Name: Detectar a localização Subcellular da proteína por marcação de proteína de fluorescência verde e 4 6-Diamidino-2-phenylindole de coloração em Caenorhabditis elegans (Vídeo) | JoVE Journal
Uploaded: 2018-07-30T13:00:00.000+00:00
Duration: 9 min 36 s
Description: Aprenda a rastrear a translocação nuclear de proteínas sob estresse térmico em Caenorhabditis elegans usando GFP e coloração DAPI. Este método rápido permite observar simultaneamente a localização subcelular e o núcleo.

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As cepas de c. elegans utilizadas neste estudo foram obtidas a partir do centro de genética Caenorhabditis, que é apoiado pelo National Institutes of Health - escritório da infra-estrutura de programas de pesquisa (OD010440 P40). Este trabalho foi financiado pelo NIH: 1R03AG048578-01 Jun Liang, CUNY-CCRG 1501 Jun Liang e PSC-CUNY 66184-00 44 e 45 67248-00 a Jun Liang. Agradecemos Cathy Savage-Dunn gentilmente partilha o seu espaço de laboratório. Todas as imagens de fluorescência foram coletadas no Queens College Core Facility. Agradecemos a William J. Rice por seus comentários sobre o manuscrito.

1. soluções
<ol><li>
Placas NGM
	<ol>
<li>Em um Erlenmeyer de 2 L, adicione 3 g de NaCl, 17 g de ágar-ágar, 2,5 g de peptona e 975 mL de dH2tampa do O. a boca do balão com folha de alumínio. Autoclave o balão de 50 min. resfriá-lo por 20 a 30 min.</li>
		<li>Em seguida, adicionar soluções esterilizadas: 1 mL de 1 M CaCl2, 1ml de colesterol de 5 mg/mL em etanol, 1ml de 1m MgSO4e 25 mL de tampão de4 (pH 6,0) de KPO 1 M. Agite as soluções para misturá-los bem.</li>
		<li>Usando um líquido dispensador, dispense a solução NGM para placas de Petri de 60 mm. Enche as 2/3 placas de ágar-ágar. Armazená-los em um recipiente hermético a 4 ° C para uso futuro.</li>
	</ol>
</li>
	<li>
Buffer de4 M 1 KPO (pH 6,0)
	<ol>
<li>Dissolver 10,83 g de KH2PO4 e 3,56 g de K2HPO4 em dH2O e, em seguida, ajustar o volume total de 100 mL. Autoclave a solução por 15 min.</li>
	</ol>
</li>
	<li>
M9
	<ol>
<li>Dissolver 3 g de KH2PO4, 6G Na2HPO4, 5g de NaCl em dH2O, adicionar 1 mL de 1 M MgSO4e ajustar o volume total de 1 L.</li>
	</ol>
</li>
	<li>
DAPI 10 µ g/mL
	<ol>
<li>Adicione 1 µ l de 10 mg/mL DAPI em 999 µ l de dH2O.</li>
	</ol>
</li>
	<li>
álcool a 95% (v/v)
	<ol>
<li>Medir 95 mL de álcool a 100% e adicionar água destilada para ajustar o volume a 100 mL.</li>
	</ol>
</li>
	<li>
acetona 30% (v/v)
	<ol>
<li>Adicionar 30 mL de acetona para dH2O e ajustar o volume total de 100 mL.</li>
	</ol>
</li>
</ol>2. Stress de calor
<ol><li>Gere uma matriz extracromossômico linha com uma construção translacional de alvo genes9,10. Como alternativa, obter tais linhas de Caenorhabditis genética Center (CGC), que é um recurso público para pesquisa de c. elegans , ou um laboratório de pesquisa publicados anteriormente.</li>
	<li>Integre as linhas extracromossômico o genoma, expondo worms para 3.800 Rad γ-radiação9. Em seguida, selecione as linhas estàvel expressas para que cada animal expressa uma proteína marcador como um rolo ou GFP.</li>
	<li>Para remover mutações geradas durante a radiação, outcross as linhas pelo menos 2 x. Usamos esta linha de transgênica para detectar alterações de padrão de expressão de proteínas sob estresse.</li>
