Here, we present a protocol to study the immunology of rejection. The surgical model presented reports a short operating time and a concise technique. Depending on the donor-recipient strain combination, the transplanted kidney may develop acute cellular rejection or chronic allograft damage, defined by interstitial fibrosis and tubular atrophy.
Rejection of the transplanted kidney in humans is still a major cause of morbidity and mortality. The mouse model of renal transplantation closely replicates both the technical and pathological processes that occur in human renal transplantation. Although mouse models of allogeneic rejection in organs other than the kidney exist, and are more technically feasible, there is evidence that different organs elicit disparate rejection modes and dynamics, for instance the time course of rejection in cardiac and renal allograft differs significantly in certain strain combinations. This model is an attractive tool for many reasons despite its technical challenges. As inbred mouse strain haplotypes are well characterized it is possible to choose donor and recipient combinations to model acute allograft rejection by transplanting across MHC class I and II loci. Conversely by transplanting between strains with similar haplotypes a chronic process can be elicited were the allograft kidney develops interstitial fibrosis and tubular atrophy. We have modified the surgical technique to reduce operating time and improve ease of surgery, however a learning curve still needs to be overcome in order to faithfully replicate the model. This study will provide key points in the surgical procedure and aid the process of establishing this technique.
Transplantation rénale réussie pour le traitement de l'insuffisance rénale a été décrite pour la première en 1955 entre jumeaux monozygotes 1, depuis lors, il est devenu un traitement révolutionnaire destiné aux patients en phase terminale d'insuffisance rénale à travers le monde, offrant à la fois une amélioration de la longueur et de la qualité de la vie 2. Cependant la survie du greffon à long terme a été entravée par une multitude de processus pathologiques entraînant des dommages de l'allogreffe chronique 3.
Rejet du rein transplanté chez l'homme reste une cause majeure de morbidité, en dépit des améliorations significatives dans les régimes immunosupporessive. Le but de l'élaboration d'un modèle de souris de la transplantation rénale est de répliquer au plus près le processus et la pathologie trouvé dans la transplantation rénale humaine 4. Skoskiewicz et al. Décrit d'abord le modèle de souris de la transplantation rénale en 1973 5. Bien compétences de microchirurgie de pointe sont nécessaires, il est un objet de valeur tool pour plusieurs raisons: le génome de la souris a été bien caractérisé et il ya une grande variété de méthodes et de techniques disponibles pour les études de souris expérimentales.
De nombreux groupes en utilisant le modèle de souris de la transplantation rénale ont utilisé le rein transplanté comme un organe qui soutient la vie, mais dans d'autres études et dans notre méthodologie décrite une des reins natif de la souris receveuse est laissé en place pendant la durée de l'expérience 4. L'avantage est que la souris soumise à une anesthésie et opération unique en réduisant ainsi la morbidité de la souris et le risque de décès d'une deuxième procédure. En outre, la souris ne présente pas les effets négatifs de l'insuffisance rénale progressive.
Bien que les modèles de rejet allogénique existent dans d'autres organes tels que le cœur et la peau, ce ne sont pas toujours directement applicables à la transplantation rénale. Il existe des preuves que ces modèles suscitent différents modes et dynamique de rejet, par exemple au cours du temps de rejet dans l'allogreffe cardiaque et allogreffe rénale diffère de manière significative dans certaines combinaisons de contrainte 6. Nous avons décrit les modèles de rejet d'allogreffe rénale aiguë chez les BALB / c donateurs dans des souris FVB / nj non-transgéniques, ce modèle a montré une blessure à médiation cellulaire avec accumulation de macrophages et les cellules T 7. Sinon, nous avons décrit un modèle d'endommagement chronique de l'allogreffe qui présente une fibrose interstitielle et atrophie tubulaire, cela résulte de la transplantation d'un rein de souris C57BL / 6 BM12 donneurs dans des souris C57BL / 6 destinataires, que ces souris sont caractérisées par une seule CMH de classe II mis loci -match 8.
Plusieurs aspects de la transplantation ont été étudiés en utilisant un modèle de souris de la transplantation rénale, y compris le rejet aigu, le rejet humoral et cellulaire, une lésion de reperfusion de l'ischémie, et trialing nouveaux agents thérapeutiques. Nous avons modifié la t chirurgicaleechnique pour réduire le temps de fonctionnement et d'améliorer la facilité de la chirurgie. En particulier, nous avons décrit la préparation simultanée et donneur de destinataire et une anastomose vasculaire simplifié par l'utilisation d'un patch anastomose aortique continu. Cette vidéo et manuscrit fourniront des points clés pour aider à la mise en place de cette technique.
