Teste de suscetibilidade de antibiótico induzido por estresse em um chip
Summary
Desenvolvemos uma plataforma microfluidica para testes rápidos de suscetibilidade a antibióticos. O fluido é passado em altas velocidades sobre bactérias imobilizadas na parte inferior de um canal microfluido. Na presença de estresse e antibiótico, cepas suscetíveis de bactérias morrem rapidamente. No entanto, bactérias resistentes podem sobreviver a essas condições estressantes.
Abstract
Desenvolvemos um método microfluido rápido para testes de suscetibilidade a antibióticos em um ambiente baseado em estresse. O fluido é passado em altas velocidades sobre bactérias imobilizadas na parte inferior de um canal microfluido. Na presença de estresse e antibiótico, cepas suscetíveis de bactérias morrem rapidamente. No entanto, bactérias resistentes sobrevivem a essas condições estressantes. A hipótese por trás desse método é nova: a ativação do estresse das vias bioquímicas, que são alvos de antibióticos, pode acelerar os testes de suscetibilidade a antibióticos. Em comparação com os métodos padrão de teste de suscetibilidade a antibióticos, a etapa limitante da taxa – crescimento bacteriano – é omitida durante a aplicação de antibióticos. A implementação técnica do método está em uma combinação de técnicas padrão e abordagens inovadoras. As partes padrão do método incluem protocolos de cultura bacteriana, definição de canais microfluidos em polidimtilsiloxano (PDMS), monitoramento de viabilidade celular com fluorescência e processamento de imagens em lote para contagem de bactérias. Partes inovadoras do método estão no uso do fluxo de mídia cultural para aplicação de estresse mecânico, uso de enzimas para danificar, mas não matar as bactérias, e uso de substratos de microarray para apego bacteriano. A plataforma desenvolvida pode ser usada no desenvolvimento e teste de medicamentos não anticóticos e antibióticos. Em comparação com os experimentos padrão de suspensão bacteriana, o efeito da droga pode ser ligado e desligado repetidamente durante períodos de tempo controlados. A observação repetitiva da mesma população bacteriana é possível ao longo do mesmo experimento.
Introduction
O aumento da resistência bacteriana intensifica a necessidade de testes rápidos de suscetibilidade a antibióticos à base de fenótipo, a fim de proteger nossos medicamentos de último recurso. Os testes de suscetibilidade padrão são baseados na inibição do crescimento bacteriano na presença de antibióticos que levam várias (8-24) horas para serem concluídos. Desenvolvemos um novo teste de suscetibilidade a antibióticos em uma plataforma microfluidica que conta com a ativação do estresse de vias biossintéticas para acelerar a ação de antibióticos.
Os testes de suscetibilidade a antibióticos na escala microfluidic carregam a vantagem do uso efetivo da amostra, uma vez que requerem um pequeno número de bactérias. Além disso, dispositivos microfluidos podem ser multiplexados para testar várias amostras em múltiplas condições1,2. Recentemente, uma série de métodos microfluídicos para testes de suscetibilidade a antibióticos foram relatados3-9. Nesses métodos, as bactérias são cultivadas dentro de gotículas nano e picoliter3,7, no volume total do canal microfluido4-6,8, ou como bactérias únicas eletricamente localizadas à superfície inferior do canal9. Embora esses testes sejam realizados em canais microfluidos, todos monitoram o crescimento microbiano na presença e ausência de antibióticos semelhantes aos métodos tradicionais. As medidas de crescimento são tomadas através de densidade óptica, corantes sensíveis ao pH ou imagens de contraste/fase brilhantes ou imagens de fluorescência. Embora alguns desses testes sejam mais rápidos do que os métodos tradicionais, cada um detecta passivamente resistência a antibióticos. Em outras palavras, esses métodos ainda exigem que o usuário aguarde o crescimento bacteriano como a leitura final.
Em contraste, desenvolvemos um método que usa uma combinação de tesoura e estresse enzimático para ativar vias bioquímicas sensíveis a antibióticos10. Desafiar as bactérias estressadas com esses antibióticos cria um teste de suscetibilidade mais rápido. Bactérias resistentes ao antibiótico são capazes de suportar as condições estressantes. Bactérias suscetíveis, por outro lado, são rapidamente mortas pelas tensões combinadas. A porcentagem de morte celular após uma hora, medida por microscopia usando uma mancha de célula morta fluorescente, define o fenótipo da bactéria (resistente versus suscetível).
Para uma implementação bem sucedida do nosso método, as bactérias devem ser imobilizadas na superfície inferior do canal microfluido. Desta forma, as bactérias podem ser submetidas a várias tensões e simultaneamente imagens sob um microscópio em um único plano. Uma lâmina de vidro de microscópio revestida é usada para imobilização de bactérias. O slide é pré-revestido pelo fabricante com grupos de epóxi para ligação proteica não específica. A ligação inespecífica desses epóxis às proteínas da superfície bacteriana prende covalentemente as bactérias à superfície da lâmina.
