Summary

Elektrofysiologi på Isolerte hjernestammen-ryggmarg Forberedelser fra nyfødt Gnagere Lar Neural Respiratory Network Utgang Recording

Published: November 19, 2015
doi:

Summary

The central respiratory drive is located in the brainstem. Spontaneous respiratory motor output from an isolated brainstem-spinal cord is recorded by placing an electrode on the fourth ventral root. This experimental approach is valuable for pharmacological investigations or the assessment of respiratory challenges and genetic manipulations on rhythmic motor behavior.

Abstract

While it is well known that the central respiratory drive is located in the brainstem, several aspects of its basic function, development, and response to stimuli remain to be fully understood. To overcome the difficulty of accessing the brainstem in the whole animal, isolation of the brainstem and part of the spinal cord is performed. This preparation is maintained in artificial cerebro-spinal fluid where gases, concentrations, and temperature are controlled and monitored. The output signal from the respiratory network is recorded by a suction electrode placed on the fourth ventral root. In this manner, stimuli can be directly applied onto the brainstem, and the effect can be recorded directly. The signal recorded is linked to the inspiratory signal sent to the diaphragm via the phrenic nerve, and can be described as bursts (around 8 bursts per minute). Analysis of these bursts (frequency, amplitude, length, and area under the curve) allows precise characterization of the stimulus effect on the respiratory network. The main limitation of this method is the viability of the preparation beyond the early post-natal stages. Thus, this method greatly focuses on the study of the whole network without the peripheral inputs in the newborn rat.

Introduction

Breathing er en kompleks og viktig aktivitet styres av hjernen, slik at dioksygen (O 2) opptak og karbondioksid (CO 2) eliminering. Den sentrale respirasjonen er generert av et komplekst nettverk som ligger i hjernestammen i begge pattedyr 1, amfibier 2, reptiler 3, fugler 4 og fisker 5. Selv om undersøkelse av puste kan behandles in vivo, nøyaktige mekanistiske undersøkelser krever direkte adgang for luftkontrollnettverk. For å oppnå dette, Adrian og Buytendijk utviklet en redusert gullfisk forberedelse, der elektroder plassert på hjernestammen overflaten posten den genererte rytme forbundet med gjelle ventilasjon 5. Denne tilnærmingen ble deretter tilpasset ved Suzue i 1984 6 for bruk i nyfødte rotter. Ankomsten av dette preparatet har ført til betydelige fremskritt innen luftnevrobiologi. Siden det er relativt enkelt, den teknikk som presenteres here er mottagelig for et bredt spekter av grunnleggende undersøkelser av rytmiske motoriske atferd og deres opprinnelse i nyfødte gnagere.

Det overordnede målet med denne metoden er å spille inn den nevrale korrelerer av inspirasjons aktivitet, kalt en luftveislignende rytme fiktiv puste, produsert av luftnettet. Denne metoden kan brukes i et bredt spekter av forskningsmålene, målretting inspiratoriske svar på respiratoriske variasjoner eller farmakologi både villtype 7 og transgen 8 dyr. Gitt at forsøk utføres ved en lav temperatur, uten sensoriske afferenter, og under betingelser hvor konsentrasjonen av glukose og O 2 innenfor aCSF er høy, blitt reist spørsmål angående den fysiologiske betydningen av den innspilte signal. Mens det er klare forskjeller mellom in vivo og in vitro forhold (f.eks., Hyppigheten av inspiratoriske bursts) gjenstår det faktum at tilstedeværelsen avkjerneelementene i luftnettet 6 gjør det mulig å studere en robust rytme knyttet til en vital homeostatic funksjon 9,10.

Begrunnelsen for utviklingen og bruken av denne teknikk er å legge til rette for direkte tilgang til hjernestammen elementer i luftnettet, som er neppe tilgjengelig in vivo, spesielt hos nyfødte. Hjernestammen er plassert under strengt kontrollerte forhold: den innspilte rytme er ikke modulert av perifere afferente innspill fra lungene eller carotis organer, slik at studien til å fokusere på den sentrale luft stasjonen selv 11. Dermed er denne tilgangen utnyttes til å anvende stimuli og registrere utgangssignalet. I motsetning til pletysmografi opptak, er det respiratoriske rytme modulert av alle komponentene i hele kroppen (f.eks., Lunge distensjon, perifere chemosensors), noe som gjør det vanskelig å anvende nøyaktige stimuli.

