Name: Visualizar el deterioro de las barreras endoteliales y Glial de la unidad Neurovascular durante la encefalomielitis Autoinmune Experimental In Vivo (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2019-03-26T13:00:00.000+00:00
Duration: 10 min 50 s
Description: Aprende a evaluar la permeabilidad de la barrera hematoencefálica y la actividad de gelatinasas durante la encefalomielitis autoinmune experimental en ratones C57-Black/6. Este método permite correlacionar eventos neuroinflamatorios con signos clínicos.

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Agradecemos a Sorokin de Lydia, que compartió con nosotros su original en situ zymography de protocolo10 .

Todos los estudios se llevaron a cabo bajo las directrices de acuerdo con la legislación Suiza relativa a la protección de los animales y fueron aprobados por la Oficina veterinaria del cantón de Berna, Suiza (número de autorización: BE 31/17 y ser 77/18).
1. vivienda de ratones C57BL/6 en la condiciones libres de patógenos específicos (SPF)
<ol><li>Ciclo de ratones en jaulas individuales ventilados con una 12/12 h luz / oscuridad de la casa. Proporcionar alimento y agua ad libidum. Para supervisar la calidad microbiológica de los ratones, la cohorte experimental experimentó la vigilancia de la salud trimestral por centinelas de la ropa sucia de cama siguiendo las recomendaciones de personal13.</li>
	<li>Uso oreja Punzones para marcar individualmente ratones C57BL/6 femeninos 8-12 semanas de edad.</li>
</ol>2. inmunización de ratones C57BL/6
<ol><li>Preparación de soluciones14:<ol>
<li>Para el coadyuvante completo de Freund (CFA), mezclar 30 mL de adyuvante de Freund incompleto con 120 mg de calor recién pestled inactiva Mycobacterium tuberculosis (H37RA) bajo una campana de humos. Almacenar la solución a 4 ° C.</li>
		<li>Para la solución MOGaa35-55-péptido, MOGaa35-55-péptido en PBS estéril (4 mg/mL) se disuelven y almacenar a-80 ° C.</li>
		<li>Preparar la emulsión MOG:<ol>
<li>Diluya 1:2 con solución MOG-péptido en un microtubo 2 mL el CFA.</li>
			<li>Sellar el microtubo con la película y se fijan en un mezclador Vortex cubriendo completamente el tubo con cinta adhesiva. Emulsión de Vortex durante 4 h a 4 ° C.</li>
		</ol>
</li>
		<li>Preparar las jeringuillas con emulsión estable:<ol>
<li>Toma microtubo y girar rápidamente por la emulsión utilizando una centrífuga de mesa. Recoger la emulsión en una jeringa con una aguja de inyección 18 x 1½'' (1,2 x 40 mm).</li>
			<li>Según el número de ratones ajustar el volumen de la emulsión en la jeringa (100 μl/ratón) y vuelva a colocar la aguja de 18 G con una aguja de inyección 27 x ¾'' (0,4 mm x 19 mm). Sello de la aguja a la jeringa con la película.</li>
		</ol>
</li>
		<li>Para la tos ferina toxina (PTx) solución, disolver 50 μg de PTx liofilizado en 500 μl de PBS estéril (100 ng/μL). Almacenar la solución a 4 ° C.</li>
		<li>Para la solución de trabajo de PTx mix 97 μl de PBS estéril con 3 μl de solución stock de PTx (300 ng/100 μL) por ratón (para uso de la inyección intraperitoneal una aguja 30 x ½'' (0,3 mm x 13 mm)).</li>
	</ol>
</li>
	<li>Inducción de EAE<ol>
<li>Anestesiar ratones C57BL/6 con un sistema vaporizador isofluorane. Para inducir anestesia en ratones, exponga el ratón para isofluorane 4.5% en oxígeno en una cámara de incubación pequeñas antes de transferir el ratón a una máscara con isofluorane 2,1%. Utilizar una unidad de anestesia equipada con cojín de calefacción para prevenir la hipotermia del ratón.</li>
		<li>Fijar el ratón anestesiado en una mano y primero inyectar por vía subcutánea 30 μl de MOG35-55/CFA-emulsión en pata trasera flancos (Figura 1:1 + 2; en total 60 μL; izquierda flanco 30 μl y flanco derecho 30 μL) en proximidad cercana a los ganglios linfáticos inguinales.</li>
		<li>Coloque el ratón sobre su vientre e inyectar 20 μl de MOGaa35-55/CFA-emulsión en el izquierda y derecha suave tejido graso en la raíz de la cola (Figura 1:3 + 4; en total 40 μl; derecha e izquierda cola raíz 20 μl raíz 20 μl de la cola) y una pequeña gota de int MOGaa35-55/CFA-emulsión o el cuello del ratón (figura 1: 5).</li>
		<li>Inyectar 100 μl de solución de PTx por vía intraperitoneal en el ratón. Sostenga la cabeza del ratón debajo del centro del cuerpo evitando la inyección en el intestino.</li>
