人淋巴管内皮细胞中的多参数荧光激活细胞分选分离
Summary
这个协议的目标是隔离淋巴管内皮细胞衬里使用荧光激活细胞分选（FACS）人淋巴管畸形囊肿状容器和包皮。随后的细胞培养和扩大这些细胞的实验允许为复杂遗传，蛋白组学，功能和细胞分化研究的一个新的水平。
Abstract
淋巴系统疾病如原发性淋巴水肿，淋巴管畸形和淋巴管瘤是导致发病率显著但鲜为人知的是，他们的生物学罕见的情况。隔离患病和健康组织高纯度的人淋巴管内皮细胞（晶状体上皮细胞）将促进淋巴管内皮细胞在基因，分子和细胞水平的研究。可以预料，这些调查可能揭示目标为新的疗法可能改变这些条件的临床管理。描写人包皮淋巴管内皮细胞和淋巴管畸形淋巴管内皮细胞（LM的LEC）的隔离协议提出。以获得单细胞悬液组织切碎并用分散酶II和胶原酶II酶处理。将所得的单细胞悬浮液，然后标记抗体的分化（CD）标志物CD34，CD31，血管内皮生长因子-3（VEGFR-3）和PODOPLANIN群集。 STAI奈德的活细胞进行分选上的荧光激活细胞分选（FACS）对CD34 低 CD31 方位 VEGFR-3的方位 PODOPLANIN 方位的LM LEC人口从其他内皮细胞和非内皮细胞中分离出来。排序LM淋巴管内皮细胞培养和扩增的纤维连接蛋白包瓶中进一步的实验中使用。
Introduction
淋巴血管系统的一个主要功能是吸收淋巴液，含有脂质，蛋白质和细胞成分的过量的组织液，并进行到血液静脉系统。毛细淋巴管的一个网络指示淋巴在那里它筛选外源抗原，在免疫监视和部署的白血细胞中和外来抗原的重要过程的存在的淋巴结。
单向淋巴系统开始在组织中与初始毛细淋巴管，一个独特的结构，薄壁扁平的内皮细胞的一个连续单层与专门的细胞连接，允许淋巴条目1,2。这些毛细管经由锚定纤丝以防止在增加间质的压力3存在容器塌陷附连到相邻的结缔组织基质。最初的毛细淋巴管直接排入收集毛细淋巴管这凝聚成较大的淋巴管静脉或。在比较初始淋巴毛细血管，收集淋巴管具有较厚的血管壁，配对淋巴阀和由不连续的基底膜，其中几个平滑肌细胞包埋4被装入。平滑肌细胞协调开口和淋巴阀门关闭和收缩有助于流淋巴结3。在人体中，从身体的各个区域淋巴静脉连接形成淋巴中继线其合并以形成两个淋巴管：胸导管和右淋巴管。胸导管排出淋巴液从身体的左侧和从右侧胸部下方而从右侧臂的头，颈和胸部的和右侧的右淋巴管下水道淋巴。两管道在颈部5进行淋巴进入锁骨下静脉。
淋巴系统疾病，大致分为获取的第二先天性（ 表1）。收购条件的例子是淋巴管炎和继发性淋巴水肿。淋巴管炎是一种淋巴管的炎症因细菌感染。受影响的淋巴管扩张并充满渗出液含有多形核细胞。在皮肤中，这些淋巴管是作为红，痛苦皮下条纹常伴相关引流淋巴结（淋巴结）6的放大可见。继发性淋巴水肿出现损坏或阻塞的淋巴管或淋巴结阻塞的后果。这导致慢性进行性肿大，由于淋巴结远端积累的损坏或阻塞。在发达国家中，继发性淋巴水肿是最常见的恶性肿瘤，其中转移性肿瘤妨碍淋巴管或区域淋巴结，或作为抗癌治疗的结果在手术切除的淋巴结，辐照后纤维化和炎症后血栓的相关bosis和疤痕7。在世界的其他地方，继发性淋巴水肿可继发于引起寄生蠕虫淋巴阻塞如班氏丝虫 6。
| 淋巴血管系统疾病 | |||
| 后天 | 先天性 | ||
| 淋巴结炎 继发性淋巴水肿 | 原发性淋巴水肿10 | 零星的淋巴管畸形13 | 淋巴管畸形伴有证13 |
| 例如： 米尔罗伊综合征 美格综合征 | 简单 ： 淋巴管畸形 | 例如： 畸形骨Tranaunay综合征 公园Weber综合征 斯特奇 – 韦伯综合征 | |
