Imagem 3-D e Análise de Neurônios Infected<em> In Vivo</em> Com<em> Toxoplasma gondii</em
Summary
Usando este protocolo, fomos capazes de imagem 160 um seções do cérebro de espessura de camundongos infectados com o parasita Toxoplasma gondii, que permite a visualização e análise da relação espacial entre o parasita encistamento eo neurônio infectado.
Abstract
Toxoplasma gondii é um parasita obrigatório, intracelular com uma ampla gama de hospedeiros, incluindo humanos e roedores. Em ambos os seres humanos e roedores, Toxoplasma estabelece uma infecção persistente ao longo da vida no cérebro. Enquanto esta infecção cerebral é assintomática na maioria das pessoas imunocompetentes, no desenvolvimento do feto ou indivíduos imunocomprometidos, como a síndrome da imunodeficiência adquirida (AIDS) pacientes, essa predileção por e persistência no cérebro pode levar a doença neurológica devastadora. Assim, é claro que a interacção Toxoplasma cerebral é crítico para a doença sintomática produzido pelo Toxoplasma, ainda que têm pouca compreensão da interacção celular ou molecular entre as células do sistema nervoso central (SNC) e do parasita. No modelo do rato do CNS toxoplasmose tem sido conhecida há mais de 30 anos, que os neurônios são as células em que o parasita persiste, mas há pouca informação disponível sobre o qualparte do neurônio é geralmente infectados (soma, dendritos, axônio) e se esta relação celular muda entre as linhagens. Em parte, esta falta é secundária à dificuldade de imagem e visualização de neurônios infectados inteiros a partir de um animal. Tais imagens tipicamente exigiria cortes seriados e costura de tecido fotografada por microscopia eletrônica, microscopia confocal após immunostaining. Através da combinação de várias técnicas, o método aqui descrito permite a utilização de secções espessas (160 um) para identificar e imagem inteira de células que contêm cistos, permitindo a visualização e análise de neurónios individuais, cronicamente infectadas tridimensional sem a necessidade de imunomarcação, microscopia electrónica ou cortes seriados e costura. Usando esta técnica, podemos começar a compreender a relação celular entre o parasita eo neurônio infectado.
Introduction
O objetivo geral deste método é a obtenção de alta resolução, imagens tridimensionais de neurônios individuais que são infectadas pelo parasita intracelular obrigatório Toxoplasma gondii.
Toxoplasma é muitas vezes considerada um dos parasitas mais bem sucedidas porque a sua gama de hospedeiro intermediário grande, que inclui os seres humanos e roedores. Em ambos os seres humanos e roedores, após a infecção aguda por meio da ingestão de alimentos ou água contaminados, Toxoplasma é capaz de causar uma infecção persistente do SNC através da conversão a partir da sua forma de replicação rápido (a taquizoíto) para a sua replicantes lento e encistamento forma (o bradyzoite ). Em indivíduos imunocompetentes, esta infecção latente CNS é pensado para ser relativamente assintomática, mas em indivíduos imunocomprometidos, tais como pacientes com Aids ou transplantados, recrudescência do parasita pode levar a toxoplasmose cerebral fatal 1,2. Além disso, estudos recentes have demonstrado que a infecção com Toxoplasma latente pode conduzir a alterações comportamentais em roedores 3,4, embora o mecanismo permanece desconhecido.
Surpreendentemente, apesar destes dados que destacam a importância da interação CNS- Toxoplasma, relativamente pouco se sabe sobre esta relação, especialmente no nível celular e molecular. A capacidade de estudar os aspectos, mesmo simples da interação cérebro-parasita tem sido prejudicado em parte por limitações tecnológicas. Por exemplo, a maior parte do trabalho que mostra que os neurónios são as células em que os cistos persistem tem sido feito com microscopia electrónica (EM) de 5,6. Embora EM dá alta resolução, é demorado, trabalhoso e caro. Imunofluorescência (IF) ensaios foram recentemente utilizados em conjunto com microscopia confocal para confirmar o trabalho feito por EM 7. Se os ensaios são tecnicamente fácil de executar e relativamente baratos, mas utilizando estas técnicas para understand a relação espacial entre o cisto eo neurônio infectados requer reconstrução de série, que é demorado, tecnicamente difícil, e pode levar à perda de informações valiosas. Assim, temos desenvolvido um método que pode ser usado com o modelo de ratinho de toxoplasmose cerebral e nos permite imagem da totalidade de neurónios infectados sem EM ou imuno-histoquímica (IHQ). Ao desenvolver essa técnica, podemos começar a explorar a relação entre celular da célula infectada e do cisto de uma forma relativamente rápida e barata.