		<li>Reemplazar la dieta de mantenimiento (extrusión principales nutrientes: 18.5% de proteína cruda, grasa cruda 4.5% 4.5% de fibra cruda; Cenizas brutas 6.5%; almidón 35%; energía metabólica: 13.1 MJ/kg) a la dieta de cría (extrusión principales nutrientes: proteína cruda 23.5%, grasa cruda 5.5%, fibra bruta 3%; ceniza bruta 5.7%; 36% de almidón; energía metabólica: 14.3 MJ/kg) para los ratones con el alimento de mayor contenido de energía antes y durante la enfermedad clínica esperada.</li>
		<li>Retire la mascarilla y transferir el ratón a su jaula casera con una almohadilla de calentamiento. Asegúrese de que el ratón esté totalmente despierto y móviles después de 10 minutos.</li>
		<li>Repetir la inyección PTx (2.2.4) 48 h después del primer tratamiento.</li>
	</ol>
</li>
</ol>3. puntuación de ratones EAE
<ol><li>Comprobar el estado de salud de los ratones EAE cada mañana echando un vistazo dentro de las jaulas.</li>
	<li>Cuenta ratones EAE cada tarde.</li>
	<li>Tomar cada ratón individual incluido en el experimento EAE de la jaula y comprobar si la cola tiene tono moviéndolo hacia arriba con un dedo. Un ratón sano seguir su cola (la cola tiene un tonus). Si clínica EAE ha comenzado, el tono de la cola será inferior, visible por la gradual caída de la cola. Finalmente el ratón no será capaz de levantar su cola en todo.</li>
	<li>Cada ratón individual incluido en el experimento de la EAE en el Banco limpio y observar y documentar el comportamiento de a pie. Ver tabla 115 de recuento de los criterios para la evaluación de severidad de la enfermedad (score de EAE).</li>
	<li>Evaluar y documentar el peso de cada ratón incluido en el experimento.</li>
	<li>Para asegurar una alimentación adecuada y la absorción de agua por los ratones mostrando una EAE clínica score 1 suministrar alimento húmedo en un plato de plástico en la parte inferior de la jaula y actualizar todos los días.</li>
</ol>4. ensayo de permeabilidad In vivo
<ol><li>Preparación de soluciones:<ol>
<li>Soluciones stock de dextrano, disolver 10 mg de 10 kDa dextrano Alexa Fluor 488, así como 3 kDa dextrano Texas Red en 500 μl de solución de cloruro de sodio 0,9% (20 mg/mL).</li>
		<li>Para la solución de trabajo de dextrano, justo antes de la inyección pipeta 55 μl de 10 kDa dextrano Alexa Fluor 488 stock solución (20 mg/mL) en un pedazo de película y añadir 55 μl de 3 kDa dextran solución madre de rojo de Texas (20 mg/mL). De la mezcla y recoger 100 μL en una jeringuilla fina (concentración final 2 mg/100 μL).</li>
		<li>Para la solución madre de formaldehído (MF) de 10%, se combinan 10 g de polvo extra puro PFA, 100 mL de PBS y 200 μL de NaOH 1N en un vaso de vidrio limpio y calor hasta precisamente de 56 ° C bajo agitación con un agitador magnético; mantener a 56 ° C por 30 min hasta que se haya disuelto completamente el PFA; enfriar a temperatura ambiente; ajustar el pH a 7.4; y filtrar con un filtro de papel. Almacenar a - 20 ° C. La solución puede diluirse más con PBS.</li>
	</ol>
</li>
	<li>Anestesiar poco saludables ratones C57BL/6 o ratones C57BL/6 sufren de EAE con isoflurano (el ratón será sedado durante aproximadamente 1 minuto). Utilizar un sistema automatizado como en el paso 2.2.1 (ratones serán expuestos a 4,5% de isoflurano en oxígeno en una cámara de inducción y entonces transferidos a una máscara con 2.1% isoflurano).</li>
	<li>Coloque el ratón anestesiado en posición lateral sobre la mesa, luego por vía intravenosa (por ejemplo retro-orbitally) inyectar 100 μl de marcadores fluorescentes en el ratón antes de que el ratón se despierta.</li>
	<li>Quitar la mascarilla inmediatamente y asegúrese de que el ratón esté totalmente despierto y móviles después de la anestesia corta. Que el trazador circule durante 15 minutos.</li>
	<li>Continúe con el paso 5.1.</li>
</ol>5. perfusión de ratones
<ol><li>
Para la evaluación de la permeabilidad en vivo:
	<ol>
<li>Comenzar el procedimiento de 15 minutos después de la inyección del trazador fluorescente mediante la inducción de la anestesia isoflurano profundo. Para inducir la anestesia profunda en ratones usar 2.3% de isoflurano en oxígeno. Utilice el reflejo de retirada de la pata para juzgar la profundidad de la anestesia (pellizcar la piel entre los dedos del pie; la falta de flexión indica una profundidad suficiente) y probe los reflejos de la extremidad delantera y la trasera en ratones sometidos a EAE.</li>
		<li>Fijar el ratón en su parte posteriora y el vientre del aerosol con etanol. Abrir el tórax con una tijera y retire el diafragma. Abrir la aurícula derecha del corazón usando una tijera y perfusión el ratón a través del ventrículo izquierdo del corazón con 10 mL de PBS, seguido de 10 mL 4% PFA en PBS. PRECAUCIÓN: Para evitar la inhalación de PFA, inundar el ratón en una campana de humos.</li>
