Summary

التحليل الآلي من ديناميك كا<sup> 2 +</sup> إشارات في تسلسلات الصور

Published: June 16, 2014
doi:

Summary

هنا يتجلى منطقة جديدة من بروتوكول تحليل الفائدة على أساس الفرز الحذف أفضل تناسب المخصصة لمناطق إشارة إيجابية خلال فترة زمنية ثنائي الأبعاد تسلسلات الصور الفاصل. هذه الخوارزمية قد تمكن المحققون على تحليل شامل الفسيولوجية كا 2 + إشارات مع الحد الأدنى من إدخال المستخدم والتحيز.

Abstract

يتم دراسة الخلايا كا 2 + إشارات عادة مع الأصباغ الفلورية كا 2 + المؤشر وتقنيات الفحص المجهري. ومع ذلك، والتحليل الكمي من كا 2 + بيانات التصوير هو مضيعة للوقت وتخضع للانحياز. وقد تم تنفيذ الآلية خوارزميات تحليل الإشارات يعتمد على المنطقة ذات الاهتمام (ROI) الكشف عن قياسات سطر واحد الابعاد المسح الضوئي، ولكن ليس هناك خوارزمية الحالي الذي يجمع بين تحديد الأمثل وتحليل رويس في تسلسلات الصور ثنائية الأبعاد. هنا يتم وصف خوارزمية لسرعة اقتناء وتحليل رويس في تسلسلات الصور. فإنه يستخدم الحذف يصلح لإشارات الضجيج تصفيتها من أجل تحديد العائد على الاستثمار الأمثل التنسيب، ويحسب كا 2 + المعلمات إشارة من السعة والمدة وانتشار المكاني. تم تنفيذ هذه الخوارزمية باعتباره المساعد متاحة بحرية لليماغيج (NIH) والبرمجيات. جنبا إلى جنب مع البرامج النصية تحليل مكتوب لمفتوحة المصدر برامج معالجة الإحصائية R،ويوفر هذا النهج خط أنابيب ذات قدرة عالية لأداء التحليل الإحصائي السريع للناتج التجريبية. كما يقترح الباحثون أن استخدام هذا البروتوكول التحليل سوف يؤدي إلى توصيف أكثر اكتمالا وغير منحازة من الفسيولوجية كا 2 + إشارات.

Introduction

كا 2 + هو رسول الثاني في كل مكان مما يشير جزيء وعصاري خلوي كا 2 + وينظم مستويات عالية. الكالسيوم داخل الخلايا 2 + إشارات معقدة وتشمل العابرين معزولة، التذبذبات، ونشر موجات 1-4. ويعتقد أن السيطرة المكانية والزمانية من كا 2 + لخصوصية تكمن وراء الفسيولوجية إشارة، وبالتالي فإن تحليل كا 2 + أنماط إشارة هو من مصلحة كبيرة للمحققين في حقول متعددة 5.

الأصباغ كا 2 + المؤشر مثل فلوو-4-2 FURA وتستخدم عادة لقياس الكالسيوم داخل الخلايا 2 + إشارات مع مضان المجهري 5-12. عادة، يتم تقييم الزمانية كا 2 + إشارات عن التغيرات التي تعتمد على الوقت في متوسط ​​مضان داخل منطقة المعرفة من قبل المستخدم، أو المنطقة ذات الاهتمام (ROI) 5،6،13 – 16. حاليا، وتحليل العائد على الاستثمار دليل على حد سواء مضيعة للوقت والعمل فيتوتري لأنه يتطلب من المستخدمين لتحديد العديد من رويس وأداء العمليات الحسابية المتكررة 17-19. قد تكون هذه التقنيات أيضا عرضة للخطأ المستخدم كبيرة، بما في ذلك إدخال وسائط إشارة مصطنعة والاستبعاد من انخفاض السعة أو إشارات منتشر 18،20.

وقد سبق أن نفذت خوارزميات الكشف الآلي العائد على الاستثمار باستخدام مجموعة متنوعة من النهج الإحصائية لتحديد العائد على الاستثمار الأمثل التنسيب، لكنها عموما اقتصرت على تحليل مسح سطر أو الزائفة خط مسح الصور، مما يحد من التحليل إلى البعد المكاني واحدة في الوقت المناسب 17، 19-22. بالإضافة إلى ذلك، العديد من الخوارزميات الموجودة ليست كافية لتشمل تنوع كا 2 + الأحداث الإفراج التي تتراوح من الدوري، العابرين المترجمة إلى نشر موجات 23،24. وغالبا ما تتعقد تقييم شامل للالفسيولوجية كا 2 + إشارات إضافية من خلال وجود صورة كبيرة artifالتصرف الذي يفند إشارة إلى التمييز الضوضاء في كثير من النظم التجريبية.

