建立大鼠永久性颈静脉插管的显微外科技能，用于口服药物的连续血液采样

从小型实验动物中重复取样血液是药物先导物优化的一个重要方面。该协议详细介绍了建立永久性颈静脉插管大鼠模型的显微外科技能。该技术可以有效地建立颈静脉插管大鼠模型，并在避免压力和疼痛的同时，通过插管反复收集有意识的大鼠的血液样本。

定位颈静脉及其插管非常重要，因为此模型无法直观地演示解剖复杂性。首先，用75%医用酒精制备无菌工作站，然后用与氧气混合的异氟醚麻醉剃须的大鼠。皮下注射美洛昔康溶液，剂量为每公斤2毫克，然后用镊子小心地抬起颈部中线右侧锁骨附近的皮肤，并使用一把手术剪刀，向胸部开一个1.5至2厘米长的切口。

为了暴露颈静脉下方，使用虹膜剪刀钝化薄薄的组织覆盖物。颈外静脉的头端近端由两个分支组成，可以直观地识别。抬起颈静脉及其结缔膜组织，以可视化附着在颈静脉上的淋巴腺。

小心地将沿血管方向的静脉与周围的肌肉、脂肪和其他组织分开。在不损伤侧支血管的情况下将镊子轻推颈静脉下方，并在静脉下通过两块6-0缝合线，分别标记血管的两端。将一块缝合线尽可能向大鼠头拉，并用镊子用两到三个结将静脉颅骨缝合。

将第二个结扎带放在静脉的尾端，用一个松散的结。将11厘米的聚氨酯或PU导管连接到装有肝素化盐水的钝头注射器上，然后缓慢将肝素化的盐水推入导管中以避免气泡。将颈静脉下方镊子的非尖端平坦侧轻推到另一侧退出。

用一对卡斯特罗维耶霍微剪刀在颅带附近的静脉上做一个小的V形切口，并用肘部血管扩张器镊子的尖端轻轻打开切口。切除颈静脉导管前端的斜开口。用镊子植入管的斜端，并将其滑入颈静脉。

在推进导管时，慢慢拔出肘部显微外科镊子，并用镊子夹住血管的外表面。在击中PU管的第一个蓝色标记时停止插入导管，该标记的长度约为三厘米。使用镊子将插入的导管固定在静脉上，同时使用尾部和喙状结扎。

使用缝合针将6-0缝合线穿过切口右侧暴露的组织，并用止血剂绑扎结扎。然后在第二个蓝色标记处弯曲导管以使用相同的结扎线，并避免阻塞PU管。剪下所有多余的缝合线后，用22号不锈钢塞替换钝头注射器，关闭导管。

将大鼠置于背部位置，并用浸泡在75%医用酒精中的棉球轻轻清洁肩胛骨之间的区域。使用手术剪刀，在背颈中心做一个非常小的切口。通过背侧切口，引导并轻轻地将皮肤下方的推杆推向颈部右侧的腹侧切口。

将静脉导管放入穿刺器中，然后拔出并将静脉导管引导至背侧切口。将外切导管固定到肌肉层后，用6-0尼龙缝合线和缝合针关闭腹侧和背侧切口的皮肤层，并用碘伏法拭子所有手术切口。接下来，用指尖扣住导管，取下导管塞。

放置一个新的钝头注射器，然后慢慢拉回注射器以测试血流。用指尖再次握住导管。使用钝头注射器将0.2毫升肝素盐水和0.1毫升锁溶液注入导管，然后用不锈钢塞子代替注射器。

松开导管并稍微推入插头，以确保导管的密封性。收集血液样本进行血液学检查，将大鼠置于抑制器中，打开塞子，然后将注射器插入静脉PU导管中，以确保导管不被阻塞。丢弃最初抽出的含有血液，肝素化盐水和导管锁紧溶液混合物的血液。

使用新的注射器，收集150微升新鲜血液样本，并将血液样本转移到先前喷有K2EDTA的0.5毫升管中。注射150微升预热的生理盐水，并通过导管输注0.2毫升无菌肝素化生理盐水。将100微升锁定溶液注入导管中，以确保在下一次样品收集之前导管的密封性和无菌性。

在目前的研究中，研究了术后六天的生理和血液状况。大多数大鼠在手术后四至六天内恢复，表现为体重增加超过10克，定期进食，与感染，脱水和炎症有关的选定血液成分，包括白细胞，红细胞，血红蛋白和血小板计数。因此，大鼠在手术后需要至少四到六天的恢复时间。

大量饮水表明术后第一天脱水。此外，在已建立的颈静脉插管大鼠模型中研究了天然多酚鞣花酸的药代动力学，其生物利用度差表现为其24小时内血浆浓度低。正确隔离颈静脉是最重要的第一步，因为嵌入其他软组织的颈静脉可能不会立即被研究人员看到。

同一动物内的序贯血液采样可以在已建立的JVC大鼠模型中进行。它是评估药物配方体内性能的有用且强大的工具。