		<li>Proceder a la sección 6.</li>
	</ol>
</li>
	<li>
Por zymography en situ :
	<ol>
<li>Inducen anestesia isoflurano profundo con 2.3% de isoflurano en oxígeno en un ratón sufriendo de EAE y verificar la profundidad de la anestesia como en el paso 5.1.1.</li>
		<li>A continuación, fijar el ratón en su parte posterior y el vientre del aerosol con etanol. Abrir el tórax con una tijera y retire el diafragma. Abrir la aurícula derecha del corazón usando una tijera y perfusión el ratón a través del ventrículo izquierdo del corazón con 20 mL de PBS.</li>
		<li>Proceder a la sección 6.</li>
	</ol>
</li>
</ol>6. disección y congelamiento de cerebro
<ol><li>Preparación del baño de enfriamiento:<ol>
<li>Llene un recipiente dewar plana con hielo seco triturado y añadir 2-Metilbutano (isopentano) hasta que el líquido llegue a 1 cm por encima del paquete de hielo seco. Cubrir con una tapa suelta – por ejemplo, una tapa de cubo de hielo.</li>
	</ol>
</li>
	<li>Clip de la cabeza del ratón perfundido con unas tijeras afiladas y quitar la piel y las orejas usando un conjunto más reducido de tijeras.</li>
	<li>Disecar cuidadosamente el skullcap cortando desde el foramen magnum hacia delante a la izquierda y la derecha que permite upfold el casquete sobre el cerebro. Luego, cuidadosamente levante el cerebro intacto desde la base del cráneo mientras cortar los nervios ópticos con una espátula de metal plana.</li>
	<li>Poner cerebro en papel de aluminio y cortar el cerebro en tres piezas (frontal del cerebro, cerebro medio y cerebelo + tronco encefálico) colocando dos cortes coronales.</li>
	<li>Llenar un cryomold (25 x 20 x 5 mm) para el primer trimestre con la matriz de corte (O.C.T.) temperatura óptima, coloque rebanadas de cerebro con la parte anterior de cada pieza del cerebro hacia abajo en el cryomold y cubrir el tejido completamente con matriz O.C.T..</li>
	<li>Coloque el cryomold con el tejido en una orientación horizontal en el baño 2-Metilbutano y asegúrese de que el tejido se congela en la parte inferior hasta la parte superior dentro de 1 minuto evitando sumergir el bloque de tejido entero en el baño.</li>
	<li>Transferencia de tejido congelado a-80 ° C para el almacenamiento y continuar con la sección 7.</li>
</ol>7. preparación de secciones congeladas del tejido
<ol><li>Alcancen la temperatura del tejido congelado de-80 ° C a-20 ° C en el criostato para 30 minutos.</li>
	<li>Eliminar bloque de tejido de la cryomold y montaje en el soporte de tejido de criostato (set a-15 ° C) usando O.C.T. matriz.</li>
	<li>Recortar los bordes del bloque de tejido en el soporte de criostato con un bisturí afilado y empezar a cortar en el bloque de tejido quitando 20 μm secciones con el cuchillo de criostato hasta que el tejido sea visible.</li>
	<li>
Para el análisis de permeabilidad BBB en vivo:
	<ol>
<li>Cortar secciones de tejido de 6-10 μm, recoger en portaobjetos de adhesión y los tramos cubiertos con un cubreobjetos usando un microscopio de fluorescencia de imagen inmediatamente.</li>
		<li>Evaluar el aspecto de los vasos sanguíneos en el cerebro (atención a fuertes fronteras de vasos no agujereado comparados a difundir patrones de fluorescencia observados por vasos sanguíneos con fugas). Como control positivo, Compruebe la salida del trazador en el estroma de los órganos de Programmable o el plexo coroideo que carecen de una BBB.</li>
	</ol>
</li>
	<li>
Por zymography en situ :
	<ol>
<li>Cortar 6 μm las secciones de tejido usando un criostato, recoger en portaobjetos de adhesión y congelar las secciones de tejido a-20 ° C en una caja de congelación que contengan gel de silicona en la tapa.</li>
	</ol>
</li>
</ol>8. in situ zymography combinado con la tinción de inmunofluorescencia de laminina/CD45
<ol><li>Preparación de soluciones:<ol>
<li>Preparar solución de empotrar:<ol>
<li>Mezclar 6 g de glicerol (grado analítico), 2,4 g de poli (alcohol vinílico), 6 mL de ddH2O y 12 mL de tampón de Tris de 0.2 M, pH 8 y remover (agitador magnético) la solución durante 4 horas a TA.</li>
			<li>Transferir la solución a un tubo de centrífuga de 50 mL y se deja reposar por 2 h a TA. Posteriormente incubar la solución durante 10 minutos a 50 ° C (baño María) y centrifugar durante 20 min a 2.700 x g a temperatura ambiente.</li>
