Summary

Bir In vivo Kemirgen Model

Published: May 11, 2011
doi:

Summary

Bir<em> In vivo</em> Yaralanma hayvan modeli tarif edilir. Bu yöntem, fibula sinir subkutan pozisyon yararlanır. , Hız, kas aktivasyon zamanlama, hareket ark tüm önceden belirlenmiş ve ticari yazılımı kullanarak senkronize. Mesaj yaralanma değişiklikler izlenir<em> In vivo</em> MR / spektroskopisi kullanarak.

Abstract

Kas suşları doktorlar tarafından tedavi edilen en yaygın şikayetlerden biridir. Ancak bir kas hasarı, genellikle hastanın öyküsü ve fizik muayene tek başına tanısı, klinik prezentasyon, kas hasarı veya kas hastalıkları, kas hasarı değerlendirmesi hastalarda yaralanma, hastanın ağrı toleransı, vb ölçüde büyük ölçüde bağlı olarak değişebilir. hassasiyet, hareket gücü, menzil ve daha yakın zamanda, görüntüleme çalışmaları gibi klinik belirtiler, genellikle sınırlı. Kas hasarı ile serum kreatin kinaz düzeyleri gibi biyolojik belirteçleri, genellikle yükselir, ancak bunların seviyelerini her zaman güç üretim kaybı ile ilişkili değildir. Bu zarar bir "doğrudan ölçmek" sağlayan hayvanlar, histolojik bulgular bile doğrudur, ancak fonksiyon kaybı hesabı yok. Bazı iddia, kas kasılma kuvveti genel sağlık en kapsamlı önlem. Kas hasarı çeşitli biyomekanik koşullar altında meydana gelen rastgele bir olay olduğundan, çalışmak zordur. Burada, in vivo hayvan modelinde bir tork ölçmek için üretmek ve güvenilir bir kas hasarı açıklar. Ayrıca in situ izole kas kuvveti ölçümü için model tarif. Ayrıca, küçük hayvan MRI prosedürü açıklar.

Protocol

1 in vivo yaralanma Model ve izometrik tork ölçümü. Bu prosedürler, sıçan ve fareler 7,17,18 için kullanılabilir . Başlamak için, hassas bir buharlaştırıcı (kedi # 91.103, Veteriner Equip, Inc, Pleasanton inhalasyon anestezi (~% 4-5, bir indüksiyon odasında indüksiyonu için izofluran daha sonra bakım için bir roket ucu konisi yoluyla izofluran% 2 ~) altında hayvan yatar , CA). Kurumasını kornealar korumak için her gözün steril oftalmik krem ​​(Paralube Veteri…

Discussion

"Muscle hasar", birçok şekillerde tanımlanmış ve ölçülmüştür. Yapısal hasar histolojik bulgular 6,9 bellidir, ama birçok hayvan çalışmalarında kullanılan da dahil olmak üzere kas hasarı değerlendirmek için kullanılan biyolojik belirteç bir sorun, genellikle kuvvet kaybı ile korele olmadığını. Kas hasarı genellikle incelemek için kullanılan testin kapsamında tanımlanmış ve hiç bir bulgu yaralanma sonrası kontraktilite değişiklikleri için hesap. Tam kasılma fo…

Declarações

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

Yazarlar Maryland Translasyonel Görüntüleme (C-TRIM) ve Manyetik Rezonans Araştırma Merkezi (MRRC) Çekirdek laboratuvar alanı ve tesisleri ve Dr. Rao Gullapalli ve Da Shi yaptığı cömert bağış için Dr Robert Bloch teşekkür etmek istiyorum teknik destek için. Bu çalışma, Jain Vakfı JAR Sağlık (K01AR053235 ve 1R01AR059179) Ulusal Sağlık Enstitüleri ve Müsküler Distrofi Derneği (# 4278), ve hibe RML bağışları ile desteklenmiştir.