سابقا، للكشف عن العائد على الاستثمار خوارزمية الحل الآلي لكا 2 + إشارة الكشف عابرة، كما تنفذ البرنامج المساعد لبرنامج NIH يماغيج (المعاهد الوطنية للصحة في بيثيسدا، MD)، تم تطويره والتحقق من صحتها 25،26. وقد تم تصميم هذه الخوارزمية، ودعا LC_Pro، لتحديد وتحليل رويس يشمل كا 2 + العابرين في إشارة ثنائية الأبعاد الوقت الفاصل بين متواليات الصورة. هنا يتم توفير بروتوكول التجريبية العملية ومظاهرة ممثل تطبيق الخوارزمية في الخنازير الشريان التاجي البطانة، مع تحليل نتائج إضافية باستخدام مفتوحة المصدر برامج معالجة الإحصائية R لتوليد الناتج رسومية قابلة للاستخدام.

Protocol

1. تشريح السفن والتصوير الحصاد الأنسجة من الخنازير الأحداث المحلية كما هو موضح في مارتنز وآخرون 27. وضع تحصد البطينين الأيمن الخنازير في polydimethylsiloxane (PDMS) طبق تشريح الجزء السفلي تحتوي على HEPES مخزنة محلول ملحي ا?…

Representative Results

خوارزمية مخصصة، LC_Pro، تم وضعها وتنفيذها من أجل إجراء تحليل الآلي للكا 2 + ديناميات على تسلسلات الصور متحد البؤر. كما هو مبين في الشكل 1، ويستخدم خوارزمية وحدات معالجة متتابعة أن A) كشف وتعقب المواقع الديناميكية كا 2 + تغيير أعلاه إحصائية (ع <0.01) الضو?…

Discussion

سوف فك معقدة كا 2 + إشارات على المستوى الخلوي وتتطلب نهجا متعددة الخلايا التجريبية والتحليلية الصارمة. هنا، يوصف هذا النهج في الوقت الذي تتعرض حل تسلسلات الصور متحد البؤر كا 2 + مضان تعتمد على تحليل الآلية التي تحدد والكمي كا 2 + إشارات ذات الصلة إحصائي…

Declarações

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

وأيد هذا العمل في جزء من المعاهد الوطنية للصحة منح HL-085887، HL-092992، S10RR027535، وMOP-93676.

Materials

dissection dish Fisher Sci #08-772-70
polydimethylsiloxane (PDMS) Fisher Sci #NC9644388 elastomer kit, must be molded into dishes
HEPES-buffered PSS Sigma #H3375-250G HEPES acid
stereomicroscope Nikon Inst. #MNA42000
forceps Fine Science Tools #11223-20
spring scissors Fine Science Tools 15003-08
tungsten wire Scientific Inst Svcs #406
Fluo-4 AM Life Tech. #F-14201
pluronic F-127 Life Tech. #P3000MP
metal pins Fine Science Tools #26002-10
cover-glass bottom chamber Custom designed
spinning disc confocal microscope Perkin Elmer RS-3
imageJ software download at: http://rsbweb.nih.gov/ij/download.html
LC_Pro plugin for imageJ download at: http://rsbweb.nih.gov/ij/plugins/lc-pro/index.html
R software download at: http://www.r-project.org/
R traceplot script download at: https://docs.google.com/file/d/0B-PSp1D9e2fjV3NIcGppUzkxdEk/edit?usp=sharing