			<li>Tomar el sobrenadante y congelar en alícuotas a-20 ° C.</li>
		</ol>
</li>
		<li>Preparar solución de gelatina fría:<ol>
<li>Disolver 0,1 g de gelatina fría de piel bovina en 10 mL de ddH2O.</li>
			<li>Dejarlo reposar al menos 1 día y almacenar alícuotas a 4 º C.</li>
		</ol>
</li>
		<li>Preparar helado metanol (-20 ° C):<ol>
<li>Ponga 100% metanol en una jarra de coplin y enfriar hasta-20 ° C.</li>
		</ol>
</li>
		<li>Preparar la solución madre de azida de sodio 10%:<ol>
<li>Añadir 1 g de azida de sodio en 10 mL de ddH2O y almacenar a temperatura ambiente.</li>
		</ol>
</li>
		<li>Preparar solución de trabajo de azida de sodio 0,1%:<ol>
<li>Mix 99 μl of ddH2O con 1 μl de la solución madre de azida de sodio 10%.</li>
		</ol>
</li>
		<li>Disolver 1 mg de fluoresceína conjugado colorante apagado (DQ) gelatina de piel de cerdo en 1 mL de azida de sodio solución y tienda 100 μl partes alícuotas protegidos de la luz a 4 ° C. de trabajo</li>
		<li>Disolver 30 mg de 1, 10-fenantrolina monohidrato en 76 μl de etanol y almacenar a-20 ° C.</li>
		<li>Preparar 25 x solución de inhibidor de la proteasa:<ol>
<li>Añadir 1 pastilla de inhibidor de la proteasa libre de EDTA 2 ml de ddH2O. Almacenar a-20 ° C.</li>
		</ol>
</li>
		<li>Justo antes del uso, preparar la solución de reacción (150 μL/sección):<ol>
<li>Centrifugue la solución de gelatina DQ de 1 mg/mL durante 5 minutos a 13.300 x g.</li>
			<li>Mezcla 127.2 μl de ddH2O, 15 μl de 10 x buffer de reacción (Kit de prueba de gelatinasa/colagenasa; véase Tabla de materiales), 0,3 μl de gelatina fría 20 mg/mL, 1,5 μl de gelatina DQ de 1 mg/mL y 6 μl de 25 x solución de inhibidor de la proteasa.</li>
		</ol>
</li>
		<li>Justo antes del uso, preparar la solución de reacción de control negativo phenantroline (150 μL/sección):<ol>
<li>Mezcla 125.2 μl de ddH2O, 15 μl de 10 x buffer de reacción, 0,3 μl de gelatina fría 20 mg/mL, 1,5 μl de gelatina DQ de 1 mg/mL, 6 μl de 25 x inhibidor de la proteasa libre de EDTA y 2 μl de 2 M 1, 10-phenantroline (inhibidor de MMP).</li>
		</ol>
</li>
		<li>Justo antes del uso, preparar la gelatina fría control negativo (no fluorescente) reacción solución (150 μL/sección):<ol>
<li>Mezcla 128.7 μl de ddH2O, 15 μl de 10 x buffer de reacción, 0,3 μl de gelatina fría 20 mg/mL y 6 μl de inhibidor de la proteasa libre de EDTA 25 x.</li>
		</ol>
</li>
		<li>Preparar coctel para contratinción, por ejemplo del anticuerpo primario, 0,95 μg/mL policlonal conejo anti-laminina y el anticuerpo 10 μg/mL rata policlonal anti-CD45 en 1% de BSA en PBS y preparar control de isotipo correspondiente cócteles de anticuerpo primario.</li>
		<li>Preparar solución de anticuerpo secundario, por ejemplo, 7.5 μg/mL Cy3 cabra anti-rata + 15 μg/mL de anti-conejo AMCA en el 1% de BSA en PBS (proteger de la luz).</li>
	</ol>
</li>
	<li>6 μm cerebro no fija las secciones de tejido de los ratones EAE dentro de la caja plástica de congelación que contienen gel de silicona en la tapa en una campana de humos para evitar la retención de agua en el tejido y separar 2 secciones de tejido en un portaobjetos dibujando líneas con un rechazo pluma de agua de deshielo</li>
	<li>Preparar soluciones de reacción (medidas 8.1.9-8.1.11), centrifugar durante 5 min a 13.400 x g a temperatura ambiente y la caliente a 37 ° C utilizando un baño de agua.</li>
	<li>Rehidratar las secciones de tejido por 5 min a 37 ° C con 1 x buffer de reacción. Luego, vierta 1 x buffer de reacción, añadir solución de reacción en las secciones de tejido e incube durante 4 h a 37 ° C. Lavar los portaobjetos 5 veces en ddH2O.</li>
	<li>Fijar las secciones de 5 minutos con metanol helado a-20 ° C y luego Lávese las secciones una vez con PBS a temperatura ambiente.</li>
	<li>Añadir 1% de BSA en PBS a las secciones e incubar por 20 min a temperatura ambiente (proteger de la luz). Luego, deseche el 1% de BSA en PBS de las secciones poniendo las diapositivas sobre el tejido, añadir anticuerpo primario cóctel e incubar durante 1 h a temperatura ambiente (proteger de la luz).</li>
	<li>Lávese las secciones dos veces con PBS, añadir anticuerpo secundario cóctel e incube durante 1 h a temperatura ambiente (proteger de la luz).</li>
	<li>Lávese las secciones dos veces con PBS, montar las diapositivas con incrustación de solución, deje que se seque durante la noche a temperatura ambiente secciones montadas (proteger de la luz). Por último, analizar las secciones de tejido manchado usando un microscopio de fluorescencia.</li>
</ol>

