Summary

Constant Pressure-gesteuerte Extrusionsverfahren zur Herstellung von Nano-Größe Lipidvesikeln

Published: June 22, 2012
doi:

Summary

Dieses Protokoll beschreibt ein Extrusionsverfahren zur Herstellung Lipidvesikel von Submikrometer-Abmessungen mit einem hohen Grad an Homogenität. Dieses Verfahren verwendet eine Druck-Steuerung mit gesteuerten Stickstoff Flussraten für Liposomenpräparation. Die Lipid-Vorbereitung<sup> 1,2</sup>, Wird Liposomen Extrusion, Größe und Charakterisierung Beispiele vorgestellt werden.

Abstract

Liposomen sind künstlich hergestellte Vesikel aus natürlichen und synthetischen Phospholipiden, die weithin als eine Zellmembran imitiert Plattform, um Protein-Protein und Protein-Lipid-Wechselwirkungen 3, Drug-Delivery-Monitor 4,5 und 4 studierst Einkapselung verwendet werden. Phospholipide natürlich erstellen gebogene Lipid-Doppelschichten und zeichnet sich aus einer Micelle. 6 Liposomen werden traditionell von Größe und Anzahl der Doppelschichten, dh große unilamellare Vesikel (LUV), kleine einschichtige Vesikel (SUVs) und multilamellare Vesikel (MLV) 7 eingestuft. Insbesondere ist die Herstellung von homogenen Liposomen in verschiedenen Größen für das Studium Membrankrümmung, die eine wichtige Rolle bei der zellulären Signalübertragung, Endo-und Exozytose, Membranfusion und Proteintransport 8 wichtig. Mehrere Gruppen analysieren, wie sich Proteine ​​verwendet werden, zu modulieren Prozesse, die Membrankrümmung einzubeziehen und somit vorbereiten Liposomen mit Durchmessern <100 bis 400nm bis ihr Verhalten auf Zellfunktionen 3 studierst. Andere konzentrieren sich auf Liposom-Arzneistoff-Verkapselung, Studium Liposomen als Vehikel zu transportieren und liefern ein Medikament von Interesse 9. Drug-Kapselung erreicht wie während Liposomenbildung 9 gemeldet werden. Unsere Extrusionsschritt sollte nicht die verkapselten Wirkstoffs aus zwei Gründen, dh sie sollten (1) Wirkstoffverkapselung vor diesem Schritt erreicht werden und (2) Liposomen sollten ihrer natürlichen biophysikalischen und formstabil bleibt, sicher trägt das Arzneimittel im wässrigen Kern. Diese Forschungsergebnisse legen nahe, weitere Ziele die Notwendigkeit für eine optimierte Methode, um eine stabile Sub-Mikrometer-Lipidvesikel zu entwerfen.

Dennoch weisen die aktuellen Liposomenzubereitung Technologien (Beschallung 10, Frost-und Tauwetter-10, Sedimentation) nicht zulassen, Herstellung von Liposomen mit stark gekrümmten Oberfläche (dh Durchmesser <100 nm) mit hoher Konsistenz und Effizienz 10,5, die der physischen Begrenztheit Studien eines Emerging Bereich der Membrankrümmung Fernerkundung. Hier präsentieren wir eine robuste Herstellungsmethode für eine Vielzahl von biologisch relevanten Liposomen.

Manuelle Extrusion unter Verwendung gasdichte Spritzen und Polycarbonatmembranen 10,5 ist eine gängige Praxis, aber Heterogenität wird oft beobachtet, wenn mit Porengrößen <100 nm aufgrund aufgrund der Variabilität der manuellen Druck aufgebracht. Wir verwendeten einen konstanten Druck-gesteuerten Extrusionsvorrichtung, um synthetischen Liposomen, deren Durchmesser im Bereich zwischen 30 und 400 nm herzustellen. Die dynamische Lichtstreuung (DLS) 10, 11 und Elektronenmikroskopie Nanopartikel Tracking-Analyse (NTA) 12 wurden verwendet, um die Liposomen-Größen zu quantifizieren, wie in unserem Protokoll beschrieben, mit kommerziellen Polystyrol (PS) Perlen als Kalibrier-Standard verwendet. Eine nahezu lineare Korrelation zwischen der verwendeten Porengrößen und der experimentell bestimmten Liposomen beobachtet, was eine hohe Wiedergabetreue der druckgesteuerten Liposomenpräparation erfüllthod. Ferner haben wir gezeigt, dass diese Lipidvesikel Herstellungsverfahren allgemein anwendbar, unabhängig von verschiedenen Größen Liposom ist. Schließlich haben wir auch in einem zeitlichen Verlauf Studie zeigte, dass diese vorbereiteten Liposomen stabil waren für bis zu 16 Stunden. Ein Vertreter in Nano-Größe Liposomenzubereitung Protokoll wird unter Beweis gestellt.

