Mouse trapianto renale: Modelli di Allograft Rifiuto

Summary

Here, we present a protocol to study the immunology of rejection. The surgical model presented reports a short operating time and a concise technique. Depending on the donor-recipient strain combination, the transplanted kidney may develop acute cellular rejection or chronic allograft damage, defined by interstitial fibrosis and tubular atrophy.

Abstract

Rejection of the transplanted kidney in humans is still a major cause of morbidity and mortality. The mouse model of renal transplantation closely replicates both the technical and pathological processes that occur in human renal transplantation. Although mouse models of allogeneic rejection in organs other than the kidney exist, and are more technically feasible, there is evidence that different organs elicit disparate rejection modes and dynamics, for instance the time course of rejection in cardiac and renal allograft differs significantly in certain strain combinations. This model is an attractive tool for many reasons despite its technical challenges. As inbred mouse strain haplotypes are well characterized it is possible to choose donor and recipient combinations to model acute allograft rejection by transplanting across MHC class I and II loci. Conversely by transplanting between strains with similar haplotypes a chronic process can be elicited were the allograft kidney develops interstitial fibrosis and tubular atrophy. We have modified the surgical technique to reduce operating time and improve ease of surgery, however a learning curve still needs to be overcome in order to faithfully replicate the model. This study will provide key points in the surgical procedure and aid the process of establishing this technique.

Introduction

Trapianto renale con successo per il trattamento di insufficienza renale è stata descritta per la prima nel 1955 tra gemelli monozigoti ^1, da allora è diventato un rivoluzionario trattamento per i pazienti con insufficienza renale allo stadio terminale in tutto il mondo, che offre sia un miglioramento nella durata e la qualità della vita ^2. Tuttavia la sopravvivenza del trapianto a lungo termine è stata ostacolata da una moltitudine di processi patologici con conseguente danno cronica del trapianto ^3.

Rifiuto del rene trapiantato negli esseri umani rimane una delle principali cause di morbilità, nonostante i significativi miglioramenti nei regimi immunosupporessive. L'obiettivo di sviluppare un modello murino di trapianto renale è replicare da vicino il processo e la patologia trovato nel trapianto renale umano ^4. Skoskiewicz et al. Prima descritto il modello murino di trapianto di rene nel 1973 ^5. Anche se sono richieste competenze avanzate microchirurgiche, è una preziosa tool per diversi motivi: il genoma del topo è stato ben caratterizzato e c'è una grande varietà di metodi e tecniche disponibili per studi sui topi sperimentali.

Molti gruppi che utilizzano il modello murino di trapianto renale hanno usato il rene trapiantato come un organo di supporto vitale, ma in altri studi e nella nostra metodologia descritta uno dei reni nativi del topo destinatario viene lasciato in situ per tutta la durata dell'esperimento ^4. Il vantaggio è che il mouse subisce una sola anestesia e il funzionamento riducendo la morbilità per il mouse e il rischio di morte per una seconda procedura. Inoltre, il mouse non soffre gli effetti negativi di insufficienza renale progressiva.

Sebbene esistano modelli di rigetto allogenico in altri organi come il cuore e la pelle, queste non sono sempre direttamente rilevanti per il trapianto renale. Ci sono prove che questi modelli suscitano diverse modalità e dynamics di rifiuto, per esempio, l'andamento nel tempo del rigetto in allotrapianto cardiaco e trapianto renale differisce in modo significativo in determinate combinazioni di deformazione ^6. Abbiamo descritto i modelli renale acuta rigetto allogenico in BALB donatori / c in non-transgenici topi FVB / NJ, questo modello ha mostrato lesioni mediato cellulare con accumulo di cellule T e macrofagi ^7. In alternativa abbiamo anche descritto un modello di danno cronica del trapianto che presenta fibrosi interstiziale e atrofia tubulare, questo risulta dal trapianto di un rene da C57BL / 6 ^BM12 donatori in C57BL / 6 destinatari, in quanto questi mouse sono caratterizzati da un unico MHC di classe II mis loci -match ^8.

Molteplici aspetti del trapianto sono stati studiati utilizzando il modello murino di trapianto renale tra cui rigetto acuto, rigetto cellulare e umorale, ischemia riperfusione, e sperimentando nuovi agenti terapeutici. Abbiamo modificato la t chirurgicaecnica per ridurre il tempo di funzionamento e migliorare la facilità di intervento chirurgico. In particolare abbiamo descritto donatore simultanea e la preparazione destinatario e un semplificato tecnica di anastomosi vascolare utilizzando un continuo aortica patch di anastomosi. Questo video e manoscritto forniranno punti chiave per aiutare nella creazione di questa tecnica.