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</ol>

No hay conflicto de interés declarado.

Aquí, presentamos un protocolo para inducir y controlar EAE en ratones C57BL/6 femeninos. Preferentemente se eligen las hembras, y hay una incidencia de las mujeres: los hombres de 3:1 en MS. Para evaluar la severidad de la EAE, hicimos uso de una hoja de puntuación de 3 puntos. Severidad de la EAE se anotó generalmente con respecto a la gravedad de los trastornos motores. Ratones con avanzadas fases de la EAE, es decir, exhibiendo una puntuación por encima de 2 debería ser sacrificado para evitar sufrimiento innecesario...

Sistema nervioso central (SNC) coordina todos los cuerpo y las funciones mentales en los vertebrados, y homeostasis del CNS es esencial para una adecuada comunicación de las neuronas. Homeostasis de la CNS está garantizada por la unidad neurovascular (NVU), que protege el SNC desde el ambiente cambiante de la corriente sanguínea. El NVU se compone de células endoteliales microvasculares de la CNS, bioquímicamente único y establecen la barrera blood - brain (BBB) en continua interferencia con pericitos, astrocitos, neuronas y componentes de la matriz extracelular (ECM), establecimiento de dos las distintas membranas del sótano1. La membrana basal endotelial que ensheathes el aspecto abluminal de las células endoteliales de BBB alberga un alto número del pericitos y se compone de laminina α4 y α5 del laminin, además de otras proteínas de ECM2. En contraste, la membrana basal parenquimal consta de laminina α1 y α2 de laminina y es abrazada por fin pies astrocíticos. La membrana basal parenquimal junto con los astrositos final-pies compone el INCURVATA4 de glia que segrega la red neuronal del CNS de la llena de líquido cerebroespinal perivascular o espacios subaracoideos3. Debido a la arquitectura única del NVU, células inmunitarias trata hacia el SNC es distinto que en los tejidos periféricos ya que requiere un proceso de dos pasos con las células inmunes, primero incumplimiento BBB endotelial y posteriormente la glia INCURVATA4 a fin de alcanzar el parénquima de la CNS.
Esclerosis múltiple (EM) es una enfermedad común de la capensis del CNS, en la que un gran número de células inmunes circulantes entre el SNC y causar neuroinflamación, desmielinización y pérdida focal de BBB integridad4. Pérdida de la integridad BBB es un sello temprano de MS, como se indica por la presencia de contraste de gadolinio mejora las lesiones en el SNC como visualizado por la proyección de imagen de resonancia magnética (MRI)5. Extravasación del leucocito en el SNC se produce a nivel de vénulas postcapilares; sin embargo, los mecanismos precisos involucrados en la diapedesis celular inmune a través de la membrana del sótano BBB y posteriormente la barrera glial quedan por explorarse. Encefalomielitis autoinmune experimental (EAE) sirve como un modelo animal para MS y ha contribuido significativamente a nuestro conocimiento actual sobre la patogenia de la EM. Por ejemplo, utilizando el modelo EAE se ha descubierto que la extravasación del leucocito ocurre en un proceso de varios pasos, incluyendo una captura inicial y balanceo paso mediado por selectinas y moléculas de mucina-como como ligando glicoproteína P-selectina (PSGL) -1, seguido por detención firme dependiente de integrinas y arrastre de células T en las células endoteliales de BBB a lados permisivas por diapedesis6.
Una vez que las células T han cruzado el BBB endotelial y la membrana basal endotelial, que necesitan encontrar su antígeno cognado en macrófagos o células dendríticas localizadas estratégicamente en los espacios de leptomeningeal o perivascular. Esta interacción induce producción focal de mediadores pro-inflamatorios disparo los mecanismos posteriores necesarios para la invasión del tejido del CNS de células inmunes por la glia INCURVATA47,8,9. Focal activación de metaloproteinasas de matriz (MMP) -2 y MMP-9 altera la activación de chemokine e induce la degradación de receptores de matriz extracelular en astrositos final-pies, que es un prerrequisito para inmune migración de la célula a través de la INCURVATA4 de glia en la Parénquima de CNS e inducir la aparición de síntomas clínicos de EAE10,11.
Combina la detección de CNS infiltración celular inmune con BBB actividad salida y gelatinasa en las secciones de tejido de CNS ofrece información valiosa sobre la integridad funcional de la barrera endotelial y glial en el contexto de la neuroinflamación. Por ejemplo, hemos investigado recientemente la pérdida constitutiva de la molécula de adherencia junctional de molécula endotelial ensambladura apretada (JAM)-B en el tráfico de células inmunes en el SNC en el contexto de la EAE. No comparado con saludables ratones C57BL/6 de tipo salvaje, sanas hermanos de camada de mermelada-B-deficiente mostraron ningún deterioro de la integridad BBB como se muestra en la evaluación de la permeabilidad in vivo utilizando marcadores endógenos como exógenos12. En el marco de la EAE, ratones C57BL/6 B-mermelada-deficiente mostraron síntomas de la enfermedad mejoró, que se asoció con captura de células inflamatorias en los espacios de leptomeningeal y perivascular12. Para examinar este fenómeno aplicamos zymography en situ , que permita la identificación de la actividad gelatinasa para probar si la falta de actividad gelatinasa en ratones deficientes en B-atasco puede ser responsable por el reducido número de células inmunes capaces de romper la glia INCURVATA412.
Dada la disponibilidad de diferentes genéticamente ratón modelos carece de, por ejemplo, diferentes moléculas de ensambladura apretada BBB que pueden provocar cambios en la función BBB, metodologías para investigar la integridad BBB son importantes. Además, fármacos recientemente desarrollados podrían impactar sobre las barreras NVU. Aquí mostramos cómo inducir EAE en ratones C57BL/6 por inmunización activa con la glicoproteína del oligodendrocyte del myelin (MOG)-péptido aa35-55 en adyuvantes de Freund completo. A continuación explicamos cómo localizar la infiltración de células inmunitarias a través de las barreras endoteliales y gliales del NVU y cómo estudiar la integridad de la barrera endotelial y glial en vivo por la detección in situ de marcadores exógenos y la actividad gelatinasa, respectivamente.

