Assay היבלעות: פרוטוקול להעריך אינטראקציות בין מערכת העצבים המרכזית וPhagocytes נוירונים
Summary
מיקרוגליה הם התאים חיסוניים תושב של מערכת העצבים המרכזית (CNS) עם קיבולת גבוהה לphagocytose או לבלוע את חומר בסביבה תאית שלהם. הנה, assay החלים רחב, אמין, וכמותי מאוד להדמיה ומדידת היבלעות בתיווך מיקרוגליה של רכיבים סינפטיים מתואר.
Abstract
Phagocytosis הוא תהליך שבו תא בולע חומר (כל תא, חלקי תא, פסולת, וכו ') בסביבה תאית המקיפה אותה ולאחר מכן מעכל את החומר הזה, בדרך כלל באמצעות השפלה lysosomal. מיקרוגליה הם התאים חיסוניים תושב של מערכת העצבים המרכזית (CNS) שphagocytic פונקציה שתואר במגוון רחב של תנאים ממחלה ניוונית של מערכת עצבים (, אישור לדוגמא בטא עמילואיד במחלת אלצהיימר) להתפתחות של המוח בריא (למשל, הסינפטי גיזום) 1-6. הפרוטוקול הבא הוא assay היבלעות פותח כדי לחזות ולכמת היבלעות בתיווך מיקרוגליה של תשומות presynaptic במערכת retinogeniculate עכבר פיתוח 7. בעוד assay זה שימש להערכת תפקוד מיקרוגליה בהקשר המסוים הזה, בגישה דומה ניתן להשתמש כדי להעריך phagocytes אחר בכל רחבי המוח (למשל, האסטרוציטים) ושאר הגוף(למשל, מקרופאגים היקפיים), כמו גם בהקשרים אחרים שבהם שיפוץ הסינפטי מתרחש (למשל, פגיעה במוח / מחלה).
Introduction
מעגלי Synaptic לשפץ לאורך החיים של בעלי חיים. במוח המתפתח, הסינפסות יוצרות עודפות וחייבות לעבור גיזום הסינפטי הכולל את ההסרה סלקטיבית של קבוצת משנה של סינפסות ותחזוקה וחיזוק של סינפסות אלה שנותר 8-10. תהליך זה הוא הכרחי כדי להשיג אופייני קישוריות המדויקת של מערכת העצבים הבוגרת. במבוגרים, סינפסות יכולות להיות גם פלסטיק, במיוחד בהקשר של למידה וזיכרון. הקושרת המבנית של פלסטיות זה חשב לכלול את התוספת ו / או חיסול של קוצים הדנדריטים וboutons presynaptic 11-13. בנוסף לתפקידים אלה במערכת העצבים בריאה, שיפוץ הסינפטית מעורב גם ב12,14,15 מחלה של מערכה / פציעת עצבים. כך למשל, בעקבות פגיעה בחוט השדרה, האקסונים נותקו חייבים לאחר מכן לשפץ ויוצרים סינפסות חדשות כדי להשיג 16-19 התאוששות תפקודי.
NT "> מתעוררים כהיבט חשוב של פלסטיות הסינפטית הוא התהליך של phagocytosis או היבלעות של סינפסות המיועדות להסרת 3,5,20. לאחרונה הראו תופעה זו בהקשר של גיזום הסינפטי במוח בריא, לאחר הלידה העכבר 7. באופן ספציפי , מיקרוגליה, תושב התאים חיסוניים במערכת העצבים המרכזית וphagocytes, הוצגו לבלוע תשומות presynaptic במהלך תקופת שיא ובאזור של גיזום הסינפטי התפתחותי, הגרעין לאחר הלידה הגבי לרוחב הברכיתיים (dLGN) של התלמוס. מצור גנטי או תרופתי של היבלעות זו הביא לגירעונות מתמשך בקישוריות הסינפטית.בפרוטוקול זה, אנו מתארים assay אמין וכמותי מאוד למדוד היבלעות בתיווך תא בלען של תשומות סינפטי. לענין סעיף זה, assay זה יוצג בהקשר של מערכת פיתוח retinogeniculate, הכוללת תאי הגנגליון ברשתית (RGCs) המתגוררת ברשתית כיפרויקט תשומות presynaptic לdLGN (איור 1 א). כדי להתחיל, אסטרטגית תיוג lysosomal השפלה עמידה אנטרוגדית תתואר, המשמשת כדי להמחיש תשומות presynaptic RGC ספציפיות בdLGN (איור 1) 7,21. בעקבות התיאור הזה, מתודולוגיה מפורטת להדמיה ומדידת כמותית היבלעות באמצעות מיקרוסקופיה confocal בשילוב עם 3 ממדים (3D) משטח נפח טיוח יינתן. מתודולוגיה זו מבוססת על הכנת רקמה קבועה, אך עשוי גם להיות מותאמת לשימוש בבדיקות הדמיה בשידור חי. חשוב מכך, בזמן שassay אומת בהקשר של מערכת retinogeniculate בריאה, לאחר הלידה, ניתן היה להחיל את אותן טכניקות כדי להעריך אינטראקציות אחרות התא בלען נוירון בכל רחבי המוח, ובמהלך המחלה, כמו גם תפקוד תא בלען במערכות איברים אחרים.