	<li>Prepare-se placas de worm NGM conforme descrito no passo 1.1. Raia um clone OP50 e cultura de bactérias no líquido LB caldo durante a noite. Sementes, as placas NGM com líquido OP50 cultura e incubam as placas em uma incubadora de 37 ° C durante a noite para crescer um gramado de bactérias como fonte de alimento para os vermes. Arrefecer as placas em temperatura ambiente pelo menos 30 min antes de usar.</li>
	<li>Cresce a linha transgénica a 20 ° C, sem fome pelo menos 2 gerações anteriores o ensaio de stress de calor.</li>
	<li>Pick 8 – 10 jovens adultos gravid (útero repleto de ovos) para uma nova placa de verme e, em seguida, deixá-los pôr ovos para cerca de 3 – 5 h e retire todos os adultos as chapas.</li>
	<li>Para sincronizar os vermes, deixe os ovos eclodem e crescem as larvas para cerca de 48 h, a quarta fase larval (L4). Examine sua estrutura de vulva (uma estrutura de meia-lua) para identificar a L4 de fase (Figura 1, seta)11.</li>
	<li>Coloca as placas de verme com as larvas L4 em uma incubadora de 35 ° C por 2 – 5 h atingir o stress de calor. Coloque um termómetro na incubadora para medir com precisão a temperatura.</li>
</ol>3. DAPI coloração
<ol><li>
Fixação de etanol
	<ol>
<li>Adicione 10 µ l de buffer M9 no centro de uma lâmina de vidro.</li>
		<li>Escolher os vermes de calor-choque da etapa 2.8 e colocá-los para o buffer de M9 sobre a lâmina de vidro.<ol>
<li>Alternativamente, lavar a placa com M9-centrifugar a 1.000 x g por 1 min à temperatura ambiente e descartar o sobrenadante. Adicione os vermes para a lâmina de vidro.</li>
		</ol>
</li>
		<li>Use um tecido macio para escorrer qualquer excesso de líquido. Cuidado com este passo, sob um microscópio de dissecação.</li>
		<li>Adicionar 10 µ l de álcool a 95% para os vermes e deixe-os secar ao ar. Observar o processo sob um microscópio de dissecação e não deixe que os animais ficam muito secas. Imediatamente após o etanol evaporou-se dos animais, prossiga para a próxima etapa. Nota: O etanol evapora muito rapidamente.</li>
		<li>Repita a etapa 3.1.4 duas vezes para que os vermes são fixos. Nota: É normal que os animais se parece mais escuro e distorcido.</li>
		<li>Adicionar 10 µ l de DAPI (10 µ g/mL) para os vermes. Imediatamente, cubra-os com uma lamela e selar o slide com gel verniz transparente.</li>
		<li>Ver os animais depois de cerca de 10 min em um microscópio de fluorescência.</li>
	</ol>
</li>
	<li>
Fixação de acetona (uma abordagem alternativa)
	<ol>
<li>Lave a placa de calor-choque da etapa 2.8 com M9-centrifugar a 1.000 x g por 1 min à temperatura ambiente e descartar o sobrenadante. Lavar o sedimento com 1 mL de dH2O, recolher a pelota e descartar o sobrenadante.</li>
		<li>Adicionar 400 µ l de acetona 30% por 15 min. centrifugar a 1.000 x g por 1 min à temperatura ambiente e descartar o sobrenadante. Use 500 µ l de dH2O para lavar os animais 2 x. Desprezar o sobrenadante.</li>
		<li>Adicionar 200 µ l de DAPI (10 µ g/mL), ou 4 vezes a quantidade do volume total dos vermes, no tubo durante 15 minutos.</li>