As cepas são testadas em condições idênticas (tesoura + estresse enzimático) na ausência (controle) e presença (experimento) de antibiótico. O contraste de fase e as imagens do microscópio de fluorescência de cada canal são tiradas automaticamente a cada dois minutos durante uma hora. As designações de resistência são então feitas comparando a porcentagem de bactérias mortas no canal experimental com as presentes no canal de controle. Após uma hora, uma amostra com percentual de morte celular superior a 1% é considerada suscetível, enquanto menos de 0,5% de óbito é indicativo de resistência. Os percentuais que caem entre esses dois cortes são considerados indeterminados e a amostra deve ser testada novamente.
Os canais microfluidos são definidos no PDMS, que é um material de escolha para dispositivos microfluidos11. O PDMS é opticamente transparente em uma ampla gama de comprimentos de onda, biocompatível, inerte, permeável aos gases e tem baixa permeabilidade aos líquidos; portanto, é bem adequado para esses experimentos.
O estresse mecânico/cisalhamento é criado pelo fluxo de mídia de temperatura ambiente sobre as bactérias imobilizadas. (Nota: Aquecer a mídia para 37 °C não tem efeito significativo no resultado do ensaio.) As bombas de seringa automatizadas forçam a mídia (contendo mancha de célula morta +/- antibiótico, bem como estressores enzimáticos opcionais) através dos canais microfluidos (200 μm x 400 μm) a uma taxa de fluxo de 1 ml/min para dar 6,25 kPa de força de cisalhamento ou uma taxa de cisalhamento de 6.000 seg-1. Essa taxa é igual ou superior a tensões de tesoura previamente estudadas em Staphylococci.
A enzima, lysostaphin, foi selecionada para experimentos preliminares porque causa danos diretos à parede celular de Staphylococcus. A concentração de linstaphina (0,7 ng/ml) foi suficiente para causar danos na parede celular bacteriana, mas não suficiente para causar morte celular bacteriana sem antibiótico no período de tempo do experimento. A linsstalofina não é necessária para a designação correta da suscetibilidade bacteriana, mas aumenta o resultado, levando ao aumento da morte celular em cepas suscetíveis. Em contraste, o estresse de tesoura é fundamental para a função de ensaio. Quando as cepas staphylococcus aureus sensíveis à meticilina são tratadas com linstaphina e oxacilina na ausência de fluxo, nenhuma morte celular é registrada ao longo do experimento.
A viabilidade celular é monitorada com uma mancha de célula morta fluorescente12. A seleção do corante baseou-se em sua capacidade de manchar seletivamente apenas células danificadas, sua não-celicidade para células vivas, e sua fluorescência de fundo baixo, o que permitiu sua adição direta à mídia celular sem etapas adicionais. A seleção de uma concentração de corante fluorescente de 0,25 μM foi para alcançar níveis de sinal aceitáveis durante um tempo de exposição de 1,6 segundos à luz de excitação da fluorescência.
O beta-lactam, oxacilina, foi usado em nossos estudos preliminares. As espécies S. aureus resistentes à meticilina (MRSA) são resistentes à oxacilina e não apresentarão nenhuma morte celular considerável no período de tempo do experimento. A concentração de 50 μg/ml foi determinada nos estudos preliminares. As concentrações mais baixas de antibióticos deram menos separação entre cepas resistentes e suscetíveis, enquanto as concentrações mais elevadas não causaram uma diferença considerável nos desfechos experimentais.
Já relatamos anteriormente o desenvolvimento bem-sucedido de um teste que combina tensões mecânicas e enzimáticas que afetam diretamente a parede celular bacteriana13 com um antibiótico que inibe a biossíntese da parede celular14,15. Esses experimentos de prova de princípio foram realizados em um painel de MRSA e S. aureus sensível à meticilina (MSSA). No entanto, com a seleção de parâmetros experimentais adequados, nosso método deve ser aplicável a múltiplas espécies de bactérias e múltiplas classes de antibióticos.
Protocol
Representative Results
Discussion
O protocolo apresentado foi validado e otimizado em um conjunto de experimentos com cepas Staphylococcus aureus sensíveis à meticilina e resistente à meticilina10. Portanto, este protocolo sem modificação deve ser diretamente aplicável a outras cepas de S. aureus e outros antibióticos com mecanismos de ação que afetam a biossíntese da parede celular bacteriana. Tipos de bactérias que não o S. aureus podem exigir variação nos parâmetros de estresse: solúvel (enzimátic…
Declarações
The authors have nothing to disclose.
