الماوس زرع الكلى: نماذج من طعم خيفي رفض
Summary
Here, we present a protocol to study the immunology of rejection. The surgical model presented reports a short operating time and a concise technique. Depending on the donor-recipient strain combination, the transplanted kidney may develop acute cellular rejection or chronic allograft damage, defined by interstitial fibrosis and tubular atrophy.
Abstract
Rejection of the transplanted kidney in humans is still a major cause of morbidity and mortality. The mouse model of renal transplantation closely replicates both the technical and pathological processes that occur in human renal transplantation. Although mouse models of allogeneic rejection in organs other than the kidney exist, and are more technically feasible, there is evidence that different organs elicit disparate rejection modes and dynamics, for instance the time course of rejection in cardiac and renal allograft differs significantly in certain strain combinations. This model is an attractive tool for many reasons despite its technical challenges. As inbred mouse strain haplotypes are well characterized it is possible to choose donor and recipient combinations to model acute allograft rejection by transplanting across MHC class I and II loci. Conversely by transplanting between strains with similar haplotypes a chronic process can be elicited were the allograft kidney develops interstitial fibrosis and tubular atrophy. We have modified the surgical technique to reduce operating time and improve ease of surgery, however a learning curve still needs to be overcome in order to faithfully replicate the model. This study will provide key points in the surgical procedure and aid the process of establishing this technique.
Introduction
وكان أول وصف زرع الكلى الناجحة لعلاج الفشل الكلوي في عام 1955 بين التوائم الزيجوت 1، منذ ذلك الحين أصبح علاج الثورية لمرضى الفشل الكلوي في نهاية المرحلة في جميع أنحاء العالم، وتقدم كل من التحسن في طول ونوعية الحياة 2. ومع بقاء الكسب غير المشروع على المدى الطويل قد تعوقها العديد من العمليات المرضية مما أدى إلى أضرار المزمن طعم خيفي 3.
رفض الكلى المزروعة في البشر لا يزال سببا رئيسيا للاعتلال، على الرغم من التحسينات الكبيرة في نظم immunosupporessive. والهدف من تطوير نموذج الفأر من زرع الكلى هو تكرار عن كثب عملية وعلم الأمراض الموجودة في زرع الكلى البشري 4. Skoskiewicz آخرون وصفت أول نموذج الفأر من زرع الكلى في عام 1973 5. على الرغم من أن المهارات المطلوبة المجهرية المتقدمة، بل هو قيمة رمونغوشيفيتش لعدة أسباب: تم جينوم الفأر تتميز بشكل جيد وهناك مجموعة كبيرة ومتنوعة من الأساليب والتقنيات المتاحة للدراسات الماوس التجريبية.
وقد استخدمت العديد من المجموعات باستخدام نموذج الفأر من زرع الكلى زرع الكلى كجهاز دعم الحياة، ولكن في دراسات أخرى وفي منهجيتنا وصف أحد الكلى الماوس المستلم الأصلي تبقى في الموقع لمدة التجربة 4. صالح هو أن الماوس يخضع لتخدير واحد والعملية مما يؤدي إلى خفض معدلات الاعتلال على الماوس وخطر الموت من الإجراء الثاني. بالإضافة إلى ذلك الفأر لا يعاني من الآثار السلبية للفشل الكلوي التدريجي.
على الرغم من الرفض خيفي نماذج موجودة في الأجهزة الأخرى مثل القلب والجلد، وهذه ليست دائما ذات الصلة مباشرة لزرع الكلى. هناك أدلة على أن هذه النماذج تثير سائط مختلفة ودىnamics الرفض، على سبيل المثال مدار الساعة من الرفض في القلب المزروع وطعم خيفي كلوي يختلف بشكل ملحوظ في بعض مجموعات الضغط 6. وأظهر هذا النموذج وصفناها أنماط رفض طعم خيفي كلوي حاد في BALB / ج المانحين في الفئران غير المعدلة وراثيا FVB / NJ إصابة بوساطة الخلوية مع تراكم خلايا تي والضامة 7. بدلا من ذلك وصفناها أيضا نموذجا للضرر المزمن طعم خيفي التي يسلك التليف الخلالي وضمور أنبوبي، وهذا ناتج عن زرع الكلى من C57BL / 6 BM12 المانحين في C57BL / 6 المتلقين، كما تتميز هذه الفئران عن طريق واحدة MHC الدرجة الثانية سوء مواضع -match 8.