Referências

  1. Berridge, M. J. Inositol trisphosphate and calcium signalling. Nature. 361 (6410), 315-325 (1993).
  2. Berridge, M. J., et al. The versatility and universality of calcium signalling. Nat Rev Mol Cell Biol. 1 (1), 11-21 (2000).
  3. Delisle, S. The four dimensions of calcium signalling in Xenopus oocytes. Cell Calcium. 12 (2-3), 217-227 (1991).
  4. Dupont, G., et al. Calcium dynamics: spatio-temporal organization from the subcellular to the organ level. Int Rev Cytol. 261, 193-245 (2007).
  5. Hayashi, H., Miyata, H. Fluorescence imaging of intracellular Ca2. J Pharmacol Toxicol Methods. 31 (1), 1-10 (1994).
  6. Barreto-Chang, O. L., Dolmetsch, R. E. Calcium imaging of cortical neurons using Fura-2 AM. J Vis Exp. 23, (2009).
  7. Hong, J. H., et al. Intracellular calcium spikes in rat suprachiasmatic nucleus neurons induced by BAPTA-based calcium dyes. PloS One. 5 (3), (2010).
  8. Kuga, N., et al. Large-scale calcium waves traveling through astrocytic networks in vivo. J Neurosci. 31 (7), 2607-2614 (2011).
  9. Mumtaz, S., et al. The mechanism of agonist induced Ca2+ signalling in intact endothelial cells studied confocally in in situ arteries. Cell Calcium. 49 (1), 66-77 (2011).
  10. Paredes, R. M., et al. Chemical calcium indicators. Methods. 46 (3), 143-151 (2008).
  11. Silei, V., et al. Measurement of intracellular calcium levels by the fluorescent Ca2+ indicator Calcium-Green. Brain Res Brain Res Protoc. 5 (2), 132-134 (2000).
  12. Simpson, A. M. Fluorescent measurement of [Ca2+]c: basic practical considerations. Methods Mol Biol. 937, 3-36 (2006).
  13. Gaspers, L. D., Thomas, A. P. Calcium signaling in liver. Cell Calcium. (3-4), 329-342 (2005).
  14. Hellman, B., et al. Cytoplasmic Ca2+ oscillations in pancreatic ß-cells. Biochem Biophys Acta. 1113 (3-4), 295-305 (1992).
  15. Kansui, Y., et al. Enhanced spontaneous Ca2+ events in endothelial cells reflect signalling through myoendothelial gap junctions in pressurized mesenteric arteries. Cell Calcium. 44 (2), 135-146 (2008).
  16. Tatsumi, H., et al. Measurement of the intracellular calcium concentration in guinea-pig myenteric neurons by using fura-2. Brain res. 451 (1-2), 371-375 (1988).
  17. Lorenz, J. J., et al. Pixel-based criteria-oriented analysis of time-lapse Ca2+-fluorescence images. J Neurosci Meth. 127 (2), 157-166 (2003).
  18. Mukamel, E. A., et al. Automated analysis of cellular signals from large-scale calcium imaging data. Neuron. 63 (6), 747-760 (2009).
  19. Reidl, J., et al. Independent component analysis of high-resolution imaging data identifies distinct functional domains. Neuroimage. 34 (1), 94-108 (2007).
  20. Wegner, F., et al. Automated detection of elementary calcium release events using the á trous wavelet transform. Biophys J. 90 (6), 2151-2163 (2006).
  21. Cheng, H., et al. Amplitude distribution of calcium sparks in confocal images: theory and studies with an automatic detection method. Biophys J. 76 (2), 606-617 (1999).
  22. Picht, E., et al. SparkMaster: automated calcium spark analysis with ImageJ. Am J Physiol Cell Physiol. 293 (3), (2007).
  23. Abramoff, M. D., et al. Image processing with ImageJ. Biophoton Int. 11, 36-42 (2004).
  24. Francis, M., et al. Automated region of interest analysis of dynamic Ca2+ signals in image sequences. Am J Physiol Cell Physiol. 303 (3), (2012).
  25. Qian, X., et al. Recruitment of dynamic endothelial Ca2+ signals by the TRPA1 channel activator AITC in rat cerebral arteries. Microcirculation. 20 (2), 138-148 (2013).
  26. Taylor, M. S., et al. Dynamic Ca2+ signal modalities in the vascular endothelium. Microcirculation. 19 (5), 423-429 (2012).
  27. Martens, C. J., et al. Mucous solids and liquid secretion by airways: studies with normal pig, cystic fibrosis human, and non-cystic fibrosis human bronchi. Am J Physiol Lung Cell Mol Physiol. 301 (2), (2011).
check_url/pt/51560?article_type=t

Play Video

Citar este artigo
Francis, M., Waldrup, J., Qian, X., Taylor, M. S. Automated Analysis of Dynamic Ca2+ Signals in Image Sequences. J. Vis. Exp. (88), e51560, doi:10.3791/51560 (2014).

View Video