<table><tbody><tr><td>Anticuerpo anti-conejo AMCA</td><td>Jackson ImmunoResearch</td><td>111-156-045</td><td>Tienda en 4 &deg; C; proteger de la luz</td></tr><tr><td>Anticuerpo anti-CD45 (30F11)</td><td>Pharmingen</td><td>07-1401</td><td>Almacenar a 4 & grados; C</td></tr><tr><td>Anticuerpo Anti-Laminina</td><td>DAKO</td><td>Z0097</td><td>Tienda en 4 &deg; C</td></tr><tr><td>Alimento de cría</td><td>, p. ej., PROVIMI KLIBA SA</td><td>3336</td><td></td></tr><tr><td>Jaulas con ventilación individual, línea azul Tipo II o III,</td><td>p. ej., Tecniplast </td><td>1145T, 1285L</td><td></td></tr><tr><td>BSA fracción V</td><td>Applichem</td><td>A1391</td><td>Almacenar en 4 & deg; C</td></tr><tr><td>Gelatina fría</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>G 9391</td><td></td></tr><tr><td>Tarro Coplin + estante</td><td>, p. ej. Carl Roth GmbH + Co. KG</td><td>H554.1; H552.1</td><td></td></tr><tr><td>Cy3 anticuerpo anti-rata</td><td>Jackson ImmunoResearch</td><td>111-156-144</td><td>Almacenar en 4 & deg; C; proteger de la luz</td></tr><tr><td>Cubreobjetos 24 x 40 mm # 1 p</td><td>. ej. Thermo Scientific</td><td>85-0186-00</td><td></td></tr><tr><td>Dextran Alexa Fluor 488 (10.000 MW)</td> p<td>. ej. Sondas moleculares</td><td>D22910</td><td>Almacenar a -20 & grados; C; proteger de la luz</td></tr><tr><td>Dextran Texas Red (3000 MW)</td><td>Invitrogen</td><td>D3328</td><td>Tienda a -20 &deg; C; proteger de la luz</td></tr><tr><td>EnzChek Kit de ensayo de gelatinasa/colagenasa&nbsp;</td><td>Thermo Fisher Scientific; Tienda EnzCheck</td><td>E12055</td><td>a -20 &deg; C; proteger de la luz</td></tr><tr><td>Ratones hembra C57BL/6J (8-12 semanas</td><td>)p. ej. Janvier Labs Hembras</td><td></td><td>, 8-12 semanas Caja de</td></tr><tr><td>congelación para portaobjetos de histología p</td><td>. ej. Carl Roth GmbH + Co. KG</td><td>2285.1</td><td></td></tr><tr><td>18G x 1&frac12; &rsquo; &rsquo; aguja de inyección (1,2 mm x 40 mm),</td><td>por ejemplo, BD, BD Microlance 3</td><td>304622</td><td></td></tr><tr><td>27G x y frac34; &rsquo; &rsquo; &ndash; Nr. 20 (0,4 mm x 19 mm) aguja de inyección</td><td>, p. ej., BD, Microlance 3</td><td>, 302200</td><td></td></tr>, <tr><td>30G x & frac12; &rsquo; &rsquo; (0,3 mm x 13 mm) aguja de inyección</td><td>p. ej. BD, BD Microlance 3</td><td>304000</td><td></td></tr><tr><td>Freund' incompleto s adyuvante (IFA)</td><td>por ejemplo, Santa Cruz Biotechnology</td><td>sc-24648</td><td>Tienda a 4&deg; C</td></tr><tr><td>Alimentos de mantenimiento</td><td>, p. ej., PROVIMI KLIBA SA</td><td>3436</td><td></td></tr><tr><td>MOGaa35-55 péptido,</td> p<td>. ej., GenScript</td><td></td><td>Store a -80 & deg; </td></tr><tr><td>Portaobjetos de microscopio C (Superfrost Plus)</td><td>Thermo Scientific</td><td>J1800AMNZ</td><td></td></tr><tr><td>Mycobacterium tuberculosis H37RA</td><td>, p. ej., BD</td><td>231141</td><td>Almacene a 4 grados; C&nbsp;</td></tr><tr><td>NaCl 0.9 %</td><td>B. Braun</td><td>3535789</td><td></td></tr><tr><td>compuesto O.C.T. (Tissue-Tek )</td><td>Sakura</td><td>4583</td><td></td></tr><tr><td>Omnican 50 30G x &frac12; &rsquo; '</td><td>B. Braun</td><td>9151125S</td><td></td></tr><tr><td>Paraformaldehído Merck</td><td></td><td>30525-89-4</td><td></td></tr><tr><td>Toxina de la tos ferina</td><td>, p. ej. List biological laboratories, Inc.</td><td>180</td><td>Tienda a 4 & deg; C</td></tr><tr><td>poli(alcohol vinílico) (Mowiol 4-88)</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>81381</td><td></td></tr><tr><td>Inhibidor de la proteasa sin EDTA (Roche)</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>4693132001</td><td>Tienda a 4 & grados; C</td></tr><tr><td>Bolígrafo repelente p. ej. Bolígrafo DAKO</td><td>, p. ej.,</td> película de sellado DAKO <td>S2002</td><td></td></tr><tr><td>, p. ej., Parafilm M</td><td>, p. ej. Sigma-Aldrich</td><td>P7793</td><td></td></tr><tr><td>Gel de sílice</td><td>, p. ej. Carl Roth GmbH + Co. KG</td><td>9351.1</td><td></td></tr><tr><td>Tijera de puntada</td><td>F.S.T</td><td>15012-12</td><td></td></tr><tr><td>jeringa de 1 ml</td><td>, p. ej. PRIMO</td><td>62.1002</td><td></td></tr><tr><td>jeringa de 10 ml</td><td>, p. ej. CODAN Medical Sistema vaporizador ApS</td><td>2022-05</td><td></td></tr><tr><td>Univentor 400</td><td>UNO. Bv</td><td></td><td></td></tr></tbody></table>

visualizar el deterioro de las barreras endoteliales y glial de la unidad neurovascular durante la encefalomielitis autoinmune experimental in vivo