وقد تم دراسة جوانب متعددة من زرع باستخدام نموذج الفأر من زرع الكلى بما في ذلك الرفض الحاد والرفض الخلوية والخلطية، نقص التروية إصابة ضخه، وتجريب العوامل العلاجية الرواية. قمنا بتعديل ر الجراحيةechnique إلى تقليل وقت التشغيل وتحسين سهولة الجراحة. خاصة وصفناها المانحة في وقت واحد وإعداد المتلقي وتقنية مفاغرة وعائية مبسطة من خلال الاستفادة من التصحيح مستمرة مفاغرة الشريان الأبهر. وهذا الفيديو ومخطوطة توفر نقاط رئيسية للمساعدة في إنشاء هذه التقنية.
Protocol
Representative Results
Discussion
الطريقة الأكثر موصوفة وصفا جيدا لإجراء مفاغرة شريانية هو استخدام الأبهر القاصي من الجهات المانحة، مع الشريان الكلوي في استمرار، بطريقة نهاية إلى جانب الشريان الأورطي إلى المتلقي. وصفنا استخدام التصحيح الأبهر، على غرار النسخ المتطابق "كاريل التصحيح" التي أجري?…
Declarações
The authors have nothing to disclose.
Acknowledgements
تمويل أبحاث الكلى من المملكة المتحدة، والكلية الملكية للجراحين في ادنبره والجمعية الأوروبية لزراعة الأعضاء دعمت هذه الدراسة.
Materials
| Surgical Instruments | |||
| Blunt Dissecting Scissors | Fine Science Tools | 14072-10 | For skin cutting |
| Curved Castoviejo scissors | Fine Science Tools | 15017-10 | For tissue cutting |
| Spring Scissors – straight | Fine Science Tools | 15000-08 | For suture cutting |
| Toothed forceps 1×2 teeth | Fine Science Tools | 11021-12 | |
| 2 x Fine Tip forceps (Dumont No.5) | Fine Science Tools | 11251-20 | |
| Angled Fine Tip forceps (Dumont No. 5/45) | Fine Science Tools | 11253-25 | For blunt dissecting |
| Curved Fine Tip forcep (Dumont No.7) | Fine Science Tools | 11273-22 | Useful to pass around vessels |
| Curved Crile Haemostat | Fine Science Tools | 1300-04 | |
| Micro clip applicator with lock | Fine Science Tools | 18056-14 | |
| 2 x Micro serrefines spring width 2mm, jaw length 4mm | Fine Science Tools | 18055-04 | Microvascular clamps |
| 2 x Colibri 3cm wire retractor | Fine Science Tools | 17000-03 | |
| Castroviejo needle holder with lock | Fine Science Tools | 120660-01 | |
| Wound clip applicator | Fine Science Tools | 12031-07 | |
| 7mm wound clips | Fine Science Tools | 12032-07 | Remove 7 to 10 days after surgery |
| Equipment | |||
| OPMI pico microscope | Carl Zeiss | S100 | |
| Thermal cautery unit with fine tip | Geiger | 150A | |
| Heat electronic pad | Cozee Cumfort | n/a | |
| Euroklav 23-S | Melag | n/a | Autoclave |
| Disposable equipment | |||
| 7/O Silk braided suture | Pearsall | 30514 | |
| 10/O Dafilon (polyamide) suture | B-Braun | G1118099 | |
| 6/O Vicryl (plygalectin) | Ethicon | W9537 | |
| Regular bevel needle, 1 inch, 21G | Bection, Dickinson and Company | 305175 | For ureteric anastamosis |
| Regular bevel needle, 5/8 inch, 25G | Bection, Dickinson and Company | 305122 | |
| Regular bevel needle, 1/2 inch, 30G | Bection, Dickinson and Company | 304000 | |
| Insulin needle 1ml, 29G | Bection, Dickinson and Company | 324827 | |
| Insulin needle 0.3ml, 30G | Bection, Dickinson and Company | 324826 | |