Acknowledgements
Agradecemos aos engenheiros e alunos do Centro Fraunhofer de Inovação Manufatureira. Por ajudar no projeto, usinagem e automação do sistema experimental, agradecemos a Andreas Prinzen, Holger Wirz, Doug Foss, David Chargin e Dr. Sudong Shu. Agradecemos a Julia Kuckartz, Melanie Zimmermann, Niko Kraetzmar, Tim Gumbel, Josh Villanueva, Minori Shimizu e Katarzyna Kuliga por ajuda para testar protocolos experimentais e coleta de dados. Reconhecemos os Dr. Anne E. Carpenter e Mark-Anthony Bray da Plataforma de Imagem do Broad Institute of Harvard e do MIT para ajudar no desenvolvimento da rotina de análise de imagens no CellProfiler. O projeto descrito foi apoiado em parte pelos Prêmios R21AI079474 e 1R01AI101446 do Instituto Nacional de Alergia e Doenças Infecciosas. O conteúdo é de responsabilidade exclusiva dos autores e não representa necessariamente as opiniões oficiais do Instituto Nacional de Alergia e Doenças Infecciosas ou dos Institutos Nacionais de Saúde. O projeto também contou com o apoio da Fraunhofer USA.
Materials
| SYTOX Green | Invitrogen Corporation | S7020 | Dead cell fluorescence stain |
| Bovine Serum Albumin (BSA) | Sigma Aldrich, Inc | A9418-5G | Used for lysostaphin storage |
| Sodium Acetate | Sigma Aldrich, Inc | S8750-500G | Used for lysostaphin storage |
| Lysostaphin | Cell Sciences | CRL309A | Arrives as 1 mg solid. For storage: Dissolve in 20 mM sodium acetate. Mix with BSA solution to final concentration of 1% BSA and 100 µg/ml lysostaphin for storage |
| Oxacillin salt | Sigma Aldrich, Inc | 28221-1G | Antibiotic |
| Mueller Hinton Broth | Fisher Scientific | DF0757-17-6 | |
| Sodium chloride | Sigma Aldrixh | S3014-500G | 2% added to Mueller-Hilton broth prior to autoclaving |
| 1 ml, Luer-lock syringe | BD (Beckton, Dickinson and Comp.) | 14-823-2F | |
| 2 oz, Luer-lock syringe | BD (Beckton, Dickinson and Comp.) | 309653 – 60 mL | Overfill to ~65 ml |
| Microscope | |||
| Inverted Fluoresccence Microscope Olympus IX-70 | Cambridge Scientific | 9349 | |
| 60X, Fluorescence/Phase contrast objective | Olympus Corp. | LCPlan F1 60x/0.70 Ph2 | |
| Retiga 12-bit monochrome CCD camera | QImaging | RET-4000R-F-M-12-C | |
| Microscope automation | |||
| Shutters phase contrast/fluorescence | PRIOR Scientific | H204/H202 | |
| X/Y Stage | PRIOR Scientific | H107AENN | |
| Focus motor | PRIOR Scientific | H122 | |
| Joystick for XYZ control | PRIOR Scientific | CS152EF | |
| Proscan Controller | PRIOR Scientific | H3-XY2 | |
| Image Acquisition Software | Fraunhofer CMI | ||
| Flow Cell Assembly and PDMS | |||
| Flow Cell | BU Scientific Instruments Facility/Fraunhofer CMI | 3333-1044 | Engineering drawings were produced by Fraunhofer CMI |
| Glass window | Fraunhofer CMI | 3333-1054 | Glass window was cut to the proper size at Fraunhofer CMI |
| BOROFLOAT Window 50 mm x 50 mm | Edmund Optics Inc. | NT48-543 | |
| Sealing plate | BU Scientific Instruments Facility | 3333-1045 | |
| Epoxide glass slide | Arrayit Corporation | SuperEpoxy 2 | |
| PDMS master | Fraunhofer CMI | 3333-1053 | Master machined in aluminum or brass with UPM-0005 (ultrapresicion fly-cutting machine) |
| PDMS slide design | Fraunhofer CMI | 3333-1053 | |
| Tubing | |||
| Nut, Super flangeless Tinytight, headless, 1/16 in, PEEK, green | IDEX Health & Science | M-644-03 | Flow cell inputs/outputs are tapped for this ferrule |
| Ferrule, Tinytight, 1/16 in, 6-40, .030 in TH, PEEK w/ SS lock ring, black | IDEX Health & Science | M-657 | |
| Nut, Super flangeless Tinytight, headless, 1/16-1/32 in, 1/4-28, PEEK, natural | IDEX Health & Science | P-255 | |
| Ferrule, Super Falngeless, 1/16 in, Tefzel (ETFE), yellow | IDEX Health & Science | P-259 | Fits Luer-lock adapter |
| Tubing, Teflon FEP, .030 in x 1/16 in x 20 ft, green | IDEX Health & Science | 1520G | |
| Adapter, quick connect female Luer to female 1/4-28, PEEK, red | IDEX Health & Science | P-658 |
Referências
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