Summary

Engineered Vaskularisierte Muskellappen

Published: January 11, 2016
doi:

Summary

To date, thick tissue defects are typically reconstructed by applying autologous tissue flaps or engineered tissues. In this protocol, we present a new method for engineering vascularized tissue flap bearing an autologous pedicle, to serve as a substitute to autologous flaps.

Abstract

One of the main factors limiting the thickness of a tissue construct and its consequential viability and applicability in vivo, is the control of oxygen supply to the cell microenvironment, as passive diffusion is limited to a very thin layer. Although various materials have been described to restore the integrity of full-thickness defects of the abdominal wall, no material has yet proved to be optimal, due to low graft vascularization, tissue rejection, infection, or inadequate mechanical properties. This protocol describes a means of engineering a fully vascularized flap, with a thickness relevant for muscle tissue reconstruction. Cell-embedded poly L-lactic acid/poly lactic-co-glycolic acid constructs are implanted around the mouse femoral artery and vein and maintained in vivo for a period of one or two weeks. The vascularized graft is then transferred as a flap towards a full thickness defect made in the abdomen. This technique replaces the need for autologous tissue sacrifications and may enable the use of in vitro engineered vascularized flaps in many surgical applications.

Introduction

Bauchwanddefekte entstehen oft nach schweren Traumata, Krebsbehandlung, Verbrennungen und Entfernung infizierter mesh. Diese Fehler beinhalten häufig erhebliche Gewebeverlust, komplizierte chirurgische Eingriffe und präsentiert eine große Herausforderung für die plastische Wiederherstellung Chirurgen 1-4. Tissue Engineering Forscher der Suche nach neuen Quellen für künstliche Gewebe haben unterschiedliche Materialien, Zellquellen und Wachstumsfaktoren untersucht. Erfolgreiche Restaurationen aus verschiedenen Geweben, wie zum Beispiel 5,6 Trachea, der Blase 7, 8 Kornea, Knochenhaut 9 und 10 durch Implantation von technischen Geweben wurden bereits berichtet. Jedoch die Herstellung einer dicken vaskularisierten technisch hergestellte Gewebe, insbesondere zur Rekonstruktion von großen Defekten, bleibt eine große Herausforderung im Tissue Engineering.

Eine der wichtigsten Faktoren, die die Dicke eines lebensfähigen Gewebekonstrukt wird die Steuerung der Sauerstoffversorgung auf seine Nachteiletituent Zellen. Beim Rückgriff auf Diffusion konstruieren Dicke ist auf der von einer sehr dünnen Schicht. Der maximale Abstand zwischen Sauerstoff- und Nährstoff-Zufuhr Kapillaren de vivo etwa 200 um, die mit der Diffusionsgrenzsauerstoff 11,12 korreliert. Unzureichende Vaskularisierung in Gewebeischämie führen und zu eskalieren zu Gewebeabbau oder Nekrose 13.

Darüber hinaus müssen die für die Geweberekonstruktion verwendet ideales Material biokompatibel und nicht-immunogen sein. Es muss auch in der Lage, die weitere Integration von Wirtszellen mit dem Biomaterial und die strukturelle Integrität zu gewährleisten. Verschiedene biologische 14-16 und synthetische 1,17,18 Matrizen wurden zuvor zum Wiederaufbau von Gewebe untersucht, aber ihre Verwendung bleibt wegen des Mangels an wirksamen Blutversorgung, Infektionen oder unzureichende Gewebefestigkeit begrenzt.