| 结合 ： 毛细淋巴管畸形 毛细淋巴管静脉畸形 毛细淋巴管，动静脉畸形 毛细淋巴管静脉动静脉畸形 | |||
表1概述淋巴血管系统的疾病。
淋巴系统的先天性病症包括初级（特发性）淋巴水肿被认为是由基因突变，淋巴管扩张和淋巴系统8,9的异常所引起的。初级淋巴水肿可能是零星的推测是通过从头突变引起，或继承。淋巴病症也可以是分离的或包括一个更一般化综合征10的一部分。在儿科人群中，97淋巴结％水肿是零星的，在淋巴管结构异常的影响区域淋巴结引流11。米尔罗伊疾病是由突变的VEGFR-3的基因明显在出生时或不久后12初级淋巴水肿的一个例子。虽然大多家族条件下，米尔罗伊疾病，也可在婴儿识别未经米尔罗伊疾病32的家族史。任何淋巴水肿的严重程度是依赖于淋巴生产和运输淋巴回静脉循环6能力的量。
根据临床表现和原位内皮细胞增殖，淋巴系统的异常被分类为淋巴肿瘤或淋巴管畸形13。 Kaposiform淋巴血管瘤病是一个LEC肿瘤14的一个例子。淋巴管畸形被认为是胚胎发育过程中产生和成长的比例给孩子15,16。他们很少倒退，但可以remaiñ无症状直到外伤或感染沉淀的快速增长，导致临床并发症。淋巴管网和淋巴传导的有序结构，从组织到上述静脉循环受到干扰的淋巴管畸形其中包括充满淋巴液不正常的囊性结构的局部集合。虽然没有临床或实验证据表明，这些囊状容器被连接到淋巴循环或它们包含官能淋巴阀，其淋巴同一性是通过淋巴细胞标记物如PODOPLANIN，CD31，淋巴管内皮受体1范围表达证实（LYVE-1），普洛斯彼罗同源异型盒蛋白1（PROX-1）和VEGFR-3 15,17,18。这些囊性结构可以是小的（微囊）或大（macrocystic），但大多数淋巴管畸形同时包含微囊和macrocystic组件（ 图1）16。手术后，注射液ñ硬化和/或射频消融治疗的淋巴管畸形往往重演。
图1.形态人体淋巴血管和淋巴管畸形。正常人体淋巴（A）和淋巴管畸形血管（B和C）标记抗体PODOPLANIN（棕色标签，箭头）。人类淋巴管畸形血管的特征是显着的扩张和管腔大小相当大的变化。这些局部异常囊性结构可以是小的（微囊，*）（B）或大（macrocystic，＃）（℃）。多数淋巴管畸形同时含有微囊和macrocystic组件。 请点击此处查看该图的放大版本。 </ P>
一些研究者已经提出，淋巴管畸形代表淋巴脉管系统的发育障碍，其中所述淋巴管内皮细胞不具有异常生长潜力，而是未能连接到正常循环19。然而，我们已经发现，在LM淋巴管内皮细胞增殖速度更快，对细胞凋亡比包皮的LEC 15提示有在LM淋巴管内皮细胞的主缺陷更有抵抗力。当LM晶状体上皮细胞植入小鼠异种移植模型中，他们形成的结构让人想起淋巴管畸形15。这支持一个假说，即淋巴管畸形可能由胎儿发育过程中的LM淋巴管内皮细胞产生的一种或多种体细胞突变引起的。事实上，最近的报告已经确定这样的一个突变在磷酸肌醇-3-激酶（PIK3CA）基因20的p110α催化亚基。
鉴于DNA测序技术，相关的突变c中的进步乌尔德在孤立的LM晶状体上皮细胞更容易识别，引导这些条件进一步研究。可行的淋巴管内皮细胞的分离将促进试验，例如迁移，增殖，管形成能力和存活异常和正常淋巴管内皮细胞之间的比较响应于降低的养分可用性或促凋亡剂15。孤立的LEC将进一步使我们能够进行细胞特异性基因表达和蛋白质组研究中，描绘新的LEC亚群，并发现适合淋巴管畸形的临床管理新的药理学试剂。