| 1 ml syringe slip tip | Bection, Dickinson and Company | 300184 | |
| 5 ml syringe slip tip | Bection, Dickinson and Company | 302187 | |
| Wypall paper swabs | Kimberley-Clark | L40 | sterilised by autoclave |
| Cotton wool buds | Johnson and Johnson | n/a | sterilised by autoclave |
| Plain drapes | Guardian | CB03 | sterilised by autoclave |
| Cell culture dish 60mm x 15mm | Corning Incorporated | 430166 | |
| Dispensing Pin | B-Braun | DP3500L / 413501 | Used with NaCl 0.9% |
| Re-agents and Drugs | |||
| (Lacri-Lube) White soft paraffin 57.3%, mineral oil 42.5% and lanolin alcohols 0.2% | Allergan Ltd | 21956GB10X | |
| (Videne) Povidone-iodine 10% | Ecolab Ltd | PL 04509/0041 | |
| (Vetalar V) Ketamine hydrochloride | Pfizer Animal Health | Vm 42058/4165 | 100mg/ml solution (dose 200mg/kg) |
| (Domitor) Medetomidine hydrochloride | Orion Pharma | Vm 06043/4003 | 1mg/ml (dose 0.5mg/kg) |
| (Vetergesic) Bupernorphine hydrochloride | Alsto Animal Health | Vm 00063/4002 | 0.3mg/ml (dose 0.05mg/kg) |
| (Antisedan) Atipamezole hydrochoride | Orion Pharma | Vm 06043/4004 | 5mg/ml (dose 2mg/kg) |
| University of Wisconsin Solution | Belzer Bridge to Life | n/a | dose approximately 500 microlitres/mouse |
| NaCl 0.9% | Baxter | FKE1323 | |
| Heparin Sulphate | non-proprietary | n/a | 5000units/ml (dose 5units/mouse) |
Referências
- Guild, W. R., Harrison, J. H., Merrill, J. P., Murray, J. Successful homotransplantation of the kidney in an identical twin. Trans. Am. Clin. Climatol Assoc. 67, 167-173 (1955).
- Wolfe, R. A., et al. Comparison of mortality in all patients on dialysis, patients on dialysis awaiting transplantation, and recipients of a first cadaveric transplant. N. Engl. J. Med. 341, 1725-1730 (1999).
- Nankivell, B. J., Alexander, S. I. . Rejection of the Kidney Allograft. N. Engl. J. Med. 363, 1451-1462 (2010).
- Tse, G. H., Hughes, J., Marson, L. P. Systematic review of mouse kidney transplantation. Transplant International. 26, 1149-1160 (2013).
- Skoskiewicz, M., Chase, C., Winn, H. J., Russell, P. S. Kidney transplants between mice of graded immunogenetic diversity. Transplant. Proc. 5, 721-725 (1973).
- Zhang, Z., et al. Pattern of liver, kidney, heart, and intestine allograft rejection in different mouse strain combinations. Transplantation. 62, 1267-1272 (1996).
- Qi, F., et al. Depletion of cells of monocyte lineage prevents loss of renal microvasculature in murine kidney transplantation. Transplantation. 86, 1267-1274 (2008).
- Dang, Z., Mackinnon, A., Marson, L. P., Sethi, T. Tubular atrophy and interstitial fibrosis after renal transplantation is dependent on galectin-3. Transplantation. 93, 477-484 (2012).
- Jabs, W. J., et al. Heterogeneity in the Evolution and Mechanisms of the Lesions of Kidney Allograft Rejection in Mice. Am. J. Transplant. 3, 1501-1509 (2003).
- Lin, T., et al. Deficiency of C4 from Donor or Recipient Mouse Fails to Prevent Renal Allograft Rejection. Am. J. Pathol. 168, 1241-1248 (2006).
