Кто есть кто? Неинвазивные методы, чтобы Индивидуально Секс и Все птенцовых Chicks
Summary
Этот протокол обеспечивает удобный набор методов, который позволяет очень быстро, легко, неинвазивный, надежный и недорогой, определение молекулярной секс птиц и их неинвазивный, быстрый, безопасный и легко узнаваемы маркировки вскоре после вылупления. Только ограничивается обработка цыплят требуется. Эта удобная панель инструментов методов соответствует полностью с RRR-принципов.
Abstract
Многие эксперименты требуют раннего определения пола потомства, а также в начале маркировки новорожденных для индивидуального признания. Согласно требованиям организаций защиты животных, неинвазивные методы, следует отдать предпочтение, когда это применимо. В нашей группе, мы работаем на разных видов певчих птиц в лаборатории и на местах, и мы успешно применять неинвазивные методы к сексу и индивидуально пометить птенцов. Эта статья представляет собой всеобъемлющий неинвазивный окна инструментов. Определение пола птиц до выражения вторичных половых признаков требует сбора ДНК-содержащего материала для ПЦР. Мы создали быстрый и простой способ, чтобы секс птиц любого возраста (после вылупления) путем извлечения ДНК из щечной тампоны. Результаты могут быть получены в течение 3 часов. Для пуховые перья Индивидуальная маркировка птенца отделаны в конкретных моделей, позволяющих быстро идентифицировать в рамках того штриховки. Этот набор методов легко применимы в стандартном оборудованы лаборатории и особенно подходит для работаюг в области как без специального оборудования не требуется для отбора проб и хранения. Обработка цыплят сводится к минимуму и маркировки и определения пола методы неинвазивной тем самым поддерживая RRR-принцип принципов защиты животных.
Introduction
Индивидуальный признание, определение пола и генотипирование фундаментальные предпосылки в различных экспериментальных исследований. Получение ДНК материала подшипника и маркировка предметов однозначно (даже в раннем возрасте) должны иметь минимальное воздействие на физиологии, поведения и выживания. Когда это возможно, инвазивные процедуры следует избегать в соответствии с принципом RRR 1.
Неинвазивные методы являются не только полезно для животного, но и может улучшить полученные данные, как животные менее подвержены влиянию лечения.
У птиц, определение пола ДНК может быть выполнена на ряде неинвазивно, получаемых материалов, как помет, перья 2 3,4 или щечной тампоны 3,5,9. Независимо от состояния и возраста щечной тампоны субъекта являются методом выбора для птичьего определения пола, потому что они легко выполнить, редко не и обращение коротка.
До сих пор, ДНК из щечной тампоныбыл либо экстрагируют коммерчески доступных наборов 3,6 или времени стандартные протоколы выделения ДНК 3,6-8. Комплекты не только довольно дорогие, но их протоколы могут наложить проблем для работы на местах. Некоторые процедурные детали, например, сушка и инкубации образцов, не практичны в этой области. Особенно в условиях, когда экспериментальные протоколы требуют секс зависимой лечение от уже в течение нескольких минут после вылупления, есть стремление к быстрой, неинвазивной, надежный и простой метод получения результатов.
Через птичьего таксонов значительная инструментов для маркировки лиц была разработана 10. Широкий спектр доступных технологий приходится на различных научно-исследовательских целей, видов и бюджетов. Тем не менее, маркировки стрелкового птенцов столкнулась исследователям дополнительные проблемы. У некоторых видов (например, воробьиные) птенцов слишком малы, чтобы применить полосы ног и требуют альтернативных методов, которыене изменяют поведение родителей и потомства. Как осведомленности и заинтересованности в улучшении благосостояния и методы в полевых и лабораторных исследований животных растет, использование неинвазивных методов настоятельно рекомендуется и предпочтительнее.
Этот протокол обеспечивает неинвазивный, быстрый, легко узнаваемый и постоянный метод индивидуально отметить очень молодых птенцов перед нанесением полос ног осуществимо. Этот метод маркировки вводится на одном из самых важных видов птиц лабораторный образец, в Zebra Finch (Taeniopygia Guttata) 11-13. Протокол соответствует всем ранее опубликованных задач для отдельных маркировки методов 10 и уже успешно применяется 14,15.