Protocol

1. Liposomenpräparat Abrufen einer 20 ml-Glas mit einem mit Teflon ausgekleideten Deckel. Reinigen Sie alle Glaswaren und Spritzen mit Chloroform vor dem Gebrauch, um eine Kontamination zu verhindern. Übertragen Sie 100 ul Chloroform von Reagenzgüteklasse dem Glasfläschchen mit einer 250 ul luftdichten Glas Spritze. In 30 l Reagens reines Methanol zu dem gleichen Glasfläschchen mit einer 100 ul luftdichten Glas Spritze. Phosphatidylethanolamin (PAPST):: zu einer 2 …

Discussion

Verwenden des Avestin LiposoFast LF-50 Extruder, haben wir gezeigt, wie kleine, synthetischen Liposomen durch ein druckgesteuertes System hergestellt. Es ist wichtig zu beachten, dass multilamellare Vesikel spontan nach Liposom Hydratisierung, die Herstellung von kleineren Nanopartikel führen kann. Diese kleinen multilamellare Vesikel wird unweigerlich durch die größere Polycarbonat-Membran Porengröße fließen, wodurch Heterogenität in Lösungen von einschichtigen Vesikeln durch eine große Filterporengröße prod…

Declarações

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

Diese Arbeit wurde von dem Howard Hughes Medical Institute (HHMI) Collaborative Innovation Award unterstützt. LAM wurde von der Signaling and Cellular Verordnung National Institute of Health Ausbildungsförderung (T32 GM008759) und der NIH Ruth L. Kirschstein Pre-Doctoral Fellow (CA165349-01) unterstützt. Wir möchten Prof. Michael Stowell (CU Boulder), Prof. Douglas Rees und Prof. Rob Phillips (Caltech) für ihre wertvollen Kommentare danken.

Materials

Name of the reagent Company Catalogue number Comments
Chloroform Sigma-Aldrich 02432-25ML 95% stabilizers
High Grade Methanol Sigma-Aldrich 179337-4L  
Liposofast LF-50 Extruder Avestin, Inc.    
Phospholipids Avanti Polar Lipids    
Polycarbonate Pores Avestin, Inc.   25 mm diameter
Drain discs PE Avestin, Inc. 230600 25 mm diameter

Referências

  1. Connor, J., Bucana, C., Fidler, I. J., Schroit, A. J. Differentiation-dependent expression of phosphatidylserine in mammalian plasma membranes: quantitative assessment of outer-leaflet lipid by prothrombinase complex formation. Proc. Natl. Acad. Sci. U.S.A. 86, 3184-3188 (1989).
  2. Smith, S. A., Morrissey, J. H. Rapid and efficient incorporation of tissue factor into liposomes. J. Thromb. Haemost. 2, 1155-1162 (2004).
  3. Hui, E., Johnson, C. P., Yao, J., Dunning, F. M., Chapman, E. R. Synaptotagmin-mediated bending of the target membrane is a critical step in Ca(2+)-regulated fusion. Cell. 138, 709-721 (2009).
  4. Loughrey, H. C., Choi, L. S., Cullis, P. R., Bally, M. B. Optimized procedures for the coupling of proteins to liposomes. J. Immunol. Methods. 132, 25-35 (1990).
  5. Mui, B., Chow, L., Hope, M. J. Extrusion technique to generate liposomes of defined size. Methods Enzymol. 367, 3-14 (2003).
  6. Gruner, S. M., Cullis, P. R., Hope, M. J., Tilcock, C. P. Lipid polymorphism: the molecular basis of nonbilayer phases. Annu. Rev. Biophys. Biophys. Chem. 14, 211-238 (1985).
  7. Guven, A., Ortiz, M., Constanti, M., O’Sullivan, C. K. Rapid and efficient method for the size separation of homogeneous fluorescein-encapsulating liposomes. J. Liposome. Res. 19, 148-154 (2009).
  8. Zimmerberg, J., Kozlov, M. How proteins produce cellular membrane curvature. Nature Reviews Molecular Cell Biology. 7, 9-19 (2006).
  9. Chonn, A., Cullis, P. R. Recent advances in liposomal drug-delivery systems. Curr. Opin. Biotechnol. 6, 698-708 (1995).
  10. Mayer, L. D., Hope, M. J., Cullis, P. R. Vesicles of variable sizes produced by a rapid extrusion procedure. Biochim. Biophys. Acta. 858, 161-168 (1986).
  11. Matsuoka, K., Schekman, R. The use of liposomes to study COPII- and COPI-coated vesicle formation and membrane protein sorting. Methods. 20, 417-428 (2001).
  12. Dragovic, R. A., Gardiner, C., Brooks, A. S., Tannetta, D. S., Ferguson, D., Hole, P., Carr, B., Redman, C., Harris, A. L., Dobson, P. J., Harrison, P., Sargent, I. L. Sizing and phenotyping of cellular vesicles using Nanoparticle Tracking Analysis. Nanomedicine. , (2011).
  13. Hunter, D. G., Frisken, B. J. Effect of extrusion pressure and lipid properties on the size and polydispersity of lipid vesicles. Biophys J. 74, 2996-3002 (1998).

Play Video

Citar este artigo
Morton, L. A., Saludes, J. P., Yin, H. Constant Pressure-controlled Extrusion Method for the Preparation of Nano-sized Lipid Vesicles. J. Vis. Exp. (64), e4151, doi:10.3791/4151 (2012).

View Video