In dieser Studie wurde ein biokompatibles, zell embedded Gerüst der Food and Drug Administration (FDA) -zugelassene Poly-L-Milchsäure (PLLA) / Polymilchsäure-co-Glykolsäure (PLGA) umfasste, wurde um die Arteria und Vena femoralis (AV) Schiffe mit einer nackten Maus implantiert und getrennt von dem umgebenden Gewebe, wodurch Vaskularisierung nur aus den AV Gefäße. Eine Woche nach der Implantation war das Transplantat lebensfähigen, dick und gut vaskularisiert. Diese dicke vaskularisiertes Gewebe mit den AV Gefäße, wurde dann als gestielten Lappen zu einer Bauch voller Dicke Defekt in der gleichen Maus übertragen. Eine Woche nach der Übertragung wurde die Klappe lebensfähigen, vaskularisiert und gut mit dem umgebenden Gewebe integriert, wobei eine ausreichende Festigkeit, um Bauchorgane zu unterstützen. Somit ist die technisch stark, vaskularisierten Gewebelappen, wobei eine autologe Stiel, stellt ein neues Verfahren für die Reparatur von voller Dicke Bauchwanddefekte.

Protocol

Alle tierexperimentellen Studien wurden vom Ausschuss der Ethik der Tierversuche des Technion genehmigt. Für dieses Verfahren wurden athymischen nackten Mäusen verwendet, um eine immunologische Abstoßung zu vermeiden. Bei Verwendung eines anderen Typs von Maus sollten die Mäuse rasiert vor dem chirurgischen Eingriff und Verabreichung von Cyclosporin (oder eines anderen anti-Abstoßung Ersatz) empfohlen werden. 1. Gerüst Vorbereitung und Handy Einbetten Vorbereitung Gerüste b…

Representative Results

Graft Vaskularisation und Perfusion in vivo Die Transplantate wurden ein oder zwei Wochen vor ihrer Übertragung als axiale Klappen implantiert. Bei einer und zwei Wochen nach der Implantation, der groben Beobachtung des Transplantatbereich enthüllt lebensfähig und vaskularisierten Gewebetransplantate. Diese Transplantate nachgewiesen gefäß zu sein, wie durch positive Immunfärbung CD31 (1A) bestimmt ist, und stark durchbluteten, wie von FITC-Dextran-Injektion i…

Discussion

Die Fortschritte im Tissue Engineering haben mit einer wachsenden Nachfrage nach Ersatzgewebe für den Wiederaufbau von verschiedenen Gewebetypen erfüllt. Eine Vielzahl von synthetischen und biologischen 1,17,18 14-16 Materialien sowie Herstellungsverfahren wurden für ihre Fähigkeit, diesen Anforderungen gerecht beurteilt. Trotz der Fortschritte in der klinischen Versorgung und im Tissue Engineering, die Wiederherstellung der vollen Dicke Bauchwanddefekten bleibt jedoch eine Herausforderung. Ein…

Declarações

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

This research was supported by the FP7 European Research Council Grant 281501, ENGVASC.

Materials

small fine straight scissors Fine Science Tools (FST) 14090-09
spring scissors Fine Science Tools (FST) 15003-08
straight forceps with fine tip Fine Science Tools (FST) 11251-20
serrated forceps  Fine Science Tools (FST) 11050-10
needle holder Fine Science Tools (FST) 12500-12
Small vessel cauterizer  Fine Science Tools (FST) 18000-00
Duratears Alcon 5686
Sedaxylan Euravet DJ03
Clorketam 1000 Vetoquinol 4A0726B
Buprenorphine vetmarket B15100
4-0 silk sutures Assut sutures 647
6-0 polypropylene sutures Assut sutures 9351F
8-0 silk sutures Assut sutures 684568
Insulin syringe (6mm needle) BD 324911
Vevo 2100 high-resolution ultrasound system VisualSonics inc.
MS250 non-linear transducer VisualSonics inc.
Micromarker non-targeted contrast agent VisualSonics inc. VS-11694
tail vein catheter VisualSonics inc. VS-11912
Vevo 2100 software VisualSonics inc.
fluorescein isothiocyanate-conjugated dextran Sigma FD500S
Matlab Mathworks, MA, USA
Kimwipes Kimtech 34120
antigen unmasking solution Vector laboratories H-3300
anti-CD31 antibody Abcam  ab28364
biotinylated goat anti-rabbit (secondary) antibody Vector laboratories BA-1000
streptavidin-peroxidase Jackson  016-030-084
Mayer's hamatoxylin solution Sigma-Aldrich MHS-16
aminoethylcarbazole (AEC) substrate kit Life technologies, Invitrogen  00-2007
Vectamount Vector laboratories H-5501

