Восстановление Kv канала в липидные мембраны для Структурно-функциональные исследования
Summary
Процедуры для полного восстановления прототип напряжения закрытого калиевых каналов в липидных мембран описаны. Восстановленные каналы подходят для биохимических анализов, электрические записи, лиганд скрининга и электронно исследования кристаллографических. Эти методы могут иметь общего применения в структурных и функциональных исследований других мембранных белков.
Abstract
Для изучения липид-белковых взаимодействий в редукционистский моды, необходимо включить мембранных белков в мембранах четко определенных липидной композиции. Мы изучаем липидов зависит эффект стробирования в прототипе напряжения закрытого калия (кВ) канал и разработали подробные процедуры для восстановления каналов в различных системах мембраны. Наши процедуры восстановления принимать рассмотрение как моющее средство индуцированного слияния пузырьков и слитый белок / детергент мицеллы с липидной / детергент смешанные мицеллы, а также важность достижения равновесного распределения липидов у белка / детергент / липид и моющего средства / липид смешанные мицеллы. Наши данные свидетельствуют о том, что введение каналов в липидных везикул относительно случайной ориентации, а также восстановление эффективность настолько высока, что нет обнаруживаемых совокупностей белка были замечены в фракционирование экспериментов. Мы использовали восстановитьд каналов для определения конформационных состояний каналов в различных липидов записи электрических деятельности небольшим количеством каналов включены в плоских липидных бислоев, экран конформационно-специфических лигандов из пептидных фаговых дисплеев, библиотеку и поддерживать рост кристаллов 2D каналов в мембранах. Восстановление процедуры, описанные здесь, могут быть адаптированы для изучения других мембранных белков в липидных двойных слоев, особенно для исследования липидов действие на эукариотические напряжения закрытого ионных каналов.
Introduction
Клетки обмена материалами и информацией с окружающей средой через функции специфических белков мембраны 1. Мембранные белки в клеточных мембранах функционировать как насосы, каналы, рецепторы, ферменты внутримембранных, линкеры и структурные сторонников через мембраны. Мутации, которые влияют на мембранные белки были связаны со многими заболеваниями человека. В самом деле, многие мембранные белки были основными целями наркотиков, потому что они важны и легко доступны в клеточных мембранах. Поэтому очень важно понимать структуру и функцию различных мембранных белков в мембранах, и делают возможным разработать новые методы, чтобы облегчить вредных эффектов от мутантных белков в человеческих болезней.
Липиды окружают все мембранные белки интегрированы в 2 бислоя, 3. В эукариотических мембраны, различные типы липидов, как известно, организованных в микродоменов 4, 5.Многие мембранные белки, как было показано, распределяется между этими микродоменов а также громоздкие жидкой фазы мембран 3, 6. Механизм, лежащий организации микродоменов и поставка мембранных белков в них и физиологическое значение таких распределений явно важна, но остаются плохо изученными. Одним из основных технических трудностей в изучении влияния на липидный мембранных белков является надежным восстановления биохимически очищенных мембранных белков в мембраны хорошо контролируемых липидный состав, так что почти все восстановленные белки являются функциональными 7. В последние несколько лет, мы разработали методы для восстановления прототипа напряжения закрытого канала калия из A. Pernix (KvAP) в различные мембранные системы для структурных и функциональных исследований 8-10. Данные от других и нас вместе показали, что липиды, вероятно определителя в конформационные изменения напряжения зондированиядоменами напряжения закрытого ионных каналов и может формировать структуры некоторых из этих каналов 11. В следующем, мы предоставим подробное описание наших методов и предложит важные технические советы, которые, скорее всего, обеспечить успешное воспроизводство наших результатах, а также расширение наших методов в исследованиях других мембранных белков.
Protocol
Representative Results
Discussion
Восстановление KvAP каналов в различных мембран был использован в нескольких исследованиях 8-10. Следуя идее обеспечения распределение липидов между моющего средства / смешанные мицеллы липидов и белков / моющее средство / липидного смешанные мицеллы, мы способны достичь почти полн…
Declarações
The authors have nothing to disclose.