Visualizing Impairment of the Endothelial and Glial Barriers of the Neurovascular Unit during Experimental Autoimmune Encephalomyelitis In Vivo

La unidad neurovascular (NVU) se compone de células endoteliales microvasculares formando la barrera blood - brain (BBB), una membrana basal endotelial con pericitos encajado, y la glia INCURVATA4 compuesta por la membrana basal parenquimal y astrocíticos alimentación final abarca el aspecto abluminal de microvasos del sistema nervioso central (SNC). Además de mantener el CNS homeostasis el NVU controla tráfico de células inmunes en el SNC. Durante el ataque del SNC bajo número de linfocitos activados puede cruzar la barrera endotelial sin causar disfunción BBB o enfermedad clínica. En contraste, durante la neuroinflamación tales como esclerosis múltiple o su modelo animal encefalomielitis autoinmune experimental (EAE) un gran número de células inmunes puede cruzar el BBB y posteriormente la glia INCURVATA4 eventualmente alcanzar el parénquima de la CNS hacia la enfermedad clínica. 
Migración de células inmunes en la parenquimia del CNS es así un proceso de dos etapas que implica una migración secuencial a través de la barrera endotelial y glial de NVU empleando distintos mecanismos moleculares. Si después de su paso a través de la barrera endotelial, células T encuentran su antígeno cognado en células presentadoras de antígenos perivasculares su reactivación local iniciará posterior mecanismos que conducen a la activación focal de matrilisina, que permitirá a las células T cruzar la barrera glial y entrar en el parénquima del CNS. Por lo tanto, evalúe la permeabilidad BBB y actividad MMP en correlación espacial con acumulación de células inmunitarias en el SNC durante la EAE permite para especificar la pérdida de la integridad de las barreras endoteliales y gliales del NVU. 
Aquí mostramos cómo inducir EAE en ratones C57BL/6 por inmunización activa y posteriormente analizar permeabilidad BBB en vivo usando una combinación de marcadores fluorescentes exógenos. Mostramos además, cómo visualizar y localizar la actividad gelatinasa en el cerebro de EAE por zymogaphy in situ junto a los stainings inmunofluorescentes de las membranas del sótano BBB y CD45 + invade las células inmunes.

Evaluación del curso clínico de la EAE en ratones C57BL/6 debe resultar en una curva de la enfermedad como se muestra en la figura 2A y los cambios en el peso corporal de ratón tal como se presenta en la figura 2B. Ratones C57BL/6 inmunizados con MOGaa35-55 generalmente comienzan a desarrollar síntomas de la enfermedad alrededor de 10-12 días después de la inmunización activa (figura 1A). Por lo general, ratones vacunados muestran u...

Aquí, presentamos los protocolos para investigar el deterioro de la unidad neurovascular durante la encefalomielitis autoinmune experimental en vivo. Específicamente abordamos cómo determinar permeabilidad de la barrera blood - brain y gelatinasa actividad involucrada en la migración de leucocitos a través de la glía INCURVATA4.

Visualizar el deterioro de las barreras endoteliales y Glial de la unidad Neurovascular durante la encefalomielitis Autoinmune Experimental In Vivo

The neurovascular unit (NVU) is composed of microvascular endothelial cells forming the blood-brain barrier (BBB), an endothelial basement membrane with ...

Los métodos presentados aquí nos permiten estudiar los mecanismos moleculares de la migración de células inmunitarias a través de las barreras cerebrales en la encefalomielitis autoinmune experimental, un modelo animal para la esclerosis múltiple. Al investigar la permeabilidad de la barrera hematoencefálica y la actividad de la matriz-metaloproteasa al mismo tiempo en correlación espacial con la infiltración de células inmunitarias en secciones de tejido cerebral, podemos asociar precisamente estos eventos neuroinflamatorios a los signos clínicos de EAE. El manejo profesional de ratones enfermos necesita un entrenamiento en profundidad, así como la puntuación correcta de los signos clínicos de EAE.Por lo tanto, la demostración visual es beneficiosa. Comience este procedimiento con la anestesia de ratones C57-Black/6 que se han alojado en condiciones específicas libres de patógenos como se describe en el protocolo de texto. Fijar el ratón anestesiado en una mano, e inyectar 30 microlitros de péptido MOG y completar la emulsión adyuvante de Freund por vía subcutánea en cada uno de los flancos de las piernas traseras, muy cerca de los ganglios linfáticos inguinales.Ahora, coloque el

visualizing-impairment-endothelial-glial-barriers-neurovascular-unit

Research

Investigación

JoVE Journal

Immunology and Infection

Inmunología e Infección

El video demuestra la inducción de encefalomielitis autoinmune experimental en un modelo de ratón mediante la inyección de una combinación de glicoproteínas de oligodendrocitos de mielina y Mycobacterium tuberculosis inactivada. El modelo permite a los investigadores estudiar los mecanismos de la enfermedad y probar intervenciones terapéuticas.