之前我们已经发布了基于晶状体上皮细胞从新生儿包皮和淋巴管畸形15磁珠分离LEC隔离法。我们报道从基于缺乏CD34的表达的，接着进行的CD34 负片细胞级分，以正选择为CD31血管内皮细胞的分离正常和患病的淋巴管内皮细胞的一个策略。然而，这种方法受到阻碍残留非内皮细胞的存在。这是独立前的后续结缔组织消化去除表皮。这些污染物通常增殖得更快，从而最终茂密生长尽管后续尝试重复LEC隔离的内皮细胞培养物。的确，非内皮细胞低至2％至5％的初始污染足以压倒LEC群体15。这促使我们探索荧光激活细胞分选法作为一种选择，以改善LEC细胞产率和纯度。此外，我们使用了多参数排序以增强LEC群体的特异性，增加VEGFR-3和PODOPLANIN到选择标记，以确定CD34 低 CD31 方位 VEGFR-3的方位 PODOPLANIN 方位淋巴管内皮细胞。
选择这些标记的基本原理是根据报告，虽然晶状体上皮细胞和血液血管内皮CELLS有许多共同的细胞表面标志物，例如CD31，淋巴管内皮细胞表现出在它们的CD34，PODOPLANIN和VEGFR-3的细胞表面标志物的表达表型变异时相比，血液血管内皮细胞21-23。 CD31是一种130 kDa的跨膜糖蛋白也被称为血小板内皮细胞粘附分子-1（PECAM-1）。它被认为是一个泛内皮细胞标记物，因为它表达于所有类型的血液和淋巴管21,24,25。 CD34是存在于大多数造血祖110-kDa的跨膜糖蛋白和干细胞，血管内皮细胞和某些淋巴管26。
VEGFR-3，受体对血管内皮细胞生长因子C和D，是最初存在于在小鼠胚胎显影静脉，但以下淋巴规范由转录调控因子SRY相关的HMG-盒（SOX）-18 角 hicken Øvalbuminüpstrea米p romoter 牛逼ranscription˚F演员2（COUPTF-II）和PROX-1，VEGFR-3静脉表达丢失，它成为限制胚胎的LEC 25,27。 PODOPLANIN，一个38 kDa的膜粘蛋白，首先注意对小鼠胚胎发育28淋巴管在胚胎大约11天（〜E11.0），并同时强烈微血管淋巴管，PODOPLANIN表达在淋巴管畸形macrocystic淋巴管内皮细胞表达更变15。流式细胞术实验表明，至少一些的CD34 高 CD31 方位内皮细胞表达淋巴标记PODOPLANIN 29。虽然LYVE-1和PODOPLANIN染色在人淋巴管畸形系统的评估表明，两者都是在染色淋巴管畸形内皮30有效，在正常组织中，LYVE-1据报道，强烈存在于初始淋巴毛细血管内皮但降低，即使在收集淋巴管内皮31不存在。因为我们的目标是隔离两个我们已选择的初始和收集淋巴管内皮细胞不使用LYVE-1作为我们的小区选择策略的一部分。最后，聘请这些标记的决定也是基于抗体的诊断被用于为显微成像标记淋巴管的可用性，这将允许流式细胞仪及免疫研究之间相关性的特征。
本文将描述该组织消化法，细胞染色和FACS设置所需的CD34 低 CD31 波什VEGFR-3 POS PODOPLANIN 波什晶状体上皮细胞的成功分离，以及来自包皮和淋巴管畸形高 CD34 CD31 波什VEGFR-3 POS PODOPLANIN 波什内皮细胞组织。
Protocol
Representative Results
Discussion
淋巴管内皮细胞在维持流体稳态，对外来抗原的吸收和某些营养素转运免疫应答中起重要作用。 LEC动态平衡可受疾病过程，如细菌感染和肿瘤转移，但淋巴管内皮细胞还可以开发导致形成的不正常的淋巴管和显著发病为受影响的患者的体细胞突变。要通过植入体内和体外实验获得的淋巴管畸形的病因更多的理解，并发现新的治疗选择，我们首先开发了LEC分离方法的基础上使用CD34 CD31…
Declarações
The authors have nothing to disclose.