Protocol

Adeguati etica istituzionali nazionali e locali dovrebbero essere a posto prima di eseguire esperimenti su animali. In particolare nel Regno Unito i seguenti esperimenti sono stati intrapresi sotto gli Animali (Scientific Procedures) Act 1986, in cui sono disponibili ad operare contemporaneamente due microsurgeons il chirurgo donatore deve eseguire i passaggi 1,1-1,16 poi da 3.1 a 3.5, mentre il chirurgo destinatario esegue 2.1 a 2.8 . Per un singolo operatore le fasi possono essere seguite in modo sequenziale. <p c…

Representative Results

Renale rigetto del trapianto allogenico può essere valutata mediante analisi istologica di sezioni di tessuto incluse in paraffina methacarn-fisso del rene trapiantato (Figura 2). Trapianto di reni tra Isograft risultati topi singenici in renale danno da riperfusione ischemica, comunque da 4 settimane di tubuli hanno recuperato e sono istologicamente paragonabili a reni nativi. Rigetto acuto può essere modellato da C57BL / 6 trapianto renale in riceventi BALB / c, entro 1 settimana non vi è diffusa i…

Discussion

Il modo più ben descritto effettuare l'anastomosi arteriosa è utilizzare l'aorta distale del donatore, con l'arteria renale in continuazione, in modo end-to-side all'aorta destinatario. Descriviamo l'uso di una patch aortica, simile al mirroring 'Carrell cerotto' che ha effettuato nel trapianto di rene umano che riteniamo essere più conveniente. Anche se segnalazioni in letteratura di tempo donatore e ricevente operativa sono scarsi crediamo che utilizzando una patch aortico al destinatari…

Materials

			Surgical Instruments
Blunt Dissecting Scissors	Fine Science Tools	14072-10	For skin cutting
Curved Castoviejo scissors	Fine Science Tools	15017-10	For tissue cutting
Spring Scissors – straight	Fine Science Tools	15000-08	For suture cutting
Toothed forceps 1×2 teeth	Fine Science Tools	11021-12
2 x Fine Tip forceps (Dumont No.5)	Fine Science Tools	11251-20
Angled Fine Tip forceps (Dumont No. 5/45)	Fine Science Tools	11253-25	For blunt dissecting
Curved Fine Tip forcep (Dumont No.7)	Fine Science Tools	11273-22	Useful to pass around vessels
Curved Crile Haemostat	Fine Science Tools	1300-04
Micro clip applicator with lock	Fine Science Tools	18056-14
2 x Micro serrefines spring width 2mm, jaw length 4mm	Fine Science Tools	18055-04	Microvascular clamps
2 x Colibri 3cm wire retractor	Fine Science Tools	17000-03
Castroviejo needle holder with lock	Fine Science Tools	120660-01
Wound clip applicator	Fine Science Tools	12031-07
7mm wound clips	Fine Science Tools	12032-07	Remove 7 to 10 days after surgery
			Equipment
OPMI pico microscope	Carl Zeiss	S100
Thermal cautery unit with fine tip	Geiger	150A
Heat electronic pad	Cozee Cumfort	n/a
Euroklav 23-S	Melag	n/a	Autoclave
			Disposable equipment
7/O Silk braided suture	Pearsall	30514
10/O Dafilon (polyamide) suture	B-Braun	G1118099
6/O Vicryl (plygalectin)	Ethicon	W9537
Regular bevel needle, 1 inch, 21G	Bection, Dickinson and Company	305175	For ureteric anastamosis
Regular bevel needle, 5/8 inch, 25G	Bection, Dickinson and Company	305122
Regular bevel needle, 1/2 inch, 30G	Bection, Dickinson and Company	304000
Insulin needle 1ml, 29G	Bection, Dickinson and Company	324827
Insulin needle 0.3ml, 30G	Bection, Dickinson and Company	324826
1 ml syringe slip tip	Bection, Dickinson and Company	300184
5 ml syringe slip tip	Bection, Dickinson and Company	302187
Wypall paper swabs	Kimberley-Clark	L40	sterilised by autoclave
Cotton wool buds	Johnson and Johnson	n/a	sterilised by autoclave
Plain drapes	Guardian	CB03	sterilised by autoclave
Cell culture dish 60mm x 15mm	Corning Incorporated	430166
Dispensing Pin	B-Braun	DP3500L / 413501	Used with NaCl 0.9%
Re-agents and Drugs
(Lacri-Lube) White soft paraffin 57.3%, mineral oil 42.5% and lanolin alcohols 0.2%	Allergan Ltd	21956GB10X
(Videne) Povidone-iodine 10%	Ecolab Ltd	PL 04509/0041
(Vetalar V) Ketamine hydrochloride	Pfizer Animal Health	Vm 42058/4165	100mg/ml solution (dose 200mg/kg)
(Domitor) Medetomidine hydrochloride	Orion Pharma	Vm 06043/4003	1mg/ml (dose 0.5mg/kg)
(Vetergesic) Bupernorphine hydrochloride	Alsto Animal Health	Vm 00063/4002	0.3mg/ml (dose 0.05mg/kg)
(Antisedan) Atipamezole hydrochoride	Orion Pharma	Vm 06043/4004	5mg/ml (dose 2mg/kg)
University of Wisconsin Solution	Belzer Bridge to Life	n/a	dose approximately 500 microlitres/mouse
NaCl 0.9%	Baxter	FKE1323
Heparin Sulphate	non-proprietary	n/a	5000units/ml (dose 5units/mouse)