Flow Cytometry Protocols for Surface and Intracellular Antigen Analyses of Neural Cell Types

Vishal Menon; Ria Thomas; Arun R. Ghale; Christina Reinhard; Jan Pruszak

doi:10.3791/52241

JoVE Journal > Neuroscience

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Neurociência

Citometria a flusso Protocolli per superficie e intracellulare Antigen analisi di tipi di cellule neurali

Published: December 18, 2014

doi:

10.3791/52241

Vishal Menon, Ria Thomas², Arun R. Ghale³, Christina Reinhard, Jan Pruszak⁴

¹Emmy Noether-Group for Stem Cell Biology, Department of Molecular Embryology, Institute of Anatomy and Cell Biology,University of Freiburg, ²Spemann Graduate School of Biology and Medicine and Faculty of Biology,University of Freiburg, ³School of Life Sciences,Keele University, ⁴Center for Biological Signaling Studies (BIOSS),University of Freiburg

Summary

We provide a detailed description of a protocol for flow cytometric analysis of surface antigens and/or intracellular antigens in neural cell types. Critical aspects of experimental planning, step-by-step methodological procedures, and fundamental principles of flow cytometry are explained in order to enable neurobiologists to exploit this powerful technology.

Abstract

Flow cytometry has been extensively used to define cell populations in immunology, hematology and oncology. Here, we provide a detailed description of protocols for flow cytometric analysis of the cluster of differentiation (CD) surface antigens and intracellular antigens in neural cell types. Our step-by-step description of the methodological procedures include: the harvesting of neural in vitro cultures, an optional carboxyfluorescein succinimidyl ester (CFSE)-labeling step, followed by surface antigen staining with conjugated CD antibodies (e.g., CD24, CD54), and subsequent intracellar antigen detection via primary/secondary antibodies or fluorescently labeled Fab fragments (Zenon labeling). The video demonstrates the most critical steps. Moreover, principles of experimental planning, the inclusion of critical controls, and fundamentals of flow cytometric analysis (identification of target population and exclusion of debris; gating strategy; compensation for spectral overlap) are briefly explained in order to enable neurobiologists with limited prior knowledge or specific training in flow cytometry to assess its utility and to better exploit this powerful methodology.

Introduction

Citometria a flusso è stato ampiamente sfruttato in immunologia, ematologia e oncologia per definire popolazioni di cellule con proprietà intrinseche scatter, espressione dell'antigene di superficie cellulare, e altri parametri di fluorescenza ^1-3. Le nostre intuizioni sviluppo linea di sangue e malattie sono il risultato di un notevole grado di raffinatezza continua di questa metodologia, dopo la sua iniziale ^4,5 attuazione. Una maggiore consapevolezza delle potenzialità analitica quantitativa e globale della citometria a flusso ha recentemente incoraggiato il suo uso più diffuso nel campo della ricerca sulle cellule staminali e può consentire allo stesso modo profondo il progresso in un arco di tempo più breve ^6. Tuttavia, l'applicazione di citometria a flusso per analizzare specificamente e isolare popolazioni neuronali è stata a lungo percepita come stimolante. Contrariamente alle cellule ematopoietiche che esistono naturalmente in sospensione, tipi di cellule neurali sono tipicamente raccolte da fonti eccessivamente complesse che possono includere glia e vari other cellule circostanti, nonché una intricata rete di neuroni processo fruttiferi. Di conseguenza, neurobiologia ha ancora attuare la versatilità di citometria a flusso per il suo potenziale completo in routine di ricerca quotidiana. Tuttavia, fintanto che una sospensione valida singola cellula può essere generato (e protocolli è stato ideato e ottimizzata a tale scopo ^7), citofluorimetria e classificare fluorescenza delle cellule attivate (FACS) può essere considerato un prezioso elemento del repertorio analitico neurobiologia ^8-11.

. Figura 1. Principio di citometria di flusso e componenti di un citofluorimetro a flusso citometri comprendono tre sistemi principali: fluidici, ottica ed elettronica. Un flusso semplificato di cellule in sospensione (preparata da tessuto primario o coltura in vitro) è compiuta dal flui guainad via focalizzazione idrodinamica, limitando il campione al suo nucleo centrale. Le parti ottiche sono composti di laser che illuminano il flusso di celle e filtri ottici che indirizzano il segnale ai rivelatori appropriati. I segnali luminosi rilevati sono convertiti in segnali elettronici, successivamente elaborati da un computer e visualizzati su un monitor per l'analisi dei dati e di gating. Cliccate qui per vedere una versione più grande di questa figura.