Acknowledgements
作者要感谢贝克基金会和皇家儿童少年基金会“女科学家奖学金”支持Zerina Lokmic的。安德鲁G. Elefanty和爱德华G.士丹利NHMRC资深研究员的研究。在他们的实验室工作是由NHMRC和干细胞澳大利亚支持。
Materials
| Name of Material/Equipment | Company | Catalogue Number | Description |
| DMEM | Life Technologies (Gibco) | 11965-092 | Used to collect tissue samples from the operating theatre. |
| EGM-2 MV Bullet Kit | Lonza | CC-3202 | EGM-2 MV Bullet Kit contains 500 ml of EBM-2 media and human EGF, hydrocortisone, gentamycin (GA-1000), fetal bovine serum (FBS), VEGF, human FGF-b, R3-IGF-1 and ascorbic acid. |
| VEGF-C | R&D Systems | 2179-VC-025 | Complete endothelial cell media is supplemented with 50 ng/mL VEGF-C |
| Antibiotic-antimycotic solution (100x) | Life Technologies (Gibco) | 15240-062 | This solution contains 10,000U/ml of penicillin, 10,000 mg/ml of streptomycin and 25 mg/ml of Fungizone antimycotic. Use at 1:100 dilution. |
| Fibronectin from human plasma | Sigma-Aldrich | F2006 | Used at 10 mg/ml concentrations. It can be re-used for up to 1 month if kept at 4 degrees and maintained sterile. Use 7 mL to coat 150 cm2 flask. |
| StemPro Accutase Cell dissociation reagent | Life Technologies (Gibco) | A11105-01 | StemPro®Accutase® is used at 0.05 ml per cm2 to cover the entire surface area of the flask. Using lesser volumes may result in incomplete cell detachment. |
| 0.4% Trypan Blue dye | Life Technologies (Gibco) | 15250-061 | Used as a viability stain. |
| Dispase II | Roche Applied Biosciences | 4942078001 | Used at 0.04% |
| Collagenase II | Worthington Lab | 4176 | Used at 0.25% |
| DNase I | Roche Applied Biosciences | 11284932001 | Used at 0.01% |
| 70 mm nylon cell strainers | BD Falcon | 352350 | |
| PE-conjugated VEGFR-3 clone 9D9F9, clone WM59 | BioLegend | 356204 | Used at 1:50 dilution |
| PE-Cy7-conjugated CD34, clone 581 | BioLegend | 343516 | Used at 1:200 dilution |
| APC-conjugated mouse anti human CD31, clone WM59 | BioLegend | 303116, | Used at 1:100 dilution |
| Alexa 488-conjugated rat anti human PODOPLANIN, clone NC-80. | BioLegend | 337006 | Used at 1:200 dilution |
| PE-conjugated mouse IgG1, k isotype, clone MOPC-21 | BioLegend | 400112 | Used at 1:50 dilution |
| PE-Cy7-conjugated mouse IgG1, k isotype, clone MOPC-21 | BioLegend | 400126 | Used at 1:200 dilution |
| APC-conjugated mouse IgG1, k isotype, clone MOPC-21 | BioLegend | 400120 | Used at 1:100 dilution |
| Alexa 488-conjugated mouse IgG2a, k isotype, clone RATK2758 | BioLegend | 400525 | Used at 1:200 dilution |
Referências
- Baluk, P., et al. Functionally specialized junctions between endothelial cells of lymphatic vessels. J Exp Med. 204 (10), 2349-2362 (2007).
- Yao, L. C., Baluk, P., Srinivasan, R. S., Oliver, G., McDonald, D. M. Plasticity of button-like junctions in the endothelium of airway lymphatics in development and inflammation. Am J Pathol. 180 (6), 2561-2575 (2012).
- Zawieja, D. C. Contractile physiology of lymphatics. Lymphat Res Biol. 7 (2), 87-96 (2009).
- Witte, M. H., et al. Structure function relationships in the lymphatic system and implications for cancer biology. Cancer Metastasis Rev. 25 (2), 159-184 (2006).
- Andrade, M., Jacomo, A. Anatomy of the human lymphatic system. Cancer Treat Res. 135, 55-77 (2007).
- Kumar, V., Abbas, A. K., Aster, J. C., Ch Fausto, N. . Cotran Pathologic Basis of Disease. 43-78. 2, (2009).
- Shayan, R., Achen, M. G., Stacker, S. A. Lymphatic vessels in cancer metastasis: bridging the gaps. Carcinogenesis. 27 (9), 1729-1738 (2006).