Acknowledgements
Исследования по KvAP в Цзян лаборатории получили значительную помощь от лаборатории доктора Родерик МакКиннон автора в Университете Рокфеллера. Особая благодарность доктору Kathlynn Браун и Майкл McQuire за их советы и помощь в нашей фага экране экспериментов. Работа выполнена при поддержке грантов от NIH (GM088745 и GM093271 к Q-XJ) и AHA (12IRG9400019 к Q-XJ).
Materials
| Name of Reagent/Material | Company | Catalog Number | Comments |
| Tryptone | RPI Corp. | T60060 | |
| Yeast Extract | RPI Corp. | Y20020 | |
| NaCl | Fisher | S271-3 | |
| Tris Base | RPI Corp. | T60040 | |
| Potassium Chloride | Fisher | BP366-500 | |
| n-Dodecyl-β-D-Maltoside | Affymetrix | D322S | Sol-grade |
| n-Octyl-β-D-Glucoside | Affymetrix | O311 | Ana-grade |
| Aprotinin | RPI Corp. | A20550-0.05 | |
| Leupeptin | RPI Corp. | L22035-0.025 | |
| Pepstatin A | RPI Corp. | P30100-0.025 | |
| PMSF | SIGMA | P7626 | |
| Dnase I | Roche | 13407000 | |
| Bio-Bead SM-2 | Bio-Rad | 152-3920 | |
| HEPES | RPI Corp. | H75030 | |
| POPE | Avanti Polar Lipids | 850757C | |
| POPG | Avanti Polar Lipids | 840457C | |
| DOGS | Avanti Polar Lipids | 870314C | |
| DMPC | Avanti Polar Lipids | 850345C | |
| Biotin-DOPE | Avanti Polar Lipids | 870282C | |
| DOTAP | Avanti Polar Lipids | 890890C | |
| NeutrAvidin agarose beads | Piercenet | 29200 | |
| Dialysis Tubing | Spectrum Laboratories, Inc | 132-570 | |
| Pentane | Fisher | R399-1 | |
| Decane | TCI America | D0011 | |
| MTS-PEG5000 | Toronto Research Cemicals | M266501 |
Referências
- Alberts, B., et al. . Molecular Biology of the Cell. , (2007).
- Lee, A. G. How lipids and proteins interact in a membrane: a molecular approach. Mol. Biosyst. 1, 203 (2005).
- Lee, A. G. How lipids affect the activities of integral membrane proteins. Biochim. Biophys. Acta. 1666, 62 (2004).
- Anderson, R. G. The caveolae membrane system. Annu. Rev. Biochem. 67, 199 (1998).
- Simons, K., Vaz, W. L. Model systems, lipid rafts, and cell membranes. Annu. Rev. Biophys. Biomol. Struct. 33, 269 (2004).
- Edidin, M. The state of lipid rafts: from model membranes to cells. Annu. Rev. Biophys. Biomol. Struct. 32, 257 (2003).
- Kapoor, R., Kim, J. H., Ingolfson, H., Andersen, O. S. Preparation of Artificial Bilayers for Electrophysiology Experiments. J. Vis. Exp. (20), e1033 (2008).
- Zheng, H., Liu, W., Anderson, L. Y., Jiang, Q. X. Lipid-dependent gating of a voltage-gated potassium channel. Nat. Commun. 2, 250 (2011).
- Schmidt, D., Jiang, Q. X., MacKinnon, R. Phospholipids and the origin of cationic gating charges in voltage sensors. Nature. 444, 775 (2006).
- Ruta, V., Jiang, Y., Lee, A., Chen, J., MacKinnon, R. Functional analysis of an archaebacterial voltage-dependent K+ channel. Nature. 422, 180 (2003).
- Jiang, Q. X., Gonen, T. The influence of lipids on voltage-gated ion channels. Curr. Opin. Struct. Biol. , 3408884 (2012).
- Artimo, P., et al. ExPASy: SIB bioinformatics resource portal. Nucleic Acids Res. 40, W597 (2012).
- Cladera, J., Rigaud, J. L., Villaverde, J., Dunach, M. Liposome solubilization and membrane protein reconstitution using Chaps and Chapso. Eur. J. Biochem. 243, 798 (1997).
