, A. Recommendations and best practices for standardizing the pre-analytical processing of blood and urine samples in metabolomics. Metabolites. 10 (6), 229 (2020).
  52. Jung, S. M., et al. Stable isotope tracing and metabolomics to study in vivo brown adipose tissue metabolic fluxes. Methods Mol Biol. 2448, 119-130 (2022).
  53. Ngo, J., et al. Mitochondrial morphology controls fatty acid utilization by changing CPT1 sensitivity to malonyl-CoA. EMBO J. 42 (11), e111901 (2023).
  54. Yoo, H. J., et al. MsrB1-regulated GAPDH oxidation plays programmatic roles in shaping metabolic and inflammatory signatures during macrophage activation. Cell Rep. 41 (6), 111598 (2022).
  55. Straw, J. A., Fregly, M. J. Evaluation of thyroid and adrenal-pituitary function during cold acclimation. J Appl Physiol. 23 (6), 825-830 (1967).
  56. Silva, J. E., Larsen, P. R. Potential of brown adipose tissue type II thyroxine 5′-deiodinase as a local and systemic source of triiodothyronine in rats. J Clin Invest. 76 (6), 2296-2305 (1985).
  57. Wilkerson, J. E., Raven, P. B., Bolduan, N. W., Horvath, S. M. Adaptations in man’s adrenal function in response to acute cold stress. J Appl Physiol. 36 (2), 183-189 (1974).
  58. Wagner, J. A., Horvath, S. M., Kitagawa, K., Bolduan, N. W. Comparisons of blood and urinary responses to cold exposures in young and older men and women. J Gerontol. 42 (2), 173-179 (1987).
  59. Lee, P., et al. Mild cold exposure modulates fibroblast growth factor 21 (FGF21) diurnal rhythm in humans: relationship between FGF21 levels, lipolysis, and cold-induced thermogenesis. J Clin Endocrinol Metab. 98 (1), E98-E102 (2013).
  60. Ameka, M., et al. Liver derived FGF21 maintains core body temperature during acute cold exposure. Sci Rep. 9 (1), 630 (2019).
  61. Shimano, M., Ouchi, N., Walsh, K. Cardiokines: recent progress in elucidating the cardiac secretome. Circulation. 126 (21), e327-e332 (2012).
  62. Planavila, A., Fernandez-Sola, J., Villarroya, F. Cardiokines as modulators of stress-induced cardiac disorders. Adv Protein Chem Struct Biol. 108, 227-256 (2017).
  63. Dettmer, K., Aronov, P. A., Hammock, B. D. Mass spectrometry-based metabolomics. Mass Spectrom Rev. 26 (1), 51-78 (2007).
  64. Lu, W., et al. Metabolite measurement: pitfalls to avoid and practices to follow. Annu Rev Biochem. 86, 277-304 (2017).
  65. Collins, S. L., Koo, I., Peters, J. M., Smith, P. B., Patterson, A. D. Current challenges and recent developments in mass spectrometry-based metabolomics. Annu Rev Anal Chem (Palo Alto Calif). 14 (1), 467-487 (2021).
  66. Beale, D. J., et al. Review of recent developments in GC-MS approaches to metabolomics-based research). Metabolomics. 14 (11), 152 (2018).
  67. Bae, H., Lam, K., Jang, C. Metabolic flux between organs measured by arteriovenous metabolite gradients. Exp Mol Med. 54 (9), 1354-1366 (2022).
  68. Paulus, A., Drude, N., van Marken Lichtenbelt, W., Mottaghy, F. M., Bauwens, M. Brown adipose tissue uptake of triglyceride-rich lipoprotein-derived fatty acids in diabetic or obese mice under different temperature conditions. EJNMMI Res. 10 (1), 127 (2020).
  69. Ohlson, K. B., Mohell, N., Cannon, B., Lindahl, S. G., Nedergaard, J. Thermogenesis in brown adipocytes is inhibited by volatile anesthetic agents. A factor contributing to hypothermia in infants. Anesthesiology. 81 (1), 176-183 (1994).
  70. Ohlson, K. B., et al. Inhibitory effects of halothane on the thermogenic pathway in brown adipocytes: localization to adenylyl cyclase and mitochondrial fatty acid oxidation. Biochem Pharmacol. 68 (3), 463-477 (2004).
  71. Ohlson, K. B., Lindahl, S. G., Cannon, B., Nedergaard, J. Thermogenesis inhibition in brown adipocytes is a specific property of volatile anesthetics. Anesthesiology. 98 (2), 437-448 (2003).
check_url/kr/66012?article_type=t

Play Video

Cite This Article
Lee, S., Lim, G., Kim, S., Kim, H., Roh, Y. J., Kim, W., Choi, D. W., Jung, S. M. Arteriovenous Metabolomics to Measure In Vivo Metabolite Exchange in Brown Adipose Tissue. J. Vis. Exp. (200), e66012, doi:10.3791/66012 (2023).

View Video