Summary

Analyse af oxidativt stress i zebrafisk embryoner

Published: July 07, 2014
doi:

Summary

Here we report a protocol to measure oxidative stress in living zebrafish embryos. This procedure allows reactive oxygen species (ROS) detection in both whole embryo tissues and single-cell populations. This protocol will accomplish both qualitative and quantitative analyses.

Abstract

Høje niveauer af reaktive ilt arter (ROS) kan medføre en ændring i cellulær redox tilstand mod oxidativt stress tilstand. Denne situation medfører oxidation af molekyler (lipid, DNA, protein) og fører til celledød. Oxidativt stress påvirker også udviklingen af ​​en række patologiske tilstande som diabetes, retinopathier, neurodegeneration og kræft. Derfor er det vigtigt at definere redskaber til at undersøge oxidative stress betingelser ikke kun på niveauet af enkelte celler, men også i forbindelse med hele organismer. Her mener vi, at zebrafisk foster som en nyttig in vivo system til at udføre sådanne undersøgelser og præsentere en protokol til at måle in vivo oxidativ stress. Drage fordel af fluorescerende ROS sonder og zebrafisk transgene fluorescerende linjer, vi udvikler to forskellige metoder til at måle oxidativt stress in vivo: i) et "hel foster ROS-afsløring Method" til kvalitativ måling af oxidativt stress og ii) et "encellede ROS afsløring metode "for kvantitative målinger af oxidativ stress. Heri, vi påvise effekten af ​​disse procedurer ved at øge oxidativt stress i væv ved oxidant agenter og fysiologiske eller genetiske metoder. Denne protokol er modtagelig for forward genetiske skærme, og det vil bidrage til at løse årsagssammenhængen af ​​realkreditobligationer i dyremodeller af oxidative stress-relaterede sygdomme såsom neurologiske lidelser og kræft.

Introduction

Oxidativt stress er specifikt defineret som en tilstand, der skyldes en ubalanceret cellulær redox tilstand. De komplekse redox reaktioner, der rutinemæssigt opstår inde i cellerne bestemme den cellulære redox-tilstand. Redoxreaktioner består af alle kemiske reaktioner, der består i overførsel af elektroner mellem atomer af biologiske molekyler, der producerer reduktion og oxidation af molekyler (dvs. redox reaktioner). Disse reaktioner katalyseres af elektronisk aktiverede arter (dvs. pro-oxidative arter), der er karakteriseret ved en ekstrem strukturel ustabilitet og spontan aktivering af ubalancerede elektroner, der udveksler med nabolandene biomolekyler. Disse uregelmæssige reaktioner resultere i DNA-skader, protein carboxylering og lipid oxidation, og i sidste ende føre til celledød 1. Øgede niveauer af oxidativ stress har været forbundet med aldring og progression af forskellige patologiske tilstande 2. Oxidativ stress harblevet rapporteret til at være ansvarlig for vaskulære ændringer i diabetes og hjerte-kar-sygdomme 3,4. Det spiller også en afgørende rolle i neuronal degeneration i Alzheimers sygdom og Parkinsons sygdom 5.. Desuden har oxidativt stress blevet påvist som en kritisk faktor i styrende kræft progression og metastatiske begivenheder 6,7. Desuden kan inflammation og immunresponser fremkalde og yderligere støtte oxidativt stress 8.