Gli utenti di flusso di metodi di citometria a profitto di almeno una conoscenza di base dei fondamenti di base, tra cui blocchi di costruzione di un citometro (per la revisione cfr ^12,13; vedi anche figura 1). Un fascio laser interseca con un flusso fluidico idrodinamico concentrato che contiene le cellule in sospensione, che a loro volta passano attraverso il fascio laser in 'singolo file' uno dopo l'altro. Il interceptisu di una cella (o qualsiasi altra particella, per questo) con i risultati laser nella diffusione della luce da questo punto di interrogazione. Luce diffusa può essere rilevato in continuazione della direzione laser (forward scatter, associato con la dimensione della particella), nonché perpendicolare alla sua direzione (lato scatter, riflettendo la granulosità della particella / cella). Queste proprietà scatter cui sopra non richiedono etichettatura specifica, che è il motivo per cui un campione senza etichetta (o anche detriti cellulari, bolle d'aria, ecc) genera un segnale (evento) sul forward scatter bivariato contro lato scatter plot comunemente usato per gating iniziale. Utilizzando i laser e filtri specifici per il corrispondente spettri di eccitazione ed emissione appropriati, una cella può essere analizzata per la sua positività, livello di intensità, o assenza di marcatori fluorescenti. La maggior parte delle applicazioni citometria di flusso sono concentrati sulla caratterizzazione via antigeni di superficie cellulare. A differenza del lineag ematopoietichee, il lignaggio neurale è rimasta meno ampiamente definita in base alle superfici modelli di espressione epitopi ^5. Un vantaggio di sfruttare antigeni di superficie è che le cellule vive possono essere sottoposti a separazione delle cellule paradigmi come il FACS. Al contrario, l'antigene intracellulare colorazione richiede fissazione e permeabilizzazione passi per mediare l'interazione epitopo-anticorpo, precludendo applicazioni a valle che richiedono cellule vitali. Da segnalare, questi approcci permettono ancora di numerose analisi quantitative ¹⁴ nonché analisi a valle per RNA e proteine espressione ^15. Ematologia, immunologia e oncologia hanno spesso usato più di una dozzina di marcatori in collaborazione per definire particolari sottopopolazioni ^16. Inoltre, citometria di massa o CyTOF possono ora essere utilizzati per analizzare fino a 30 parametri simultaneamente ^17,18.

Per le applicazioni di cellule staminali neurali e colture primarie ^14,19,20 l'eterogeneità delle cellulevitro è un fenomeno comune ^21-23. Le cellule non rappresentano la popolazione bersaglio di interesse incarnano un potenziale fattore confondente per la lettura sperimentale ^24,25. Convenientemente, i differenti sottoinsiemi cellulari presenti all'interno di una sospensione cellulare eterogenea recano profili di espressione dell'antigene distinte (noti o ancora da decifrare), che possono essere utilizzati per definire queste diverse popolazioni. Citometria a flusso può quindi svolgere un ruolo cruciale nel risolvere eterogeneità cellulare e, di conseguenza, facilitare applicazioni biomediche (test in vitro, terapia cellulare) e ottimizzare la lettura quantitativa concentrandosi sul sottoinsieme più rilevante ^24,26. Varie combinazioni di antigene di superficie sono stati identificati negli ultimi anni per consentire la quantificazione e l'isolamento di particolari tipi di cellule neuronali. Questo include CD133 per l'arricchimento delle cellule staminali neurali ^27, una combinazione delle CD15 / CD24 / antigeni di superficie CD29 per l'isolamento delle NSC, differentiated neurone e cellule della cresta neurale ²⁸ o CD15 / CD24 / CD44 / CD184 / CD271 di isolare neurali e gliali sottoinsiemi ^25, tra le altre firme ^29,30. Al di là di neuroni, marcatori gliali includono A2B5 ^31, CD44 ^25, NG2 ³² e GLAST ^33. Una recente pubblicazione ha sfruttato il mesencefalo marcatore precursore fondello CORIN ^34,35 per arricchire di precursori dopaminergici nel trapianto di cellule Parkinson paradigmi ^36. Molecole di CD non sono solo i marcatori, ma funzionalmente rilevanti mediatori delle interazioni cellula-cellula e di capacità delle cellule di rispondere ai segnali di molecole della matrice extracellulare e fattori di crescita ^37. Una strategia di potenziare ulteriormente l'arsenale di antigeni CD combinatorie a caratterizzare lo sviluppo lignaggio neurale è quella di utilizzare noti markers intracellulari per lo screening e definire combinazioni di antigene CD per un particolare tipo di cellule di interesse. Abbiamo recentemente sfruttato tale approccio e identificato CD49F ^– / CD200 ^alti modelli di espressione combinatorie come un nuovo approccio per arricchire sottoinsiemi neuronali da neurally differenziati pluripotenti indotte sistemi di coltura delle cellule staminali ^38. Qui, includiamo e discutere il secondo protocollo (e varianti opzionali loro), in cui la colorazione superficiale e la colorazione intracellulare possono essere utilizzati contemporaneamente per definire sottopopolazioni di cellule neurali in citometria a flusso.