Materials

(All equipment is the same for mice and rats except for the footplate)

  • BUD Value Line Cabinet (Newark, 06M4718)
  • Multifunction l/O USB-6221M (National Instruments, 779808-01)
  • Stepper motor controller (Newark, 16M4189)
  • Stepper Motor (Newark, 16M4198)
  • Strain Gauge Amplifier (Honeywell, Sensotec, DV-05)
  • Torque Sensor (Honeywell, QWLC-8M)
  • Foot plate and stabilization device (custom made, patent pending)

Referências

  1. Aldridge, R. Muscle pain after exercise is linked with an inorganic phosphate increase as shown by 31P. NMR. Biosci. Rep. 6, 663-663 (1986).
  2. Argov, Z., Lofberg, M., Arnold, D. L. Insights into muscle diseases gained by phosphorus magnetic resonance spectroscopy. Muscle Nerve. 23, 1316-1316 (2000).
  3. Brooks, S. V., Zerba, E., Faulkner, J. A. Injury to muscle fibres after single stretches of passive and maximally stimulated muscles in mice. J. Physiol. 488, 459-459 (1995).
  4. Burkholder, T. J. Relationship between muscle fiber types and sizes and muscle architectural properties in the mouse hindlimb. J. Morphol. 221, 177-177 (1994).
  5. Hakim, M. Dexamethasone and Recovery of Contractile Tension after a Muscle Injury. Clin. Orthop. Relat Res. 439, 235-235 (2005).
  6. Hamer, P. W. Evans Blue Dye as an in vivo marker of myofibre damage: optimising parameters for detecting initial myofibre membrane permeability. J. Anat. 200, 69-69 (2002).
  7. Hammond, J. W. Use of Autologous Platelet-rich Plasma to Treat Muscle Strain Injuries. Am. J. Sports Med. , (2009).
  8. Heemskerk, A. M. Determination of mouse skeletal muscle architecture using three-dimensional diffusion tensor imaging. Magn Reson. Med. 53, 1333-1333 (2005).
  9. Ho, K. W. Skeletal muscle fiber splitting with weight-lifting exercise in rats. Am. J. Anat. 157, 433-433 (1980).
  10. Huijing, P. A., Baan, G. C. Myofascial force transmission causes interaction between adjacent muscles and connective tissue: effects of blunt dissection and compartmental fasciotomy on length force characteristics of rat extensor digitorum longus muscle. Arch. Physiol Biochem. 109, 97-97 (2001).
  11. Ingalls, C. P. Dihydropyridine and ryanodine receptor binding after eccentric contractions in mouse skeletal muscle. J. Appl. Physiol. 96, 1619-1619 (2004).
  12. Lee, D., Marcinek, D. Noninvasive in vivo small animal MRI and MRS: basic experimental procedures. J. Vis. Exp. , (2009).
  13. Lovering, R. M., Deyne, P. G. D. e. Contractile function, sarcolemma integrity, and the loss of dystrophin after skeletal muscle eccentric contraction-induced injury. Am. J. Physiol Cell Physiol. 286, C230-C238 (2004).
  14. Lovering, R. M. The contribution of contractile pre-activation to loss of function after a single lengthening contraction. J. Biomech. 38, 1501-1501 (2005).
  15. Lovering, R. M. Recovery of function in skeletal muscle following 2 different contraction-induced injuries. Arch. Phys. Med. Rehabil. 88, 617-617 (2007).
  16. Provencher, S. W. Automatic quantitation of localized in vivo 1H spectra with LCModel. NMR Biomed. 14, 260-260 (2001).
  17. Roche, J. A., Lovering, R. M., Bloch, R. J. Impaired recovery of dysferlin-null skeletal muscle after contraction-induced injury in vivo. Neuroreport. 19, 1579-1579 (2008).
  18. Stone, M. R. Absence of keratin 19 in mice causes skeletal myopathy with mitochondrial and sarcolemmal reorganization. J. Cell Sci. 120, 3999-3999 (2007).
  19. Van Donkelaar, C. C. Diffusion tensor imaging in biomechanical studies of skeletal muscle function. J. Anat. 194, 79-79 (1999).
  20. Vogl, T. J. The value of in-vivo 31-phosphorus spectroscopy in the diagnosis of generalized muscular diseases. The clinical results and the differential diagnostic aspects. Rofo. 162, 455-455 (1995).
check_url/pt/2782?article_type=t

Play Video

Citar este artigo
Lovering, R. M., Roche, J. A., Goodall, M. H., Clark, B. B., McMillan, A. An in vivo Rodent Model of Contraction-induced Injury and Non-invasive Monitoring of Recovery. J. Vis. Exp. (51), e2782, doi:10.3791/2782 (2011).

View Video