Protocol
Representative Results
Discussion
על מנת למדוד במדויק phagocytosis, חייבים להיות מסומנים בחומרים נבלעו בצורה כזאת, כי החוקר יכול לדמיין את זה פעם אחת השפלה lysosomal התרחשה. בנוסף, נדרש הדמיה ברזולוציה גבוהה, ואחריו את השימוש בתוכנה שיאפשר לחוקר לדמיין את עוצמת הקול של כל התא ולכמת את התוכן שלה. בפרוטוקול זה, אנו…
Declarações
The authors have nothing to disclose.
Acknowledgements
עבודה נתמכה על ידי מענקים מקרן סמית המשפחה (BS), קרן דנה (BS), תכנית ג'ון מרק מלומדים (BS), NINDS (RO1-NS-07,100,801; BS), NRSA (F32-NS-066,698; DPS), קרן ננסי וריא מרקס (DPS), NIH (P30-HD-18655; MRDDRC ההדמיה Core).
Materials
| Heat pad | Vet Equip, Inc. | 965500 | |
| Warm water source for heat pad | Kent Scientific | TP-700 | |
| Stereo microscope | DSC Optical | Zeiss Opmi -6 Surgical Microscope | |
| Sliding microtome with freezing stage | Leica | SM2010 R | |
| Microtome blade | Leica | 14021607100 | |
| Fluorescent dissecting microscope | Nikon | SMZ800 with Epi-fluorescence attachment | |
| Spinning disk confocal microscope | Perkin Elmer | UltraView Vox Spinning Disk Confocal | |
| 10 µl Hamilton gas tight syringes | Hamilton | 80030 | Use a different syringe for each color dye/tracer |
| Hamilton needles | Hamilton | 7803-05, specifications: blunt, 1.5" | |
| Alexa-conjugated cholera toxin β subunit (CTB) | Invitrogen | 488: C22841 | Reconstitute in sterile saline, 80 µl (488), 100 µl (594), 20 µl (647) |
| 594: C22842 | |||
| 647: C34778 | |||
| Phosphate Buffered Saline (PBS) | Sigma | P4417-50TAB | |
| Neomycin and Polymyxin B Sulfates and Bacitracin Zinc Ophthalmic Ointment USP (antibiotic ointment) | Bausch & Lomb | 24208-780-55 | |
| 30.5 gauge needle | Becton Dickinson | 305106 | |
| Spring scissors | Roboz | RS-5630 | |
| Cotton-tipped applicator | Fisher | 23-400-125 | |
| Paraformaldeyde (PFA) | Electron Microscopy Sciences | 15710 | Dilute 16%to 4% in PBS. Paraformaldehye is toxic, use in a fume hood and wear personal protective equipment. |
| Dissection tools – scissors, forceps, spatula | Small scissors: Fine Science Tools | Small scissors:14370-22 | |
| Large scissors: Roboz | Large scissors: RS-6820 | ||
| #55 forceps: Fine Science Tools | #55 forceps: 11255-20 | ||
| Spatula: Ted Pella, Inc. | Spatula: 13504 | ||
| Sucrose | Sigma | S8501-5KG | Make 30% sucrose in PBS (weight/vol) |
| OCT Compound | VWR | 25608-930 | |
| Weigh boat | USA Scientific | 2347-1426 | |
| 24-well plates | BD Biosciences | 353047 | |
| Sodium phosphate monobasic | Sigma | S6566-500G | Make 0.2 M sodium phosphate monobasic (PB-A) in ddH20 and 0.2 M sodium phosphate dibasic (PB-B) in ddH20. To make 0.1 M PB, combine 19 ml PB-A and 81 ml PB-B, fill to 200 ml with ddH20 |
| Sodium phosphate dibasic | Sigma | S5136-500G | |
| Coverslips, 22 X 50 mm, No. 1.5 | VWR | 48393 194 | |
| Charged microscope slide | VWR | 48311-703 | |
| Vectasheild | Vector Laboratories | H-1200 |
Referências
- Ransohoff, R. M., Perry, V. H. Microglial physiology: unique stimuli, specialized responses. Annu Rev Immunol. 27, 119-145 (2009).