I levende celler, der pro-oxidative arter stammer fra ilt (ROS, reaktive ilt arter) eller kvælstof (RNS, reaktive nitrogen arter). ROS indbefatter hydroxyl-radikal, superoxid anion (OH). (O 2 -) og hydrogenperoxid (H2O 2). Den primære RNS er lattergas (NO).. En række sekundære reaktive arter kan genereres ved spontane interaktioner between ROS og RNS eller frie metalioner 9. For eksempel superoxidanionen reagerer med nitrogenoxid for at danne peroxynitrate (ONOO -), mens H 2 O 2 reagerer med Fe2 + genererer hydroxylradikaler. ROS og RNS på grund af deres evne til at reagere med flere biomolekyler, betragtes en farlig trussel for opretholdelse af den fysiologiske redoxtilstand 10. For at opretholde redoxtilstanden celler er udstyret med en række afgiftende antioxidant molekyler og enzymer. Superoxid dismutase (SOD), katalase, glutathion-peroxidase og Peroxiredoxins væsentlige udgør antioxidanten enzymatisk-arsenal, der giver cellulære beskyttelse mod pro-oxidative arter herunder H 2 O 2, OH og Oono -. 11.. Også anti-oxidant molekyler som vitamin C og E, polyphenoler og CoenzymeQ10 (CoQ10) er af afgørende betydning at slukke ROS og deres farlige dederivater 12,13. Imidlertid er en overdreven produktion af ROS og RNS eller en dysfunktion i antioxidant-system, skifter cellulær redox-state mod oxidativ stress 14.

Udover deres negative konnotationer, kan ROS spille forskellige fysiologiske roller i celler af forskellig oprindelse. Celler producerer normalt ROS som signalmolekyler at mægle normale biologiske begivenheder såsom vært forsvar og sår reparation 15-17. Reaktive arter produceres normalt i celler ved intracellulære enzymer, såsom NOX (NADPH oxidase) og XO (Xantine Oxidase) som reaktion på signalering faktorer, vækstfaktorer og intracellulære udsving i calciumniveauer 18,19. Det er blevet rapporteret, at ROS differentielt kan modulere aktiviteten af vigtige nukleare faktorer, såsom p53 eller cellulære bestanddele, såsom ATM-kinase, en master regulator af respons på DNA-skade 20. Analogt ROS stor indflydelse cellulær signalering ved at formidle the oxidation og inaktivering af protein tyrosinphosphataser (PTP'er), der er etableret som kritiske regulatorer af signaltransduktion 21. Desuden proteom baserede metoder viser, at RNS også er ansvarlige for specifikke protein modifikationer og ændringer af molekylære signalering. RNS reagerer med cystein thiolgrupperne ændre dem i S-nitrothiols (SNO) og udløser molekylære veje samtidig med patologiske tilstande såsom inflammatoriske og autoimmune sygdomme 22,23.

Da celledyrkningsforsøg kun delvist gengive de mange faktorer, der handler in vivo, er det af stor interesse for at udføre redox studier i dyremodeller 24,25. For at opnå dette, har zebrafisk blevet betragtet som en passende hvirveldyr model til at studere oxidative stress dynamik 26. Zebrafisken er en ny model system, der giver flere fordele til at studere cellulære og genetiske begivenheder i hvirveldyr development og sygdom. Store klynger af embryoer kan genereres og ugenligt til forsøg behov. Desuden den ekstraordinære optisk klarhed af zebrafisk embryoner, samt deres lille størrelse, giver enkelt celle billedbehandling og dynamisk tracking i en hel organismer 27. I det sidste årti, har et betydeligt antal zebrafisk mutanter blevet genereret til at modellere humane patologiske tilstande som kræft og genetiske sygdomme 28-31. Vigtigst er det, har et væld af transgene linier blevet produceret til at tillade omfattende muligheder af genetiske og biologiske manipulationer 32. For eksempel er transgene vævsspecifikke zebrafisk linjer regelmæssigt anvendes til in vivo-undersøgelser. Disse linjer udtrykker et fluorescerende protein under kontrol af en udvalgt promotor, som giver mulighed for at identificere enkelte celler in vivo, såvel som den anatomiske struktur, de omfatter.

Adskillige toksikologiske undersøgelser har allerede brugt than-zebrafisk at vurdere in vivo-virkningen af kemikalier på redox homeostase, hvilket antyder egnetheden af denne hvirveldyr som en dyremodel for området for lægemiddelforskning og oxidativt stress 33-35. Selvom nogle fluorescerende prober er blevet testet til at overvåge oxidativt stress i zebrafisk larver 36,37, er der ingen etablerede assays at påvise og måle niveauet af oxidativt stress i zebrafisk væv og levende celler. Her beskriver vi en procedure for in vivo kvantificering af oxidativt stress i levende celler i zebrafisk embryoner. Billedbehandling værktøjer, FACS sortering, fluorescerende prober og pro-oxidative betingelser er alle sammen til at generere en simpel analyse til påvisning og kvantificering af oxidative arter i zebrafisk embryoner og væv.