Figura 2. Schema di flusso di opzioni protocollo sperimentale. La figura illustra una rappresentazione schematica dei principali fasi del protocollo. Passaggi facoltativi (CFSE dye o etichettatura antigene intracellulare) sono indicati da caselle di colore grigio chiaro. Dopo la raccolta, è fondamentale per valutare il numero di vitalità e di cellule di sospensioni cellulari neuronali prima della colorazione della superficie cellulare. Positivo comecosì come controlli negativi devono essere inclusi in aggiunta ai campioni di interesse. I campioni possono essere analizzati mediante citometria a flusso e / o utilizzati in separazione delle cellule paradigmi. Cliccate qui per vedere una versione più grande di questa figura.

Mentre abbiamo precedentemente utilizzato anticorpo primario in combinazione con l'anticorpo secondario per la colorazione intracellulare ^38, introduciamo ora etichettatura non covalente dell'anticorpo primario mediante frammenti Fab fluorescenti (etichettatura Zenon) come una lieve variazione, riducendo così le fasi di manipolazione cellulare ^39. Inoltre, come ulteriore esempio della versatilità del protocollo, ci avvaliamo di una etichettatura facoltativa di un sottoinsieme sperimentale carbossifluoresceina estere succinimidyl (CFSE) prima superficie antigene colorazione. Tale CFSE pre-etichettatura consente confronto diretto immediato delle due linee cellulari o condizioni sperimentali (CFSE marcato vs. senza etichetta) all'interno di un unico tubo di esempio, la riduzione della varianza o sottili differenze di tempo di incubazione e di risparmio di anticorpi. CFSE è un colorante fluorescente stabilito che viene comunemente utilizzato per il monitoraggio delle cellule ^40, in proliferazione ^41,42 e codici a barre esperimenti ^43,44. Infine, mentre passaggi effettivi (FACS, separazione immunomagnetica o immunopanning) non fanno parte di questo protocollo, in linea di principio, le modalità di raccolta e di etichettatura qui descritte fanno i campioni di rendimento che possono essere sottoposti a superficie antigene o intracellulari applicazioni di smistamento basate etichettatura- ^{15 25,28.}

Con questo articolo, ci proponiamo di: sintesi di una superficie valida protocollo antigene colorazione ^25,28, sintesi di un protocollo per la rivelazione di bersagli intracellulari e superficie combinata e intracellulare analisi dell'antigene ^38, presenterà un intracellulare CFSE etichettatura tintura passo ^41,45 come opzione sperimentale per comcomparata analisi di popolazioni di cellule neuronali, e riassumere approcci per l'analisi di citometria di flusso (controlli appropriati ^13,46, gating strategia e dati presentazione ^47).

Protocol

1. Neural raccolta cellulare Valutazione al microscopio: Prima di avviare un esperimento, verificare lo stato della cultura in campo chiaro o contrasto di fase. NOTA: Mentre tessuto neurale primaria ottenuti da dissezioni è, in linea di principio, ugualmente suscettibili di analisi citofluorimetrica 14,28, si ricorda che l'attenzione del protocollo è sulle cellule ottenute da sistemi cellulari neuronali in vitro. Cellule di vendemmia 7: …

Representative Results

Il protocollo presentato qui permette approcci versatile sperimentali (Figura 2). Nella sua versione più breve (passi 1, 3 e 6), può essere considerato una guida per la semplice colorazione di antigeni di superficie. Nella sua forma più complessa, una serie di paradigmi co-etichettatura con una gamma di antigeni intracellulari può essere perseguito (fasi opzionali 2 e / o 4 a 5). Inoltre, la fase di…

Discussion

Il protocollo presentato qui è ben definito per colture cellulari neuronali derivate da cellule staminali umane, ma può essere ugualmente applicata ad altre fonti di cellule neurali compreso il tessuto primario o linee cellulari neurali. Oltre alle fonti embrionali, le cellule staminali o progenitrici neurali possono essere estratti dalle regioni neurogenici del cervello adulto ^27. Inoltre, citometria a flusso e FACS possono essere sfruttati per quantificare, analizzare e isolare diverse popolazioni di cell…

Declarações

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

Our research program is funded through the Emmy Noether-Program of the German Research Foundation (DFG), grant PR1132/3-1. Further support by the Müller-Fahnenberg Foundation of the University of Freiburg is gratefully acknowledged. This study was supported in part by the Excellence Initiative of the German Research Foundation (GSC-4, Spemann Graduate School).