Protocol
Representative Results
Discussion
Определение пола из щечной тампоны с использованием Chelex показали чрезвычайно высокий уровень успеха. Пуховые перья резки Детеныш позволила дифференцировать птенцов, пока нога полосы не удалось.
Добыча Chelex-ДНК из щечной тампоны дали достаточно ДНК для успешного выполн?…
Declarações
The authors have nothing to disclose.
Acknowledgements
Большое спасибо Силке Kipper, Сара Кифера, Майкл Вайсс, Конни Барч и Силке Фойгта-Heucke для восторженной отбора проб в этой области, к Janett Биркенфельд для дальнейшей помощи, к Улла Kobalz для красивых гелей и к Tobias Краузе для моральной поддержки.
Materials
| Whatman 3MM Chromatography paper | e.g. Fisher Scientific | No.:3030-153 | |
| Chelex 100 Resin | Biorad | #143-2832 | |
| Taq polymerase | addgene | http://www.addgene.org/25712/ | |
| leg band (Flexi number rings for birds, diameter 2,5 mm) | Horst Stengel & Sohn |
Referências
- Russell, W. M. S., Burch, R. L. The principles of humane experimental technique. , (1959).
- Robertson, B. C., et al. Molecular sexing of individual kakapo, Strigops habroptilus Aves, from feces. Mol. Ecol. 8, 1349-1350 (1999).
- Yannic, G., et al. Description of microsatellite markers and genotyping performances using feathers and buccal swabs for the Ivory gull (Pagophila eburnea). Mol. Ecol. Resour. 11, 877-889 (2011).
- Bello, N., et al. Isolation of genomic DNA from feathers. J. Vet. Diagn. Invest. 13, 162-164 (2001).
- Handel, C. M., et al. Use of buccal swabs for sampling DNA from nestling and adult birds. Wildl. Soc. Bull. 34, 1094-1100 (2006).
- Brubaker, J. L., et al. A noninvasive, direct real-time PCR method for sex determination in multiple avian species. Mol. Ecol. Resour. 11, 415-417 (2011).
- Arima, H., Ohnishi, N. Usefulness of avian buccal cells for molecular sexing. Ornithological Science. 5, 139-143 (2006).
- Seki, S. -. I. Molecular sexing of individual Ryukyu Robins Erithacus komadori using buccal cells as a non-invasive source of DNA. Ornithological Science. 2, 135-137 (2003).
- Wellbrock, A. H. J., et al. Buccal swabs as a reliable source of DNA for sexing young and adult Common Swifts (Apus apus). J. Ornithol. 153, 991-994 (2012).
- Marion, W. R., Shamis, J. D. Annotated-Bibliography of Bird Marking Techniques. Bird Banding. 48, 42-61 (1977).
- Scharff, C., Adam, I. Neurogenetics of birdsong. Curr. Opin. Neurobiol. , (2012).
- Griffith, S. C., Buchanan, K. L. The Zebra Finch: the ultimate Australian supermodel. Emu. 110, 5-12 (2010).
- Fee, M. S., Scharff, C. The songbird as a model for the generation and learning of complex sequential behaviors. Ilar J. 51, 362-377 (2010).
- Honarmand, M., et al. Stressful dieting: nutritional conditions but not compensatory growth elevate corticosterone levels in zebra finch nestlings and fledglings. PLoS On. 5, (1371).
- Krause, E. T., et al. Zebra finch nestlings beg more under better nutritional conditions. Behaviour. 148, 1239-1255 (2011).
- Griffiths, R., et al. A DNA test to sex most birds. Mol. Ecol. 7, 1071-1075 (1998).
- Pluthero, F. G. Rapid purification of high-activity Taq DNA polymerase. Nucleic Acids Res. 21, 4850-4851 (1993).
- . Joint Working Group on Refinement. Laboratory birds: refinements in husbandry and procedures. Fifth report of BVAAWF/FRAME/RSPCA/UFAW Joint Working Group on Refinement. Lab Anim. 35, 1-163 (2001).
