Summary

Sin etiquetas In situ Imágenes de lignificación de las paredes celulares vegetales

Published: November 01, 2010
doi:

Summary

Un método basado en la microscopía confocal de Raman que se presenta ofrece sin etiquetas de visualización de la lignina en las paredes celulares vegetales y comparación de lignificación en los diferentes tejidos, muestras o especies.

Abstract

Energía satisfacer las crecientes demandas de forma segura y eficiente es un desafío urgente global. Por lo tanto, la investigación sobre la producción de biocombustibles, que busca encontrar soluciones rentables y sostenibles se ha convertido en una tarea de actualidad y crítica. Biomasa lignocelulósica es un punto de convertirse en la principal fuente de biomasa para la conversión a biocombustibles líquidos 1.6. Sin embargo, la terquedad de estos materiales de la pared celular de los vegetales a la degradación económica y eficiente ofrece un gran impedimento para su uso en la producción de biocombustibles y productos químicos 4. En particular, la lignina, una compleja e irregular poli-fenilpropanoides heteropolímero, se vuelve problemática a la deconstrucción post-cosecha de biomasa lignocelulósica. Por ejemplo en la conversión de biomasa para biocombustibles, que inhibe la sacarificación en los procesos dirigidos a la producción de azúcares simples para la fermentación de 7. El uso eficaz de la biomasa vegetal con fines industriales es, de hecho, depende en gran medida del grado en que está lignificada de la pared celular de las plantas. La eliminación de la lignina es un factor de costo y la limitación de 8 y la lignina se ha convertido en un mejoramiento de las plantas y el objetivo clave de la ingeniería genética con el fin de mejorar la conversión de la pared celular.

Herramientas analíticas que permitan la caracterización precisa de una rápida lignificación de las paredes celulares de plantas cada vez más importante para la evaluación de un gran número de poblaciones que se reproducen. Procedimientos de extracción para el aislamiento de los componentes nativos como la lignina son inevitablemente destructiva, dando lugar a productos químicos significativos y modificaciones estructurales 9.11. Química analítica en los métodos in situ son herramientas muy valiosas para la caracterización de la composición y estructura de materiales lignocelulósicos. Microscopía Raman es una técnica que se basa en la dispersión inelástica o Raman de luz monocromática, como la de un láser, que se relaciona con el cambio de energía de los fotones de láser para las vibraciones moleculares y presenta una intrínseca sin etiqueta molecular "huella digital" de la muestra . Microscopía Raman puede permitirse mediciones no destructivas y de bajo costo en comparación con una preparación mínima de la muestra, dando ideas sobre la composición química y la estructura molecular de una cerca de estado nativo. Imagen química por microscopía confocal de Raman ha sido utilizado anteriormente para la visualización de la distribución espacial de la celulosa y lignina en las paredes celulares de madera 12/14. Basándose en estos resultados antes, han adoptado recientemente este método para comparar la lignificación de tipo salvaje y lignina deficiente transgénicos Populus trichocarpa (negro álamo) madre de madera 15. El análisis de las bandas Raman lignina 16,17 en la región espectral entre 1.600 y 1.700 cm-1, la intensidad de la señal de la lignina y la localización fueron asignadas en el lugar. Nuestro enfoque visualizar las diferencias en el contenido de lignina, la localización y composición química. Más recientemente, hemos demostrado de imágenes Raman de los polímeros de la pared celular en Arabidopsis thaliana con una resolución lateral que es sub-micras 18. En este caso, este método se presenta ofreciendo la visualización de la lignina en las paredes celulares vegetales y comparación de lignificación en los diferentes tejidos, muestras o especies sin manchas o el etiquetado de los tejidos.