Protocol

1.. Udarbejdelse af instrumenter og Arbejdsvilkårene Solutions Forbered fiskevand løsning. Lav en stamopløsning ved at opløse 2 g havsalt 'Instant Ocean' i 50 ml destilleret vand. Tilføj 1,5 ml af stock fisk vand til 1 L destilleret vand til fremstilling af klar til brug fisk vand (60 ug / ml havet salte slutkoncentration). Autoklaver den klar til brug fisk vand før brug. Denne opløsning anvendes som zebrafisk embryo medium. Forbered methylcellulose for embryo montering. 1,5 g methylc…

Representative Results

Ved at anvende den metode, der er beskrevet her, kan vi nemt måle og registrere oxidativt stress (og ROS-niveauet) i zebrafisk embryonale væv. Efter at have krydset voksen zebrafisk bliver æg opsamles og får lov at udvikle sig ved 28 ° C til 72 timer efter befrugtning (HPF). For at fremkalde oxidativ stress, foreslår vi to forskellige tilgange: 1) behandling af fostre med stærke pro-oxidant reagenser eller 2) at fremme ROS dannelse efter vævsskade. I den første metode, vi ansat to f…

Discussion

Kritiske trin

Proceduren for oxidativt stress detektion i zebrafisk embryoner beskrevet heri omfatter to forskellige metoder. Hele mount ROS-påvisningsmetode er primært en kvalitativ analyse for ROS-detektion, mens enkelt celle ROS-detektionsmetode giver mere specifikke kvantitative målinger (figur 1). Begge metoder giver en hurtig og nem måde at vurdere in vivo ROS-afsløring på zebrafisk embryoner. Men de begge præsentere nogle kritiske trin.

<p class="jov…

Declarações

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

Support in Massimo Santoro lab come from HFSP, Marie Curie Action, Telethon and AIRC. We thank Dafne Gays and Emiliano Panieri for critical reading of the manuscript.

Materials

Name of Material/ Equipment Company Catalog Number Comments/Description
Hydrogen peroxide solution SIGMA 516813 DO NOT STORE DILUITIONS
Hank's Balanced Salt Solution 1X GIBCO 14025
Methyl cellulose SIGMA M0387
Instant Ocean Aquarium Sea Salt Mixture INSTANT OCEAN SS15-10
Tricaine SIGMA A5040
Cgeneric ROS-sensitive probe:                              CellROX Deep Red Reagent INVITROGEN C10422
Mitochondria specific ROS-sensitive probe: MitoSOX  INVITROGEN M36008 dissolve one vial with 13μl of DMSO
Hydroethidine INVITROGEN D23107
Rotenone SIGMA R8875 Prepare 5mM stock solution in DMSO. 
Dimethyl sulfoxide SIGMA D2650
VAS2870; 3-Benzyl-7-(2-benzoxazolyl)thio-1,2,3-triazolo(4,5-d)pyrimidine EnzoLifeScience BML-EI395 dissolve the powder in DMSO; diluite in fish water
Propidium Iodide  Molecular probes       (Life Technologies)  P3566
7-aminoactinomycin D (7-AAD)  Molecular probes         (Life Technologies)  A1310
Nrf2a Morpholino GeneTools 5'-CATTTCAATCTCCATCATGTCTCAG-3' Ref: Timme-LaLaragy et al; 2012 (PMID: 22174413); Kobayashi et al; 2002(PMID:12167159 )
Collagenase P ROCHE 11213857001 Dissolve the powder at 100mg/ml in sterile HBSS. Store aliquots at -20°C
Phosphate-Buffered Saline (PBS) GIBCO 10010-056
Fetal Bovine Serum  GIBCO 10082-147
Complete Protease Inhibitor Cocktail Tablets ROCHE Dissolve one tablet in 1ml of water
0.5% Trypsin-EDTA (10x), no phenol red GIBCO 15400-054 Prepare 1X working solution before usage
Compound microscope  ZEISS
Stereo microscope with fluorescent illumination Nikon AZ100
camera  ZEISS AxioCamMRm
software for fluorescence image acquisition ZEISS ZEN 2011
Fluorescence-activated cell sorter BD FACSCalibur
Centrifuge  Eppendorf 5417R
FACS tubes  BD 342065
Multiwell Plate  BD Falcon 353047
Sterilized, non treated Petri dishes 90mm VWR 391-1915
Confocal microscope Leica Leica SP5