- . . Mulliken & Young’s Vascular Anomalies Hemangiomas and. , 1059-1076 (2013).
- . . Mulliken & Young’s Vascular Anomalies Hemangiomas. 14, 562-594 (2013).
- Bellini, C., Hennekam, R. C. Clinical disorders of primary malfunctioning of the lymphatic system. Adv Anat Embryol Cell Biol. 214, 187-204 (2014).
- Schook, C. C., et al. Primary lymphedema: clinical features and management in 138 pediatric patients. Plast Reconstr Surg. 127 (6), 2419-2431 (2011).
- Brouillard, P., Boon, L., Vikkula, M. Genetics of lymphatic anomalies. J Clin Invest. 124 (3), 898-904 (2014).
- . for the Study of Vascular Anomalies (ISSVA) classification. Available from: http://www.issva.org/classification.com. , (2014).
- Croteau, S. E., et al. Kaposiform lymphangiomatosis: a distinct aggressive lymphatic anomaly. J Pediatr. 164 (2), 383-388 (2014).
- Lokmic, Z., et al. Isolation of human lymphatic malformation endothelial cells, their in vitro characterization and in vivo survival in a mouse xenograft model. Angiogenesis. 17 (1), 1-15 (2014).
- Smith, R. J. Lymphatic malformations. Lymphat Res Biol. 2 (1), 25-31 (2004).
- Chen, E. Y., et al. Similar histologic features and immunohistochemical staining in microcystic and macrocystic lymphatic malformations. Lymphat Res Biol. 7 (2), 75-80 (2009).
- Norgall, S., et al. Elevated expression of VEGFR-3 in lymphatic endothelial cells from lymphangiomas. BMC cancer. 7 (2), 75-80 (2007).
- Garzon, M. C., Huang, J. T., Enjolras, O., Frieden, I. J. Vascular malformations. Part I. J Am Acad Dermatol. 56 (3), 353-370 (2007).
- Osborn, A., Dickie, P., Adams, D., Dickie, B. . 20th International workshop on Vascular Anomalies. ISSVA. , (2014).
- Baluk, P., McDonald, D. M. Markers for microscopic imaging of lymphangiogenesis and angiogenesis. Ann N Y Acad Sci. 1131, 1-12 (2008).
- Lokmic, Z., Mitchell, G. M. Engineering the microcirculation. Tissue engineering. Part B, Reviews. 14 (1), 87-103 (2008).
- Lokmic, Z., Mitchell, G. M. Visualisation and stereological assessment of blood and lymphatic vessels. Histol Histopathol. 26 (6), 781-796 (2011).
- Hagerling, R., et al. A novel multistep mechanism for initial lymphangiogenesis in mouse embryos based on ultramicroscopy. EMBO J. 32 (5), 629-644 (2013).
- Pollmann, C., Hagerling, R., Kiefer, F. Visualization of lymphatic vessel development, growth, and function. Adv Anat Embryol Cell Biol. 214, 167-186 (2014).
- Breiteneder-Geleff, S., et al. Angiosarcomas express mixed endothelial phenotypes of blood and lymphatic capillaries: podoplanin as a specific marker for lymphatic endothelium. Am J Pathol. 154 (2), 385-394 (1999).
- Kaipainen, A., et al. Expression of the fms-like tyrosine kinase 4 gene becomes restricted to lymphatic endothelium during development. Proc Natl Acad Sci U S A. 92 (8), 3566-3570 (1995).
- Schacht, V., et al. T1alpha/podoplanin deficiency disrupts normal lymphatic vasculature formation and causes lymphedema. EMBO J. 22 (14), 3546-3556 (2003).
- Kriehuber, E., et al. Isolation and characterization of dermal lymphatic and blood endothelial cells reveal stable and functionally specialized cell lineages. J Exp Med. 194 (6), 797-808 (2001).
- Florez-Vargas, A., et al. Comparative analysis of D2-40 and LYVE-1 immunostaiing in lymphatic malformations. Lymphology. 41 (3), 103-110 (2008).
- Makinen, T., et al. PDZ interaction site in ephrinB2 is required for the remodeling of lymphatic vasculature. Genes Dev. 19 (3), 397-410 (2005).
- Connell, F. C., et al. Analysis of coding regions of VEGFR3 and VEGFRC in Milroy disese and other primary lymphoedemas. Hum Genet. 124 (6), 625-631 (2009).