Referências

  1. Engelsman, A. F., van der Mei, H. C., Ploeg, R. J., Busscher, H. J. The phenomenon of infection with abdominal wall reconstruction. Biomaterials. 28 (14), 2314-2327 (2007).
  2. De Coppi, P., et al. Myoblast-acellular skeletal muscle matrix constructs guarantee a long-term repair of experimental full-thickness abdominal wall defects. Tissue Eng. 12 (7), 1929-1936 (2006).
  3. Shi, C., et al. Regeneration of full-thickness abdominal wall defects in rats using collagen scaffolds loaded with collagen-binding basic fibroblast growth factor. Biomaterials. 32 (3), 753-759 (2011).
  4. Yezhelyev, M. V., Deigni, O., Losken, A. Management of full-thickness abdominal wall defects following tumor resection. Ann Plast Surg. 69 (2), 186-191 (2012).
  5. Macchiarini, P., Walles, T., Biancosino, C., Mertsching, H. First human transplantation of a bioengineered airway tissue. J Thorac Cardiovasc Surg. 128 (4), 638-641 (2004).
  6. Macchiarini, P., et al. Clinical transplantation of a tissue-engineered airway. Lancet. 372 (9665), 2023-2030 (2008).
  7. Atala, A., Bauer, S. B., Soker, S., Yoo, J. J., Retik, A. B. Tissue-engineered autologous bladders for patients needing cystoplasty. Lancet. 367 (9518), 1241-1246 (2006).
  8. Nishida, K., et al. Corneal reconstruction with tissue-engineered cell sheets composed of autologous oral mucosal epithelium. N Engl J Med. 351 (12), 1187-1196 (2004).
  9. Petite, H., et al. Tissue-engineered bone regeneration. Nat Biotechnol. 18 (9), 959-963 (2000).
  10. Banta, M. N., Kirsner, R. S. Modulating diseased skin with tissue engineering: actinic purpura treated with Apligraf. Dermatol Surg. 28 (12), 1103-1106 (2002).
  11. Vunjak-Novakovic, G., et al. Challenges in cardiac tissue engineering. Tissue engineering. Part B, Reviews. 16 (2), 169-187 (2010).
  12. Novosel, E. C., Kleinhans, C., Kluger, P. J. Vascularization is the key challenge in tissue engineering. Advanced Drug Delivery Reviews. 63 (4-5), 300-311 (2011).
  13. Lesman, A., Gepstein, L., Levenberg, S. Vascularization shaping the heart. Ann N Y Acad Sci. 1188, 46-51 (2010).
  14. Patton Jr, H., Berry, S., Kralovich, K. A. Use of human acellular dermal matrix in complex and contaminated abdominal wall reconstructions. The Am J of Surg. 193 (3), 360-363 (2007).
  15. Menon, N. G., et al. Revascularization of human acellular dermis in full-thickness abdominal wall reconstruction in the rabbit model. Ann Plast Surg. 50 (5), 523-527 (2003).
  16. Buinewicz, B., Rosen, B. Acellular cadaveric dermis (AlloDerm): a new alternative for abdominal hernia repair. Ann Plast Surg. 52 (2), 188-194 (2004).
  17. Bringman, S., et al. Hernia repair: the search for ideal meshes. Hernia. 14 (1), 81-87 (2010).
  18. Meintjes, J., Yan, S., Zhou, L., Zheng, S., Zheng, M. Synthetic biological and composite scaffolds for abdominal wall reconstruction. Exp rev of med dev. 8 (2), 275-288 (2011).
  19. Cheng, G., et al. Engineered blood vessel networks connect to host vasculature via wrapping-and-tapping anastomosis. Blood. 118 (17), 4740-4749 (2011).
  20. Shandalov, Y., et al. An engineered muscle flap for reconstruction of large soft tissue defects. PNAS of the USA. 111 (16), 6010-6015 (2014).
  21. Zhang, T. Y., Suen, C. Y. A fast parallel algorithm for thinning digital patterns. Commun. ACM. 27 (3), 236-239 (1984).