Referências

  1. Alfadda, A. A., Sallam, R. M. Reactive oxygen species in health and disease. J Biomed Biotechnol. 2012, (2012).
  2. Lu, T., Finkel, T. Free radicals and senescence. Exp Cell Res. 314, 1918-1922 (2008).
  3. Chen, A. F., et al. Free radical biology of the cardiovascular system. Clin Sci (Lond. 123, 73-91 (2012).
  4. Selvaraju, V., et al. Diabetes, oxidative stress, molecular mechanism, and cardiovascular disease–an overview. Toxicol Mech Methods. 22, 330-335 (2012).
  5. Gandhi, S., Abramov, A. Y. Mechanism of oxidative stress in neurodegeneration. Oxid Med Cell Longev. 2012, (2012).
  6. Shi, X., Zhang, Y., Zheng, J., Pan, J. Reactive oxygen species in cancer stem cells. Antioxid Redox Signal. 16, 1215-1228 (2012).
  7. Cui, X. Reactive oxygen species: the achilles’ heel of cancer cells. Antioxid Redox Signal. 16, 1212-1214 (2012).
  8. Park, H., Bourla, A. B., Kastner, D. L., Colbert, R. A., Siegel, R. M. Lighting the fires within: the cell biology of autoinflammatory diseases. Nat Rev Immunol. 12, 570-580 (2012).
  9. Nathan, C., Ding, A. SnapShot: Reactive Oxygen Intermediates (ROI). Cell. 140, 951-951 (2010).
  10. Brown, G. C., Borutaite, V. Interactions between nitric oxide, oxygen, reactive oxygen species and reactive nitrogen species. Biochem Soc Trans. 34, 953-956 (2006).
  11. Brieger, K., Schiavone, S., Miller, F. J., Krause, K. H. Reactive oxygen species: from health to disease. Swiss Med Wkly. 142, (2012).
  12. Littarru, G. P., Tiano, L., Belardinelli, R., Watts, G. F. Coenzyme Q(10), endothelial function, and cardiovascular disease. Biofactors. 37, 366-373 (2011).
  13. Landete, J. M. Dietary intake of natural antioxidants: vitamins and polyphenols. Crit Rev Food Sci Nutr. 53, 706-721 (2013).
  14. Finkel, T. Oxidant signals and oxidative stress. Curr Opin Cell Biol. 15, 247-254 (2003).
  15. Murphy, M. P. How mitochondria produce reactive oxygen species. Biochem J. 417, 1-13 (2009).
  16. Sarsour, E. H., Kumar, M. G., Chaudhuri, L., Kalen, A. L., Goswami, P. C. Redox control of the cell cycle in health and disease. Antioxid Redox Signal. 11, 2985-3011 (2009).
  17. Nathan, C., Shiloh, M. U. Reactive oxygen and nitrogen intermediates in the relationship between mammalian hosts and microbial pathogens. Proc Natl Acad Sci U S A. 97, 8841-8848 (2000).
  18. Finkel, T. Signal transduction by reactive oxygen species. J Cell Biol. 194, 7-15 (2011).
  19. Autreaux, B., Toledano, M. B. ROS as signalling molecules: mechanisms that generate specificity in ROS homeostasis. Nat Rev Mol Cell Biol. 8, 813-824 (2007).
  20. Maryanovich, M., Gross, A. A ROS rheostat for cell fate regulation. Trends Cell Biol. 23, 129-134 (2013).
  21. Tonks, N. K. Redox redux: revisiting PTPs and the control of cell signaling. Cell. 121, 667-670 (2005).
  22. Antelmann, H., Helmann, J. D. Thiol-based redox switches and gene regulation. Antioxid Redox Signal. 14, 1049-1063 (2011).
  23. Foster, M. W., Hess, D. T., Stamler, J. S. Protein S-nitrosylation in health and disease: a current perspective. Trends Mol Med. 15, 391-404 (2009).