		<li>Centrifugar a 1.000 x g por 1 min e descartar o sobrenadante. Lave o pellet 2 x com 500 µ l de dH2O. Coloque as minhocas em lâminas de vidro, cobri-los com lamelas, selar o slide com gel transparente unha polonês e observar os animais sob um microscópio de fluorescência.</li>
	</ol>
</li>
</ol>4. microscópica imagiologia
<ol><li>Ligue a fonte de luz UV e um microscópio de fluorescência. Ligue o computador conectado ao microscópio.</li>
	<li>Carrega o slide sobre o microscópio de fluorescência. Use uma lente objetiva de baixa potência (10 X) para localizar os vermes, aumentar o poder de ampliação de 400x e concentrar a amostra.</li>
	<li>Abra o software fornecido com o microscópio. Clique em "Aquisição" no menu; clique em "Camera" e selecione a câmera conectada ao microscópio; Isso permite que a câmera selecionada para se comunicar com o software. Nota: Diferentes microscópios podem variar em operação.</li>
	<li>Sob a mesma "aquisição", clique em "Aquisição Multidimensional". Isso abre uma nova janela de navegação "Aquisição Multidimensional". Clique no botão "Multicanal", e aparecerão todos os canais disponíveis.</li>
	<li>Escolha o azul, verde e DIC (contraste de interferência diferencial) para observar a amostra. Na janela de navegação "Aquisição Multidimensional", deixar o "Blue-DAPI", "GFP-Green" e "Grey-DIC", "Nomarski" canais botão direito do mouse em outros canais, tais como "Vermelho-rodamina" e "campo branco-brilhante", para fechá-las.</li>
	<li>
Em primeiro lugar, medir o tempo de exposição para cada canal:
	<ol>
<li>Clique no canal "Azul-DAPI" para selecioná-lo e depois clique em "Medida" para ter uma imagem ao vivo no canal de DAPI com o tempo de exposição automática. Aparecerá uma nova janela com uma imagem ao vivo.</li>
		<li>No lado esquerdo da janela de imagem ao vivo, ajuste manualmente o tempo de exposição se necessário para fazer a imagem conforme desejado.</li>
		<li>Finalmente, clique em ' 'Okey "na janela de imagem ao vivo. Isso define o tempo de exposição sob o canal da DAPI.</li>
	</ol>
</li>
	<li>Repita a etapa 4.6 para os outros canais, "GFP-Green" e "Grey-DIC", "Nomarski", para configurar os tempos de exposição para esses canais.</li>
	<li>Na janela de navegação "Aquisição Multidimensional", clique em "Start" para coletar automaticamente 3 imagens sob os 3 canais diferentes em ordem (veja acima), com tempos de exposição específicas como conjunto.</li>
	<li>Para salvar o arquivo, vá para o menu principal, clique em "Arquivo" e depois em "Salvar como". Nome do arquivo de entrada e o nome da pasta. Salve o arquivo como o formato de arquivo padrão para preservar as informações detalhadas da imagem latente para referência futura.</li>
	<li>
Para exportar o arquivo em outros formatos:
	<ol>
<li>Vá ao menu "arquivo" e clique em "Exportar". Isto abrirá uma janela de configuração de exportação.</li>
		<li>Definir o nome do arquivo e pasta. Verifique a "Criar uma pasta de projeto" para melhor organiza os dados. O software também permite ao usuário especificar 4 outras opções: "Generate fundiu-se imagens", "Usar cor para imagens de canal", "Uso nomes de canal" e "Só para a imagem mesclada".</li>
		<li>Escolha um tipo de arquivo desejado no menu suspenso, como "TIF", "BMP", "PSD", ou "JPG" e outros tipos. Em seguida, clique em "Iniciar" para exportar.</li>
	</ol>
</li>
</ol>