Inducción de encefalomielitis autoinmune experimental en un modelo de ratón

Este video muestra el método para inducir encefalomielitis autoinmune experimental (EAE) inyectando péptidos derivados de mielina con un adyuvante para activar las células T autorreactivas, que migran al cerebro. La toxina de la tos ferina se administra para aumentar la permeabilidad de la barrera hematoencefálica, lo que permite que estas células T y otras células inmunitarias ingresen al cerebro. Estas células inmunitarias causan desmielinización, lo que conduce a una transmisión nerviosa...

Generación de encefalomielitis autoinmune experimental en un modelo de ratón

Este vídeo muestra un procedimiento para evaluar la alteración de la barrera hematoencefálica en un modelo de ratón EAE. Los tintes fluorescentes de diferentes tamaños se inyectan retroorbitalmente y circulan a través de los vasos sanguíneos del cerebro. El tinte más pequeño se filtra a través de los espacios en el tejido cerebral, mientras que el tinte más grande ingresa solo si la interrupción es grave, lo que se correlaciona con el grado del daño de la barrera.

Determinación de la disrupción de la barrera hematoencefálica mediante colorantes fluorescentes en un modelo de ratón EAE

En este video, se establece un modelo de ratón de esclerosis múltiple utilizando encefalomielitis autoinmune experimental (EAE). Al ratón se le inyecta una emulsión que contiene un péptido neuronal y un adyuvante, lo que desencadena una respuesta inmunitaria que activa las células T autorreactivas. A esto le sigue una inyección de toxina pertussis (PTX) para aumentar la permeabilidad de la barrera hematoencefálica, lo que permite que las células T autorreactivas se infiltren en el cerebro. Esta...

Source: Schmitz, K., et al., Bioluminiscencia e imágenes en el infrarrojo cercano de la neuritis óptica y la inflamación cerebral en el modelo EAE de esclerosis múltiple en ratones. J. Vis. Exp. (2017).Este video demuestra el método para visualizar y monitorear la encefalomielitis autoinmune experimental o la inflamación inducida por EAE en el nervio óptico usando Imágenes de bioluminiscencia. Incluye el posicionamiento del ratón, la inyección de reactivos y la captura de imágenes secuenciales...

Imágenes de bioluminiscencia en un modelo de ratón EAE

Este manuscrito describe los métodos para la inducción y puntuación del modelo experimental de encefalomielitis autoinmune (EAE), junto con la evaluación de la distribución de células inmunitarias y los niveles de citocinas de ARNm en ganglios linfáticos, bazo, sangre y médula espinal mediante citometría de flujo y PCR cuantitativa, respectivamente, en varias fases de la enfermedad.

La inducción de la encefalomielitis autoinmune experimental en ratones y evaluación de la distribución de la enfermedad dependiente de las células inmunes en diversos tejidos

Este protocolo describe cómo determinar si los tratamientos farmacológicos para la encefalomielitis autoinmune experimental muestran protección del SNC como consecuencia de la supresión de la infiltración de células inmunitarias o son neuroprotectores durante el ataque de la infiltración de células inmunitarias.

La determinación de supresión del sistema inmunológico frente a la protección del SNC para Intervenciones farmacológicas en la desmielinización autoinmune

Mostramos una técnica para la bioluminiscencia in vivo en vivo y en el infrarrojo cercano de formación de imágenes de la neuritis óptica y la encefalitis en el modelo de encefalomielitis autoinmune experimental (EAE) para la esclerosis múltiple en ratones SJL / J.

La bioluminiscencia e infrarrojo cercano de imagen de la neuritis óptica y la inflamación cerebral en el modelo de EAE de esclerosis múltiple en ratones

El objetivo de este protocolo es aislar los microvasculares de múltiples regiones del sistema nervioso central de vertebrados lisencéfalos y gyrencéfalos.

Aislamiento confiable de microvasculares del sistema nervioso central en cinco grupos de vertebrados

Este manuscrito presenta un protocolo para inducir la encefalomielitis autoinmune experimental activa (EAE) en ratones. También se presenta un método para el aislamiento y caracterización de los linfocitos infiltrados en el sistema nervioso central (SNC) para mostrar cómo los linfocitos participan en el desarrollo de la enfermedad autoinmune del SNC.

Análisis citométrico de flujo de infiltración de linfocitos en el sistema nervioso central durante la encefalomielitis autoinmune experimental

La encefalomielitis autoinmune experimental (EAE) sirve como modelo animal de esclerosis múltiple. En este artículo se describe un enfoque para la puntuación de la inflamación, desmielinización y lesión axonal de la médula espinal en EAE. Además, se presenta un método para cuantificar los niveles de luz de neurofilamentos solubles en el suero de ratones, lo que facilita la evaluación de la lesión axonal en ratones vivos.

Puntuación de la inflamación del sistema nervioso central, la desmielinización y la lesión axonal en la encefalomielitis autoinmune experimental

Aprende a evaluar la permeabilidad de la barrera hematoencefálica y la actividad de gelatinasas durante la encefalomielitis autoinmune experimental en ratones C57-Black/6. Este método permite correlacionar eventos neuroinflamatorios con signos clínicos.

Visualizar el deterioro de las barreras endoteliales y Glial de la unidad Neurovascular durante la encefalomielitis Autoinmune Experimental In Vivo (Video) | JoVE Journal

Visualizar el deterioro de las barreras endoteliales y Glial de la unidad Neurovascular durante la encefalomielitis Autoinmune Experimental In Vivo

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