  24. Albrecht, S. C., Barata, A. G., Grosshans, J., Teleman, A. A., Dick, T. P. In vivo mapping of hydrogen peroxide and oxidized glutathione reveals chemical and regional specificity of redox homeostasis. Cell Metab. 14, 819-829 (2011).
  25. Knoefler, D., et al. Quantitative in vivo redox sensors uncover oxidative stress as an early event in life. Mol Cell. 47, 767-776 (2012).
  26. Fang, L., Miller, Y. I. Emerging applications for zebrafish as a model organism to study oxidative mechanisms and their roles in inflammation and vascular accumulation of oxidized lipids. Free Radic Biol Med. 53, 1411-1420 (2012).
  27. White, R. M., et al. Transparent adult zebrafish as a tool for in vivo transplantation analysis. Cell Stem Cell. 2, 183-189 (2008).
  28. Amatruda, J. F., Patton, E. E. Genetic models of cancer in zebrafish. Int Rev Cell Mol Biol. 271, 1-34 (2008).
  29. Jing, L., Zon, L. I. Zebrafish as a model for normal and malignant hematopoiesis. Dis Model Mech. 4, 433-438 (2011).
  30. Shin, J. T., Fishman, M. C. From Zebrafish to human: modular medical models. Annu Rev Genomics Hum Genet. 3, 311-340 (2002).
  31. Lieschke, G. J., Currie, P. D. Animal models of human disease: zebrafish swim into view. Nat Rev Genet. 8, 353-367 (2007).
  32. Lawson, N. D., Wolfe, S. A. Forward and reverse genetic approaches for the analysis of vertebrate development in the zebrafish. Dev Cell. 21, 48-64 (2011).
  33. Duan, J., Yu, Y., Li, Y., Sun, Z. Cardiovascular toxicity evaluation of silica nanoparticles in endothelial cells and zebrafish model. Biomaterials. 34, 5853-5862 (2013).
  34. Sobrino-Figueroa, A. S. Evaluation of oxidative stress and genetic damage caused by detergents in the zebrafish Danio rerio (Cyprinidae). Comp Biochem Physiol A Mol Integr Physiol. 165, 528-532 (2013).
  35. Xu, H., et al. Oxidative stress and immune related gene expression following exposure to di-n-butyl phthalate and diethyl phthalate in zebrafish embryos. Ecotoxicol Environ Saf. 93, 39-44 (2013).
  36. Hermann, A. C., Millard, P. J., Blake, S. L., Kim, C. H. Development of a respiratory burst assay using zebrafish kidneys and embryos. J Immunol Methods. 292, 119-129 (2004).
  37. Rieger, S., Sagasti, A. Hydrogen peroxide promotes injury-induced peripheral sensory axon regeneration in the zebrafish skin. PLoS Biol. 9, (2011).
  38. Timme-Laragy, A. R., et al. Nrf2b, novel zebrafish paralog of oxidant-responsive transcription factor NF-E2-related factor 2 (NRF2). J Biol Chem. 287, 4609-4627 (2012).
  39. Niethammer, P., Grabher, C., Look, A. T., Mitchison, T. J. A tissue-scale gradient of hydrogen peroxide mediates rapid wound detection in zebrafish. Nature. 459, 996-999 (2009).
  40. Murphy, M. P., et al. Perspective. Cell Metabolism. 13 (4), 361-366 (2011).
  41. Li, N., et al. Mitochondrial complex I inhibitor rotenone induces apoptosis through enhancing mitochondrial reactive oxygen species production. J Biol Chem. 278, 8516-8525 (2003).
  42. Rhee, S. G., Chang, T. S., Jeong, W., Kang, D. Methods for detection and measurement of hydrogen peroxide inside and outside of cells. Mol Cells. 29, 539-549 (2010).
  43. Murphy, M. P., et al. Unraveling the biological roles of reactive oxygen species. Cell Metab. 13, 361-366 (2011).