La manière la plus bien décrites pour effectuer l'anastomose artérielle est d'utiliser l'aorte distale du donneur, à l'artère rénale dans le prolongement, d'une manière bout à l'autre de l'aorte destinataire. Nous décrivons l'utilisation d'un correctif de l'aorte, similaire à la mise en miroir 'Carrell patch' qui a effectué la transplantation de rein humain que nous croyons être plus pratique. Bien que les rapports de la littérature du donneur et du receveur o…
The authors have nothing to disclose.
Financement de recherche sur le rein au Royaume-Uni, le Royal College of Surgeons d'Edimbourg et de la Société européenne de transplantation d'organes a soutenu cette étude.
Surgical Instruments | |||
Blunt Dissecting Scissors | Fine Science Tools | 14072-10 | For skin cutting |
Curved Castoviejo scissors | Fine Science Tools | 15017-10 | For tissue cutting |
Spring Scissors – straight | Fine Science Tools | 15000-08 | For suture cutting |
Toothed forceps 1×2 teeth | Fine Science Tools | 11021-12 | |
2 x Fine Tip forceps (Dumont No.5) | Fine Science Tools | 11251-20 | |
Angled Fine Tip forceps (Dumont No. 5/45) | Fine Science Tools | 11253-25 | For blunt dissecting |
Curved Fine Tip forcep (Dumont No.7) | Fine Science Tools | 11273-22 | Useful to pass around vessels |
Curved Crile Haemostat | Fine Science Tools | 1300-04 | |
Micro clip applicator with lock | Fine Science Tools | 18056-14 | |
2 x Micro serrefines spring width 2mm, jaw length 4mm | Fine Science Tools | 18055-04 | Microvascular clamps |
2 x Colibri 3cm wire retractor | Fine Science Tools | 17000-03 | |
Castroviejo needle holder with lock | Fine Science Tools | 120660-01 | |
Wound clip applicator | Fine Science Tools | 12031-07 | |
7mm wound clips | Fine Science Tools | 12032-07 | Remove 7 to 10 days after surgery |
Equipment | |||
OPMI pico microscope | Carl Zeiss | S100 | |
Thermal cautery unit with fine tip | Geiger | 150A | |
Heat electronic pad | Cozee Cumfort | n/a | |
Euroklav 23-S | Melag | n/a | Autoclave |
Disposable equipment | |||
7/O Silk braided suture | Pearsall | 30514 | |
10/O Dafilon (polyamide) suture | B-Braun | G1118099 | |
6/O Vicryl (plygalectin) | Ethicon | W9537 | |
Regular bevel needle, 1 inch, 21G | Bection, Dickinson and Company | 305175 | For ureteric anastamosis |
Regular bevel needle, 5/8 inch, 25G | Bection, Dickinson and Company | 305122 | |
Regular bevel needle, 1/2 inch, 30G | Bection, Dickinson and Company | 304000 | |
Insulin needle 1ml, 29G | Bection, Dickinson and Company | 324827 | |
Insulin needle 0.3ml, 30G | Bection, Dickinson and Company | 324826 | |
1 ml syringe slip tip | Bection, Dickinson and Company | 300184 | |
5 ml syringe slip tip | Bection, Dickinson and Company | 302187 | |
Wypall paper swabs | Kimberley-Clark | L40 | sterilised by autoclave |
Cotton wool buds | Johnson and Johnson | n/a | sterilised by autoclave |
Plain drapes | Guardian | CB03 | sterilised by autoclave |
Cell culture dish 60mm x 15mm | Corning Incorporated | 430166 | |
Dispensing Pin | B-Braun | DP3500L / 413501 | Used with NaCl 0.9% |
Re-agents and Drugs | |||
(Lacri-Lube) White soft paraffin 57.3%, mineral oil 42.5% and lanolin alcohols 0.2% | Allergan Ltd | 21956GB10X | |
(Videne) Povidone-iodine 10% | Ecolab Ltd | PL 04509/0041 | |
(Vetalar V) Ketamine hydrochloride | Pfizer Animal Health | Vm 42058/4165 | 100mg/ml solution (dose 200mg/kg) |
(Domitor) Medetomidine hydrochloride | Orion Pharma | Vm 06043/4003 | 1mg/ml (dose 0.5mg/kg) |
(Vetergesic) Bupernorphine hydrochloride | Alsto Animal Health | Vm 00063/4002 | 0.3mg/ml (dose 0.05mg/kg) |
(Antisedan) Atipamezole hydrochoride | Orion Pharma | Vm 06043/4004 | 5mg/ml (dose 2mg/kg) |
University of Wisconsin Solution | Belzer Bridge to Life | n/a | dose approximately 500 microlitres/mouse |
NaCl 0.9% | Baxter | FKE1323 | |
Heparin Sulphate | non-proprietary | n/a | 5000units/ml (dose 5units/mouse) |