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</ol>

Os autores não têm nada a declarar.

Este artigo apresenta um método rápido e eficiente para verificar as alterações Subcellular da proteína do citoplasma para o núcleo. A expressão da proteína foi mostrada por uma fusão de GFP, enquanto a estrutura do núcleo foi verificada por DAPI coloração (Figura 3). Desde que immunostaining proteínas de c. elegans é um desafio, a maioria das localizações da proteína c. elegans subcellular caracterizam-se por marcá-los com proteínas marcador como GFP, Laz, mCherry e outros...

Uma mudança de localização Subcellular da proteína é um mecanismo comum em resposta a sinais internos ou externos, tais como o stress de calor, fome, estresse oxidativo, apoptose, fosforilação de proteínas e outros. Por exemplo, stress de calor induz um membro FOXO DAF-16 translocação nuclear1,2e a proteína BCL-2 de pro-apoptotic que oferta translocates para a mitocôndria após recebimento morte sinalização3,4. Várias técnicas estão disponíveis para detectar essas alterações. Uma combinação de mancha ocidental e bioquimicamente isolando estruturas subcelulares (por exemplo, as mitocôndrias ou núcleos) bem poderia alcançar o objetivo3. No entanto, requer um anticorpo específico contra a proteína de interesse. Um anticorpo bem-estabelecida torna-se assim, a chave para o sucesso. Uma abordagem alternativa é para rotular diferentes estruturas subcelulares ou organelas com vários marcadores tais como proteínas fluorescência verde (GFP), proteína de fluorescência vermelha (RFP), proteína de fluorescência amarela (YFP) e mCherry e enquanto isso rotular a proteína de interesse com outros marcadores. Em seguida, observá-los sob um microscópio confocal para localizar os alvos5,6. Isótopos radioativos são uma escolha alternativa para rotular as proteínas alvo e então detectando sua localização subcellular7. No entanto, este método requer formação adequada e tratamento de resíduos radioactivos. Em circunstâncias como a falta de um anticorpo específico, a ausência de um marcador adequado ou a escassez de equipamentos, tais como um microscópio confocal, uma abordagem alternativa precisa ser considerado. Para identificar uma translocação nuclear da proteína, é atraente para rotular apenas as proteínas alvo com um marcador e manchar os núcleos com o reagente químico 4' 6-diamidino-2-phenylindole (DAPI), desde que isto requer apenas um microscópio de fluorescência regular.
Immunolabeling c. elegans com anticorpos é desafiadora devido a baixa permeabilidade da casca da ovo ou da cutícula colágenas em torno do animal. Entretanto, desde que o c. elegans proteínas são significativamente divergentes de suas orthologs de vertebrados, algumas empresas comerciais fornecem c. elegans com produtos específicos. É difícil para um pequeno laboratório gerar anticorpos c. elegans por si mesmos. Pesquisadores na Comunidade usam proteínas etiquetadas como marcadores para demonstrar uma expressão de localização ou do gene da proteína. Este artigo usa EXL-1::GFP como um exemplo, para controlar uma translocação nuclear da proteína sob estresse de calor8. Uma translação integrado exl-1::gfp no genoma do animal é usado para expressar estàvel o gene com fusão de gfp . Pesquisas mostraram que exl-1 é expressa no intestino, músculo da parede do corpo e outras estruturas subcelulares8. Este protocolo demonstra como sincronizar vermes à fase larval quarta (L4), executar um calor stress experimento e conduta DAPI de coloração, etanol fixação, fixação de acetona e imagem de um microscópio de fluorescência regular.