O método foi desenvolvido combina técnicas mais recentes para compensação óptica e seções do cérebro de imagem grossas por microscopia confocal 8 com um sistema que marca em células in vivo que foram injectados com proteínas do parasita 9,10. Neste sistema, que infectar ratinhos Cre-repórter que expressam uma proteína fluorescente verde (GFP) apenas após 11 recombinação mediada por Cre com Toxoplasma </em> Estirpes que expressam uma proteína fluorescente vermelha (RFP) e injectam recombinase Cre em células hospedeiras 9. Esta combinação nos permite colher o cérebro de camundongo infectado após a infecção do SNC é estabelecida, cortar seções do cérebro de espessura, e rapidamente identificar áreas pertinentes para a imagem, encontrando o RFP + cistos. É importante notar que, como expressão numa célula hospedeira de GFP depende unicamente da injecção de Cre por parasitas, e não sobre a infecção, um número de células GFP + não contêm parasitas 10. Como o objetivo deste protocolo é o de ser capaz de neurônios infectados imagem inteira, o foco é apenas na GFP + neurônios que contêm também uma RFP + cisto, mas o protocolo também pode ser usado para a imagem da GFP + / RFP – neurônios.
Uma vez que o cérebro infectado é colhida e seccionados, as seções são tornadas transparentes por clearing glicerol. Regiões apropriadas de seções são então fotografada com microscopia confocal, almugido visualização inédita de células hospedeiras infectadas e os parasitas encistadas na sua totalidade. Aqui nós fornecemos um protocolo completo para a identificação, limpeza opticamente, e de imagem infectado neurônios.
Protocol
Representative Results
Discussion
Tendo em conta que as alterações celulares em células hospedeiras infectadas têm sido associados a resultados da doença em infecções com outros organismos intracelulares, tais como HIV, raiva, e Chlamydia 18,19, desenvolvemos uma técnica que nos permite estudar as interações íntimas que ocorrem entre o CNS célula hospedeira e Toxoplasma. O método descrito aqui realiza este objetivo, permitindo imaging eficiente de neurônios cronicamente infectadas. Antes do desenvolvimento deste método…
Declarações
The authors have nothing to disclose.
Acknowledgements
Agradecemos todo o laboratório Koshy para discussões úteis. Agradecemos Patty Jansma e da Universidade do Arizona Departamento de Neurociência para aconselhamento e ajuda com as imagens. Agradecemos também o laboratório Porreca para o uso de sua Vibratome. Esta pesquisa foi apoiada pela National Institutes os EUA de Saúde (NIH NS065116, AAK).
Materials
| Name of Reagent/ Equipment | Company | Catalog Number | Comments/Description |
| Vibratome Series 1000 Sectioning System | Technical Products International, Inc. | Other vibratomes are compatible | |
| Glycerol | Fisher Scientific | BP229-1 | |
| Tween-20 | Fisher Scientific | BP337-500 | |
| Premium Slides | Fisher Scientific | 12-544-2 | |
| #1.5 Coverslips | VWR | 48393 251 | |
| Diamond Scriber | VWR | 52865-005 | |
| Zeiss LSM 510 Meta confocal microscope | Zeiss | LSM 510 | |
| Ketaject® Ketamine HCl Inj., USP 100mg/ml | Western Medical Supply, Inc. | 4165 | |
| AnaSed® Injection Xylazine 20mg/ml | Lloyd Inc. | ||
| ZsGreen Mice | Jackson Laboratories | 7906 | B6.Cg-Gt(ROSA)26Sortm6(CAG-ZsGreen1)Hze/J |
| Surgical equipment | Thumb forceps; Fine scissors-angled to side, sharp-sharp; Sharp-sharp scissors; Kelly hemostats; Mayo scissors; Micro spatula. | ||
| Human Foreskin Fibroblasts (HFF) cells | These are primary cells from human foreskins. We make these in-house but they may be purchased from outside vendors. | ||
| Dulbecco's High Glucose Modified Eagles Medium (DMEM) | HyClone | SH30081.01 | |
| Penicillin Streptomycin Solution, 100X | Corning | 30-002-Cl | |
| 200mM L-alanyl-L-glutamine | Corning | 25-015-Cl | |
| 25cm2 Canted neck flask | Fisher Scientific | 1012639 | |
| Phosphate-Buffered Saline, 1X Without Calcium and Magnesium | VWR | 45000-446 | |
| Phosphate-Buffered Saline, 10X, USP Sterile Ultra Pure Grade | amresco | K813-500ml | |
| Fetal Bovine Serum | Gibco | 26140-079 | |
| Bright-Line Hemocytometer | Sigma-aldrich | Z359629-1EA | |
| Mouse Brain Slicer Matrix | Zivic Instruments | BSMAS005-1 | |
| Sodium Chloride | Fisher Scientific | BP358-1 | |
| Heparin sodium salt from porcine intestinal mucosa | Sigma-aldrich | H3393-100KU | |
| Paraformaldehyde | Fisher Scientific | O4042-500 | |
| 20ml Disposable Scintillation Vials | Fisher Scientific | FS74500-20 | |
| Alcohol, Ethyl, 95%, 190 Proof | In-house | 17212945 | This product is purchased from an in-house stockroom. Other companies are compatible. |
| Imaris Software | Bitplane | ||
| Clear nail polish | Other brands are compatible | ||
| 10ml Syringe with Luer-Lok | VWR | BD309604 | Other syringes are compatible |
| Three-way Stopcock | Any brand is compatible | ||
| Hypodermic needle | Any brand is compatible – used to pin down mouse. | ||
| Cell Scraper | Any brand is compatible | ||
| 25G x 12" Tubing, Safety Blood Collection Set, with Luer Adapter | Greiner Bio-One | 450099 | Other brands are compatible |
Referências
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