- Levy, D., Bluzat, A., Seigneuret, M., Rigaud, J. L. A systematic study of liposome and proteoliposome reconstitution involving Bio-Bead-mediated Triton X-100 removal. Biochim. Biophys. Acta. 1025, 179 (1990).
- Young, H. S., Rigaud, J. L., Lacapere, J. J., Reddy, L. G., Stokes, D. L. How to make tubular crystals by reconstitution of detergent-solubilized Ca2(+)-ATPase. Biophys. J. 72, 2545 (1997).
- Levy, D., Gulik, A., Bluzat, A., Rigaud, J. L. Reconstitution of the sarcoplasmic reticulum Ca(2+)-ATPase: mechanisms of membrane protein insertion into liposomes during reconstitution procedures involving the use of detergents. Biochim. Biophys. Acta. 1107, 283 (1992).
- Cohen, F. S., Zimmerberg, J., Finkelstein, A. Fusion of phospholipid vesicles with planar phospholipid bilayer membranes. II. Incorporation of a vesicular membrane marker into the planar membrane. The Journal of General Physiology. 75, 251 (1980).
- Fuks, B., Homble, F. Permeability and electrical properties of planar lipid membranes from thylakoid lipids. Biophysical Journal. 66, 1404 (1994).
- Hanke, W., Schlue, W. -. R., Sattelle, D. B. Planar Lipid Bilayers. Methods and Applications. Biological Techniques. , 133 (1993).
- Tien, H. T. . Bilayer lipid membranes (BLM). Theory and Practice. , 655-65 (1974).
- Pagano, R. E., Ruysschaert, J. M., Miller, I. R. The molecular composition of some lipid bilayer membranes in aqueous solution. The Journal of Membrane Biology. 10, 11 (1972).
- Henn, F. A., Thompson, T. E. Properties of lipid bilayer membranes separating two aqueous phases: composition studies. Journal of Molecular Biology. 31, 227 (1968).
- Tao, X., MacKinnon, R. Functional analysis of Kv1.2 and paddle chimera Kv channels in planar lipid bilayers. J. Mol. Biol. 382, 24 (2008).
- Cohen, F. S., Akabas, M. H., Zimmerberg, J., Finkelstein, A. Parameters affecting the fusion of unilamellar phospholipid vesicles with planar bilayer membranes. The Journal of Cell Biology. 98, 1054 (1984).
- Smith, G. P., Petrenko, V. A. Phage Display. Chem. Rev. 97, 391-39 (1997).
- McGuire, M. J., Li, S., Brown, K. C. Biopanning of phage displayed peptide libraries for the isolation of cell-specific ligands. Methods Mol. Biol. 504, 291 (2009).
- Rigaud, J. L. Membrane proteins: functional and structural studies using reconstituted proteoliposomes and 2-D crystals. Braz. J. Med. Biol. Res. 35, 753 (2002).
- Chami, M., et al. Use of octyl beta-thioglucopyranoside in two-dimensional crystallization of membrane proteins. J. Struct. Biol. 133, 64 (2001).
- Kuhlbrandt, W. Two-dimensional crystallization of membrane proteins. Q. Rev. Biophys. 25, 1 (1992).
- Rigaud, J. L., Levy, D. Reconstitution of membrane proteins into liposomes. Methods Enzymol. 372, 65 (2003).
- Walz, T., Grigorieff, N. Electron Crystallography of Two-Dimensional Crystals of Membrane Proteins. J. Struct. Biol. 121 (2), 142 (1998).
- Signorell, G. A., Kaufmann, T. C., Kukulski, W., Engel, A., Remigy, H. W. Controlled 2D crystallization of membrane proteins using methyl-beta-cyclodextrin. J. Struct. Biol. 157, 321 (2007).
- Vink, M., Derr, K., Love, J., Stokes, D. L., Ubarretxena-Belandia, I. A high-throughput strategy to screen 2D crystallization trials of membrane proteins. J. Struct. Biol. 160, 295 (2007).
- Iacovache, I., et al. The 2DX robot: a membrane protein 2D crystallization Swiss Army knife. J. Struct. Biol. 169, 370 (2010).