<table><tbody><tr><td>DAPI</td><td>Biotium</td><td>40043</td><td>Hoechst 33258 e Hoechst 33342 também funciona bem</td></tr><tr><td>OP50</td><td>CGC</td><td>OP50</td><td>https://cgc.umn.edu/</td></tr> <tr><td>Caenorhabditis Genetics Center (CGC)</td><td></td><td></td><td>https://cgc.umn.edu/</td></tr> <tr><td>Kim Wipe</td><td>Kimberly-Clark Corporation</td><td></td><td>tecidos moles</td></tr><tr><td>Zeiss&nbsp; Microscópio de fluorescência AX10</td><td>Zeiss</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Software de microscópio</td><td>Axiovision Rel 4.8</td><td>Zeiss</td><td></td></tr><tr>Câmera <td>digital</td><td>AxioCam MR Rev3</td><td>Zeiss</td><td></td></tr><tr><td>Incubadora&nbsp;</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Micro centrífuga</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Gel</td><td></td><td></td><td></td>de esmalte transparente</tr><tr><td>60 mm placas</td><td></td><td></td><td></td>de Petri</tr><tr><td>Lâminas</td><td></td><td></td><td></td>de vidro</tr><tr><td>Lamínulas</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>de vidro 1-20 &micro; L pipetador</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>20-200 &micro; Pipetador</td><td></td><td></td><td></td>L</tr><tr><td>200-1000 &micro; L pipetador</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>1-200 &micro; Pontas</td><td></td><td></td><td></td>de pipeta L</tr><tr><td>200-1000 &micro; Pontas</td><td></td><td></td><td></td>de pipeta em L</tr><tr><td>Tubos de microcentrífuga de 1,5 mL Picareta</td><td></td><td></td><td></td></tr> <tr><td></td><td></td><td></td><td>de verme de fio de platina</td></tr></tbody></table>

detectar a localização subcellular da proteína por marcação de proteína de fluorescência verde e 4' 6-diamidino-2-phenylindole de coloração em caenorhabditis elegans

Detecting Protein Subcellular Localization by Green Fluorescence Protein Tagging and 4',6-Diamidino-2-phenylindole Staining in Caenorhabditis elegans

Neste protocolo, uma proteína de fusão de proteína (GFP) fluorescência verde e 4' 6-diamidino-2-phenylindole (DAPI) coloração são usados para controlar alterações de Localização subcellular da proteína; em particular, uma translocação nuclear sob um calor salientar a condição. As proteínas reagem sinais correspondentemente para interno e externos. Um mecanismo comum é mudar sua localização subcellular. Este artigo descreve um protocolo para rastrear a localização da proteína que não requer um anticorpo, etiquetar radioativo ou um microscópio confocal. Neste artigo, GFP é usado para marcar a proteína alvo EXL-1 em c. elegans, um membro da família cloreto intracelular canal proteínas (CLICs), incluindo mamíferos CLIC4. Uma linha de transgénicos integrado translacional exl-1::gfp (com um promotor e uma sequência genética completa) foi criada por transformação e γ-radiação e estàvel expressa o gene e gfp. Pesquisas recentes mostraram que em cima de stress de calor, estresse oxidativo não, EXL-1::GFP acumula-se no núcleo. Sobrepondo o sinal GFP com a estrutura de núcleos e o DAPI sinais confirma as alterações de Localização subcellular EXL-1 sob estresse. Este protocolo apresenta dois métodos de fixação diferentes para coloração de DAPI: fixação de etanol e fixação de acetona. O protocolo de coloração de DAPI apresentado neste artigo é rápido e eficiente e preserva tanto o sinal GFP e as mudanças de Localização subcellular da proteína. Este método requer apenas um microscópio de fluorescência com Nomarski, um filtro FITC e um filtro DAPI. É apropriado para um ajuste pequeno laboratório, pesquisa de estudante de graduação, pesquisa de estudantes de ensino médio e salas de aula de biotecnologia.

As proteínas intracelulares do canal de cloreto (CLIC) são proteínas multifunctional que são altamente conservadas em toda espécie de12. Muita pesquisa mostra que os CLICs regular stress celular, autofagia, apoptose, carcinogênese, angiogênese e a resposta imune inata do macrófago no sistema mamíferos13,14,15,16 ,<sup class="x...

Este protocolo demonstra como controlar uma translocação nuclear da proteína sob estresse de calor, usando uma fluorescência verde (GFP) de proteína proteína da fusão como um marcador e 4', 6-diamidino-2-phenylindole (DAPI) coloração. O DAPI protocolo de coloração é rápido e preserva os sinais de Localização subcellular GFP e proteína.