  22. Luna, L. G., Luna, L. G. . Manual of Histo Stain Meth ; of the Arm Forcs Inst of Path. , (1968).
  23. Choi, J. H., et al. Adipose tissue engineering for soft tissue regeneration. Tissue engineering. Part B, Reviews. 16 (4), 413-426 (2010).
  24. Bellows, C. F., Alder, A., Helton, W. S. Abdominal wall reconstruction using biological tissue grafts: present status and future opportunities. Exp rev of med dev. 3 (5), 657-675 (2006).
  25. Caspi, O., et al. Tissue engineering of vascularized cardiac muscle from human embryonic stem cells. Circ Res. 100 (2), 263-272 (2007).
  26. Kaufman-Francis, K., Koffler, J., Weinberg, N., Dor, Y., Levenberg, S. Engineered vascular beds provide key signals to pancreatic hormone-producing cells. PloS one. 7 (7), e40741 (2012).
  27. Kaully, T., Kaufman-Francis, K., Lesman, A., Levenberg, S. Vascularization–the conduit to viable engineered tissues. Tiss eng. Part B, Reviews. 15 (2), 159-169 (2009).
  28. Koffler, J., et al. Improved vascular organization enhances functional integration of engineered skeletal muscle grafts. PNAS of the USA. 108 (36), 14789-14794 (2011).
  29. Lesman, A., et al. Transplantation of a tissue-engineered human vascularized cardiac muscle. Tisseng. Part A. 16 (1), 115-125 (2010).
  30. Levenberg, S., et al. Engineering vascularized skeletal muscle tissue. Nat Biotechnol. 23 (7), 879-884 (2005).
  31. Bearzi, C., et al. PlGF-MMP9-engineered iPS cells supported on a PEG-fibrinogen hydrogel scaffold possess an enhanced capacity to repair damaged myocardium. Cell death & disease. 5, e1053 (2014).
  32. Zhang, M., et al. SDF-1 expression by mesenchymal stem cells results in trophic support of cardiac myocytes after myocardial infarction. FASEB J : official publication of the .Fed Am Soc Exp Biol. 21 (12), 3197-3207 (2007).
  33. Dvir, T., et al. Prevascularization of cardiac patch on the omentum improves its therapeutic outcome. PNAS. 106 (35), 14990-14995 (2009).
  34. Marsano, A., et al. The effect of controlled expression of VEGF by transduced myoblasts in a cardiac patch on vascularization in a mouse model of myocardial infarction. Biomaterials. 34 (2), 393-401 (2013).
  35. Rufaihah, A. J., et al. Enhanced infarct stabilization and neovascularization mediated by VEGF-loaded PEGylated fibrinogen hydrogel in a rodent myocardial infarction model. Biomaterials. 34 (33), 8195-8202 (2013).
  36. Nillesen, S. T. M., et al. Increased angiogenesis in acellular scaffolds by combined release of FGF2 and VEGF. J of Contr Release. 116 (2), e88-e90 (2006).
  37. Sekine, H., et al. In vitro fabrication of functional three-dimensional tissues with perfusable blood vessels. Nat Commun. 4, 1399 (2013).
  38. Tee, R., et al. Transplantation of engineered cardiac muscle flaps in syngeneic rats. Tiss eng. Part A. (19-20), 1992-1999 (2012).
  39. Morritt, A. N., et al. Cardiac tissue engineering in an in vivo vascularized chamber. Circulation. 115 (3), 353-360 (2007).
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Citar este artigo
Egozi, D., Shandalov, Y., Freiman, A., Rosenfeld, D., Ben-Shimol, D., Levenberg, S. Engineered Vascularized Muscle Flap. J. Vis. Exp. (107), e52984, doi:10.3791/52984 (2016).

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