- Aguzzi, A., et al. Microglia: scapegoat, saboteur, or something else. Science. 339 (6116), 156-161 (2013).
- Tremblay, M. E., et al. The role of microglia in the healthy brain. J Neurosci. 31 (45), 16064-16069 (2011).
- Hanisch, U. K., Kettenmann, H. Microglia: active sensor and versatile effector cells in the normal and pathologic brain. Nat. Neurosci. 10 (11), 1387-1394 (2007).
- Sierra, A., et al. Janus-faced microglia: beneficial and detrimental consequences of microglial phagocytosis. Front Cell Neurosci. 7, (2013).
- Dheen, S. T., et al. Microglial activation and its implications in the brain diseases. Curr Med Chem. 14 (11), 1189-1197 (2007).
- Schafer, D. P., et al. Microglia sculpt postnatal neural circuits in an activity and complement-dependent manner. Neuron. 74 (4), 691-705 (2012).
- Katz, L., Shatz, C. Synaptic activity and the constuction of cortical circuits. Science. 274 (5290), 1133-1138 (1996).
- Sanes, J. R., Lichtman, J. W. Development of the vertebrate neuromuscular junction. Annu Rev Neurosci. 22, 389-442 (1999).
- Hua, J. Y., Smith, S. J. Neural activity and the dynamics of central nervous system development. Nat Neurosci. 7 (4), 327-332 (2004).
- Holtmaat, A., Svoboda, K. Experience-dependent structural synaptic plasticity in the mammalian brain. Nat Rev Neurosci. 10 (9), 647-658 (2009).
- Butz, M., et al. Activity-dependent structural plasticity. Brain Res Rev. 60 (2), 287-305 (2009).
- Bruel-Jungerman, E., et al. Brain plasticity mechanisms and memory: a party of four. Neuroscientist. 13 (5), 492-505 (2007).
- Schafer, D. P., Stevens, B. Synapse elimination during development and disease: immune molecules take centre stage. Biochem Soc Trans. 38 (2), 476-481 (2010).
- Alexander, A., et al. The complement system: an unexpected role in synaptic pruning during development and disease. Annu Rev Neurosci. 35, 369-389 (2012).
- Brown, A., Weaver, L. C. The dark side of neuroplasticity. Exp Neurol. 235 (1), 133-141 (2012).
- Navarro, X. Chapter 27: Neural plasticity after nerve injury and regeneration. Int Rev Neurobiol. 87, 483-505 (2009).
- Tan, A. M., Waxman, S. G. Spinal cord injury, dendritic spine remodeling, and spinal memory mechanisms. Exp Neurol. 235 (1), 142-151 (2012).
- Wolpaw, J. R., Tennissen, A. M. Activity-dependent spinal cord plasticity in health and disease. Annu Rev Neurosci. 24, 807-843 (2001).
- Schafer, D. P., et al. The "quad-partite" synapse: Microglia-synapse interactions in the developing and mature CNS. Glia. 61 (1), 24-36 (2013).
- Mukhopadhyay, S., et al. Manganese-induced trafficking and turnover of the cis-Golgi glycoprotein GPP130. Mol Biol Cell. 21 (7), 1282-1292 (2010).
- Jung, S., et al. Analysis of fractalkine receptor CX(3)CR1 function by targeted deletion and green fluorescent protein reporter gene insertion. Mol Cell Biol. 20, 4106-4114 (2000).
- Knobloch, M., Mansuy, I. M. Dendritic spine loss and synaptic alterations in Alzheimer’s disease. Mol Neurobiol. 37 (1), 73-82 (2008).
- Masliah, E., et al. Synaptic remodeling during aging and in Alzheimer’s disease. J Alzheimers Dis. 9 (3 Suppl), 91-99 (2006).
- Yoshiyama, Y., et al. Synapse loss and microglial activation precede tangles in a P301S tauopathy mouse model. Neuron. 53 (3), 337-351 (1016).
- Milnerwood, A. J., Raymond, L. A. Early synaptic pathophysiology in neurodegeneration: insights from Huntington’s disease. Trends Neurosci. 33 (11), 513-523 (2010).
- Noda, M., Suzumura, A. Sweepers in the CNS: Microglial Migration and Phagocytosis in the Alzheimer Disease Pathogenesis. Int J Alzheimers Dis. , (2012).
- Rotshenker, S. Microglia and macrophage activation and the regulation of complement-receptor-3 (CR3/MAC-1)-mediated myelin phagocytosis in injury and disease. J Mol Neurosci. 21 (1), 65-72 (2003).
- Smith, M. E. Phagocytosis of myelin in demyelinative disease: a review. Neurochem Res. 24 (2), 261-268 (1999).