Detectar a localização Subcellular da proteína por marcação de proteína de fluorescência verde e 4' 6-Diamidino-2-phenylindole de coloração em Caenorhabditis elegans

In this protocol, a green fluorescence protein (GFP) fusion protein and 4',6-diamidino-2-phenylindole (DAPI) staining are used to track protein ...

Este método pode ajudar a responder a questões-chave no campo de C.elegans, como biologia celular. A principal vantagem dessa técnica é que ela é rápida e eficiente para obter sinais de coloração nuclear, GFP e alterações de localização subcelular simultaneamente. Para começar, gere uma matriz extracromossômica alinhada com uma construção translacional de genes-alvo.Alternativamente, obtenha essas linhagens no Caenorhabditis Genetic Center, que é um recurso público para a pesquisa de C. elegans. Ou, de um laboratório de pesquisa publicado anteriormente. Depois de expor os vermes à radiação gama para integrar as linhas extracromossômicas ao genoma, selecione as linhas expressas de forma estável para que cada animal expresse uma proteína marcadora, como uma GFP ou rolo.Para remover as mutações geradas durante a radiação, ultrapasse as linhas pelo menos duas vezes. Use a linha transgênica resultante para detectar alterações no padrão de expressão de proteínas sob estresse. Em seguida, depois de preparar as placas de minhoca NGM de acordo com o protocolo de texto, listre um clone OP50 e cultive a bactéria em caldo LB líquido durante a noite.Semeie as placas NGM com cultura OP50 líquida e incube as placas em uma incubadora de 37 graus Celsius durante a noite para cultivar o gramado de bactérias como fonte de alimento para os vermes. Resfrie as placas em temperatura ambiente por pelo menos 30 minutos antes de usar. Cultive a linha transgênica a 20 graus Celsius sem fome, por pelo menos duas gerações antes do ensaio de estresse térmico.Escolha de oito a dez adultos jovens e grávidos para uma nova placa de minhoca. Em seguida, deixe-os botar ovos por cerca de três a cinco horas e remova todos os adultos dos pratos. Para sincronizar os vermes, deixe os ovos eclodirem e crescerem as larvas por aproximadamente 48 horas até o quarto estágio larval, ou L4.Isso pode ser identificado pela vulva, que é uma estrutura em meia-lua. Em seguida, estresse térmico dos vermes incubando as placas com as larvas L4 a 35 graus Celsius por duas a cinco horas. Inclua um termômetro em uma incubadora para medir com precisão a temperatura.Pipete 10 microlitros de M9 no centro de uma lâmina de vidro. Em seguida, pegue vermes com choque térmico e transfira-os para a gota do buffer. Como alternativa, use M9 para lavar as minhocas da placa.Em seguida, centrifugue a amostra a 1000 vezes a gravidade à temperatura ambiente por um minuto. Descarte o sobrenadante e adicione as minhocas à lâmina de vidro. Sob um microscópio de dissecação, use um tecido mole para drenar o excesso de líquido.Em seguida, ainda sob o microscópio, adicione 10 microlitros de álcool a 95% nos vermes e continue a observá-los. Imediatamente após a secagem do etanol, repita a adição de etanol mais duas vezes. É fundamental para o processo de evaporação do etanol dos animais sob o microscópio de dissecação.Assim que o etanol sair dos animais, prossiga imediatamente para a próxima etapa. Adicione 10 microlitros de DAPI aos vermes. Aplique imediatamente uma lamínula e sele a lâmina com gel de esmalte transparente.Depois de permitir que o esmalte endureça por aproximadamente 10 minutos, veja os animais sob um microscópio de fluorescência. Para fixar animais com acetona, use M9 para lavar a placa de choque térmico e centrifugue a amostra a 1000 vezes a gravidade à temperatura ambiente por um minuto. Rejeitar o sobrenadante e utilizar um mililitro de água destilada para lavar o sedimento.Após remover o sobrenadante, adicione 400 microlitros de acetona a 30% e incube a amostra por 15 minutos. Em seguida, centrifugue