Protocol

1. Preparación de la muestra Montar la muestra vegetal hidratada, por ejemplo, la madera del tallo o el tronco de álamo de Arabidopsis thaliana, en el microtomo. Los cortes de secciones delgadas (generalmente de 20 m de espesor) a partir del tejido de origen. Transferencia de la sección de la planta sobre un portaobjetos de vidrio. Remoje la sección de la planta en D 2 O y se cubre con un cubreobjetos de cristal, que se sella en el portaobjetos del microsc…

Discussion

Materiales lignocelulósicos son jerárquicos y heterogéneos con respecto a la estructura y composición. Para una herramientas de caracterización en profundidad de análisis que tienen sensibilidad a los químicos, la resolución espacial, y que proporcionan información sobre estos materiales en el contexto nativos son deseables. El método descrito permite la visualización de la lignina y la comparación de lignificación de la biomasa vegetal lignocelulósica con una resolución espacial que es sub-micras, sin ma…

Declarações

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

Damos las gracias a Andrew Carroll, Chaibang brillante, Purbasha Sarkar (Energy Biosciences Institute, Berkeley), Bahram Parvin (Lawrence Berkeley National Laboratory) y Vincent L. Chiang (North Carolina State University) para colaboraciones fructíferas y útiles debates. Este trabajo fue apoyado por el Instituto de Biociencias de la Energía. Trabajo en la fundición molecular fue apoyada por la Oficina de Ciencia de la Oficina de Ciencias Básicas de Energía, del Departamento de Energía de EE.UU. bajo el contrato No. DE-AC02-05CH1123.

Materials

Material Name Tipo Company Catalogue Number Comment
microscope slides        
cover slips        
D2O        
nail polish        
immersion oil        
tweezers        
pointed brush        
microtome        
confocal Raman microscope        

Referências

  1. Herrera, S. Bonkers about biofuels. Nat Biotechnol. 24, 755-760 (2006).
  2. Himmel, M. E. Biomass recalcitrance: Engineering plants and enzymes for biofuels production. Science. 315, 804-807 (2007).
  3. Pauly, M., Keegstra, K. Cell-wall carbohydrates and their modification as a resource for biofuels. Plant J. 54, 559-568 (2008).
  4. Pauly, M., Keegstra, K. Physiology and metabolism ‘Tear down this wall. Curr Opin Plant Biol. 11, 233-235 (2008).
  5. Ragauskas, A. J. The path forward for biofuels and biomaterials. Science. 311, 484-489 (2006).
  6. Somerville, C. Biofuels. Curr Biol. 17, R115-R119 (2007).
  7. Ralph, J., Brunow, G., Boerjan, W. . Lignins in Encyclopedia of Life Sciences. , (2007).
  8. Chiang, V. L. From rags to riches. Nat Biotechnol. 20, 557-558 (2002).
  9. Atalla, R. H., Agarwal, U. P. Raman microprobe evidence for lignin orientation in the cell walls of native woody tissue. Science. 227, 636-638 (1985).
  10. Atalla, R. H., Agarwal, U. P. Recording Raman spectra from plant cell walls. J Raman Spectrosc. 17, 229-231 (1986).
  11. Fukushima, K. Regulation of syringyl to guaiacyl ratio in lignin biosynthesis. J Plant Res. 114, 499-508 (2001).
  12. Agarwal, U. P. Raman imaging to investigate ultrastructure and composition of plant cell walls: distribution of lignin and cellulose in black spruce wood (Picea mariana). Planta. 224, 1141-1153 (2006).
  13. Gierlinger, N., Schwanninger, M. Chemical imaging of poplar wood cell walls by confocal Raman microscopy. Plant Physiol. 140, 1246-1254 (2006).
  14. Gierlinger, N., Schwanninger, M. The potential of Raman microscopy and Raman imaging in plant research. Spectrosc Int J. 21, 69-89 (2007).
  15. Schmidt, M. Label-free in situ imaging of lignification in the cell wall of low lignin transgenic Populus trichocarpa. Planta. 230, 589-597 (2009).
  16. Agarwal, U. P., Argyropoulos, D. S. An Overview of Raman Spectroscopy as Applied to Lignocellulosic Materials. Advances in Lignocellulosics Characterization. , 201-225 (1999).
  17. Agarwal, U. P., Ralph, S. A. Determination of ethylenic residues in wood and TMP of spruce by FT-Raman spectroscopy. Holzforschung. 62, 667-675 (2008).
  18. Schmidt, M. Raman imaging of cell wall polymers in Arabidopsis thaliana. Biochem Biophys Res Comm. 395, 521-523 (2010).

Play Video

Citar este artigo
Schmidt, M., Perera, P., Schwartzberg, A. M., Adams, P. D., Schuck, P. J. Label-free in situ Imaging of Lignification in Plant Cell Walls. J. Vis. Exp. (45), e2064, doi:10.3791/2064 (2010).

View Video