  44. Covassin, L., et al. Global analysis of hematopoietic and vascular endothelial gene expression by tissue specific microarray profiling in zebrafish. Dev Biol. 299, 551-562 (2006).
  45. Kimmel, C. B., Ballard, W. W., Kimmel, S. R., Ullmann, B., Schilling, T. F. Stages of embryonic development of the zebrafish. Dev Dyn. 203, 253-310 (1995).
  46. Beis, D., Stainier, D. Y. In vivo cell biology: following the zebrafish trend. Trends Cell Biol. 16, 105-112 (2006).
  47. Pan, Y. A., et al. Zebrabow: multispectral cell labeling for cell tracing and lineage analysis in zebrafish. Development. 140, 2835-2846 (2013).
  48. Moussavi Nik, S. H., et al. The BACE1-PSEN-AbetaPP regulatory axis has an ancient role in response to low oxygen/oxidative stress. J Alzheimers Dis. 28, 515-530 (2012).
  49. Matthews, R. P., et al. TNFalpha-dependent hepatic steatosis and liver degeneration caused by mutation of zebrafish S-adenosylhomocysteine hydrolase. Development. 136, 865-875 (2009).
  50. Mukaigasa, K., et al. Genetic evidence of an evolutionarily conserved role for Nrf2 in the protection against oxidative stress. Mol Cell Biol. 32, 4455-4461 (2012).
  51. Mugoni, V., et al. Ubiad1 is an antioxidant enzyme that regulates eNOS activity by CoQ10 synthesis. Cell. 152, 504-518 (2013).
  52. Dowling, J. J., et al. Oxidative stress and successful antioxidant treatment in models of RYR1-related myopathy. Brain. 135, 1115-1127 (2012).
  53. Sun, Y., Dong, Z., Khodabakhsh, H., Chatterjee, S., Guo, S. Zebrafish chemical screening reveals the impairment of dopaminergic neuronal survival by cardiac glycosides. PLoS One. 7, (2012).
  54. Zielonka, J., Kalyanaraman, B. Hydroethidine- and MitoSOX-derived red fluorescence is not a reliable indicator of intracellular superoxide formation: another inconvenient truth. Free Radic Biol Med. 48, 983-1001 (2010).
  55. Chen, X., Zhong, Z., Xu, Z., Chen, L., Wang, Y. 2′,7′-Dichlorodihydrofluorescein as a fluorescent probe for reactive oxygen species measurement: Forty years of application and controversy. Free Radic Res. 44, 587-604 (2010).
  56. Karlsson, M., Kurz, T., Brunk, U. T., Nilsson, S. E., Frennesson, C. I. What does the commonly used DCF test for oxidative stress really show. Biochem J. 428, 183-190 (2010).
  57. Belousov, V. V., et al. Genetically encoded fluorescent indicator for intracellular hydrogen peroxide. Nat Methods. 3, 281-286 (2006).
  58. Bjornberg, O., Ostergaard, H., Winther, J. R. Measuring intracellular redox conditions using GFP-based sensors. Antioxid Redox Signal. 8, 354-361 (2006).
  59. Yoo, S. K., Starnes, T. W., Deng, Q., Huttenlocher, A. Lyn is a redox sensor that mediates leukocyte wound attraction in vivo. Nature. 480, 109-112 (2011).
  60. Uusitalo, L. M., Hempel, N. Recent Advances in Intracellular and In Vivo ROS Sensing: Focus on Nanoparticle and Nanotube Applications. Int J Mol Sci. 13, 10660-10679 (2012).
check_url/pt/51328?article_type=t

Play Video

Citar este artigo
Mugoni, V., Camporeale, A., Santoro, M. M. Analysis of Oxidative Stress in Zebrafish Embryos. J. Vis. Exp. (89), e51328, doi:10.3791/51328 (2014).

View Video