o tubo a 1000 vezes a gravidade à temperatura ambiente por um minuto. Após descartar o sobrenadante, use 500 microlitros de água destilada para lavar os animais duas vezes.Adicione 200 microlitros de DAPI ao pellet, ou quatro vezes a quantidade do volume total dos vermes ao tubo, e incube a amostra por 15 minutos. Centrifugar a amostra e rejeitar o sobrenadante. Em seguida, use 500 microlitros de água destilada para lavar o pellet duas vezes antes de montar e fazer a imagem como antes.Para realizar imagens, ligue a fonte de luz UV e o microscópio de fluorescência. Em seguida, ligue o computador conectado ao microscópio. Carregue a lâmina no microscópio de fluorescência.Use uma lente objetiva de 10X para localizar os vermes. Em seguida, aumente a potência de ampliação para 400X e concentre-se na amostra. Em seguida, abra o software fornecido com o microscópio.Clique em Aquisição, depois clique em Câmera e selecione a câmera conectada ao microscópio. Na mesma Aquisição, clique em Aquisição Multidimensional. Isso abre uma nova janela de navegação de Aquisição Multidimensional.Clique no botão multicanal e todos os canais disponíveis aparecerão. Escolha azul, verde e DIC para observar a amostra. Na janela de navegação Multidimensional Acquisition, deixe os canais DAPI azul, GFP verde e DIC cinza ativados e clique com o botão direito do mouse em outros canais, como Rodamina vermelha e Campo claro branco, para fechá-los.Para medir o tempo de exposição de cada canal, clique com o botão esquerdo do mouse no canal DAPI azul para selecioná-lo e clique em medir"para tirar uma imagem ao vivo com um tempo de exposição automatizado. No lado esquerdo da janela de imagem ao vivo, ajuste manualmente o tempo de exposição, se desejar, e clique em OK. Configure os tempos de exposição para os canais GFP e DIC de maneira semelhante. Na janela de navegação Aquisição Multidimensional, clique em Iniciar"para coletar automaticamente três imagens nos três canais diferentes, em ordem, com os tempos de exposição definidos.Para salvar o arquivo, no menu principal, clique em Arquivo, Salvar como.Insira o nome do arquivo e a pasta. Salve o arquivo como o formato de arquivo padrão para preservar as informações detalhadas de geração de imagens para referência futura. Para exportar o arquivo em outros formatos, em Arquivo, clique em Exportar.Defina o nome do arquivo e a pasta. Marque Criar uma pasta de projeto"para organizar melhor os dados. Depois de escolher um tipo de arquivo desejado no menu suspenso, clique em Iniciar"para exportar.Existem dois homólogos de proteína de canal intracelular de cloreto em C. elegans, exl-1 e exc-4. Um estudo recente mostrou que o exl-1 regula o gerenciamento do estresse animal. Aqui, uma construção translacional exl-1 GFP foi integrada a um genoma animal e foram criadas linhas transgênicas, que expressam de forma estável o exl-1 fluorescente verde.Sob estresse térmico, exl-1 GFP se acumula no núcleo na região intestinal à medida que um forte sinal de GFP se sobrepõe ao núcleo. Para confirmar a localização subcelular de exl-1, a coloração DAPI foi realizada em animais fixados em etanol e acetona. Ambos os métodos mostram núcleos claros no corpo do animal e os sinais GFP e DAPI sobrepostos confirmam que a GFP exl-1 realmente se acumulou nos núcleos da região intestinal.Uma vez dominada, essa técnica pode ser feita em uma hora se for executada corretamente. Depois de assistir a este vídeo, você deve ter uma boa compreensão de como realizar uma fixação rápida para preservar o sinal GFP e a translocação nuclear de proteínas sob estresse em C. elegans.

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Detectar a localização Subcellular da proteína por marcação de proteína de fluorescência verde e 4 6-Diamidino-2-phenylindole de coloração em Caenorhabditis elegans (Vídeo) | JoVE Journal

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