Materials

DMEM/F12 (1:1) (Dulbecco's Modified Eagle Medium/Nutrient Mixture F-12)	Life Technologies	11330057	www.lifetechnologies.com
DPBS without Ca²⁺ Mg²⁺	Life Technologies	14190169	www.lifetechnologies.com
Fetal bovine serum, qualified, E.U.-approved, South America origin (FBS)	Life Technologies	10270-106	www.lifetechnologies.com
MEM Non-essential amino acids (100 x)	Life Technologies	11140035	www.lifetechnologies.com
TrypLE Express	Life Technologies	12604013	www.lifetechnologies.com
Trypan blue solution, 0.4%	Life Technologies	15250061	www.lifetechnologies.com
Paraformaldehyde	Carl Roth	335.3	www.carlroth.com
Bovine serum albumin (BSA) Fraction V	PAA Laboratories, Coelbe	K41-001	www.gelifesciences.com
Tween-20 Detergent	Calbiochem	655205	www.merckmillipore.de
Carboxyfluorescein succinimidyl ester (CFSE)	eBioscience	65-0850-84	www.ebioscience.com
DMSO	AppliChem	A1584	www.applichem.com
Bottle top filters express plus 0.22 µm, 250 ml	Millipore	SCGPU02RE	www.millipore.com
Cell culture treated flasks (T 25)	NUNC	156367	www.thermoscientific.com
Cell culture treated flasks (T 75)	NUNC	156499	www.thermoscientific.com
Conical tubes (15 ml)	Greiner Bio-One	188271	www.greinerbioone.com
Conical tubes (50 ml)	Greiner Bio-One	227261	www.greinerbioone.com
Pasteur pipet, glass (150 mm)	STEIN Labortechnik, Remchingen	S03710150	www.stein-labortechnik.de
Pipet tips (0.1-10 µl)	Corning	4125	www.corning.com
Pipet tips (1-200 µl)	Corning	4126	www.corning.com
Pipet tips (100-1000 µl)	Corning	4129	www.corning.com
Serological pipets, 5 ml	Corning	4051	www.corning.com
Serological pipets, 10 ml	Corning	4101	www.corning.com
Serological pipets, 25 ml	Corning	4251	www.corning.com
Microcentrifuge tubes (0.5 ml)	Sarstedt	72,699	www.sarstedt.com
Microcentrifuge tubes (1.5 ml)	Greiner Bio-One	616201	www.greinerbioone.com
Microcentrifuge tubes (2.0 ml)	Sarstedt	72,695,500	www.sarstedt.com
Anti-Human CD24 APC monoclonal antibody	eBioscience	17-0247-42	www.ebioscience.com Working dilution 1:50
Anti-Human CD54 PE monoclonal antibody	eBioscience	12-0549-42	www.ebioscience.com Working dilution 1:50
Neuronal Class III β-Tubulin (Tuj1) polyclonal antibody	Covance	PRB-435P	www.covance.com Working dilution 1:2000
Alexa Fluor 488 Donkey anti Rabbit	Life Technologies	A21206	www.lifetechnologies.com Working dilution 1:2000
Zenon® Fluorescein Rabbit IgG Labeling Kit	Life Technologies	Z-25342	www.lifetechnologies.com

Neubauer-Improved counting chamber	Marienfeld	0640010	www.marienfeld-superior.com
Vortex	Scientific Industries	G560E	www.scientificindustries.com
Thermomixer comfort	Eppendorf	5355 000.001	www.eppendorf.com
Accuri C6 flow cytometer	Becton Dickinson (BD)	653118	www.bdbiosciences.com/instruments/accuri
Microcentrifuge refrigerated, PerfectSpin 24 R	Peqlab	91-PSPIN-24R	www.peqlab.de
Orbital shaker, Unimax 1010	Heidolph	543-12310-00	www.heidolph-instruments.de
Centrifuge refrigerated, Rotanta 96 RC	Hettich	4480-50	www.hettichlab.com
Class II Biological safety cabinet Safe 2020	Thermo Scientific	51026640	www.thermoscientific.com
CO₂ Incubator, Heracell 240i	Thermo Scientific	51026331	www.thermoscientific.com
Vacuum system, Vacusafe comfort	Integra Biosciences	158320	www.integra-biosciences.de
Microscope, Axiovert 40 CFL	Zeiss	451212	www.zeiss.de
Pipet controller, accu-jet pro	Brand	26303	www.brand.de
Micropipet, Pipetman neo P20N (2-20 µl)	Gilson	F144563	www.gilson.com
Micropipet, Pipetman neo P200N (20-200 µl)	Gilson	F144565	www.gilson.com
Micropipet, Pipetman neo P1000N (100-1000 µl)	Gilson	F144566	www.gilson.com

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Menon, V., Thomas, R., Ghale, A. R., Reinhard, C., Pruszak, J. Flow Cytometry Protocols for Surface and Intracellular Antigen Analyses of Neural Cell Types. J. Vis. Exp. (94), e52241, doi:10.3791/52241 (2014).