I enewborn rotte, består protokollen for opptak av den fjerde ventrale roten signal på en isolert hjernestammen og en avkortet ryggmarg, opprettholdt i kunstig cerebrospinalvæske (aCSF). Rytmen generert av hjernestammen-ryggmargs preparater er sammensatt av enkelt langsomme bursts som er knyttet til inspirasjons signal 9. Isolerte hjernestammen-ryggmargs preparater er lett skrivbar hos rotter fra post-natal dag 0 til 4 (P0 – P4) 7. Denne fremgangsmåten er ofte brukt til å evaluere hypoksisk respons i luftnettet, og også reaksjonen på hyperkapni, acidose eller narkotika. En akutt hypoksi protokollen er presentert her. Denne stimulering oppnås ved tilbaketrekking av O 2 i aCSF; denne tilnærmingen er ofte brukt for å vurdere toleranse og respons til hypoksiske fornærmelser. Protokollen induserer en rytme depresjon fra det første minutt inntil slutten av hypoksi eksponering (figur 1) 12. Dette depresjon reverseresunder post-hypoksisk utvinning 12. Når det gjelder eksperimentell design, er det viktig å legge merke til at pons, som ligger ved rostralt del av hjernestammen, har en hemmende virkning på rytme generator 8. Dermed preparater av komplett hjernestammen og rostralt ryggmarg vise en lavere rytme. Inkludering av pons i den isolerte utvalget for opptaket fastsettes i henhold til målet med eksperimentet 13; studiet av pontin innflytelse på forlengede marg nettverket vil kreve opptak med og uten pons å sammenligne resultatene 14. Videre er en av fordelene med denne teknikk er muligheten for å utvide den rostrale del av blandingen for å inkludere mesencefalisk og / eller diencephalic regioner 15,16, noe som gjør det mulig å vurdere effekten av disse regionene på ponto-medullær luftnett.

Protocol

Denne metoden kreves bruk av forsøksdyr, tillates av Laval-universitetet Animal etiske komité (protokoll # 2012-170). 1. Oppsett og klargjøring Løsninger Forbered aCSF lagerløsninger i henhold til følgende oppskrifter 7,17. Andre oppskrifter med konsentrasjonsvariasjoner er tilgjengelige i litteraturen. Oppbevares stamløsninger ved 4 ° C i opptil en måned. Salt løsning: legg 75,39 g NaCl (129 mM endelig); 2,5 g KCl (3,35 mM endelig); 0…

Representative Results

Som nevnt i innledningen, er en av de viktigste fordelene med denne teknikken den direkte adgang til hjernestammen å anvende ulike stimuli. Som et eksempel, ble hypoksi anvendt her. Figur 1. AB viser en fullstendig protokoll opptak, med både normoksisk og hypoksiske betingelser. Figur 1.CE viser rytmen registreres i normoksisk forhold (dvs., gjennomboblet med 95% O2 og 5% aCSF CO 2 ved 26 ° C). Som tidligere vist i denne eksakte preparatet 11,</sup…

Discussion

Nøyaktig kvantifisering av respiratorisk aktivitet kan være utfordrende. Faktisk pust er en funksjon som kan være både automatisk og frivillig, og som moduleres i henhold til miljøet, kroppens behov, emosjonell tilstand og atferd. Fordelen med denne teknikken er isolering av nerveelementene som er ansvarlige for produksjonen av respiratoriske kommandoen. Dermed elektrofysiologiske opptak av hjernestammen-ryggmargs forberedelser og plethysmography er komplementære teknikker for å studere hele nevronale luftnett <e…

Declarações

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

The authors sincerely thank the Canadian Institutes of Health Research MOP 130258 and the Star Foundation for Children’s Health Research, along with the Molly Towell Foundation, for the provision of the research facility and financial support. The authors also sincerely thank Dr. Kinkead Richard for manuscript proofreading and advice.

Materials

Sylgard Sigma Aldrich 761036-5EA Use under hood
NaCl Bioshop SOD002
KCl Bioshop POC888
CaCl2 Bioshop CCL444
MgCl2 Bioshop MAG510
NaHCO3 Bioshop SOB999
NaH2PO4 Bioshop SPM306
D-glucose Bioshop GLU501
Carbogen Linde 343-02-0006 
Temperature Controller Warner Instruments, Hamden, CT, USA TC-324B
Suction electrode A-M Systems, Everett, WA, USA model 573000
Differential AC amplifier A-M Systems, Everett, WA, USA model 1700
Moving averager CWE, Ardmore, PA, USA model MA-821
Data acquisition system Dataq Instruments, Akron, OH, USA model DI-720
LabChart software ADInstruments, Colorado Springs, CO, USA
Prism sofware Graphpad, La Jolla, CA, USA
Dissection chamber Plastic box (e.g. petri box) will do
Recording chamber Home made
Base Kanetec, Bensenville, IL, USA MB
Micromanipulator World Precision Instrument Inc, Sarasota, FL, USA KITE-R
Base Kanetec, Bensenville, IL, USA MB
Peristaltic pump Gilson, Middleton, WI, USA MINIPULS 3
Faraday Cage Home made
Computer

Referências

  1. Feldman, J. L., Del Negro, ., A, C., Gray, P. A. Understanding the rhythm of breathing: so near, yet so far. Annu Rev Physiol. 75, 423-452 (2013).
  2. Taylor, A. C., Kollros, J. J. Stages in the normal development of Rana pipiens larvae. Anat Rec (Hoboken). 94, 7-13 (1946).
  3. Takeda, R., Remmers, J. E., Baker, J. P., Madden, K. P., Farber, J. P. Postsynaptic potentials of bulbar respiratory neurons of the turtle. Respir Physiol. 64, 149-160 (1986).
  4. Bouverot, P. Control of breathing in birds compared with mammals. Physiol Rev. 58, 604-655 (1978).
  5. Adrian, E. D., Buytendijk, F. J. Potential changes in the isolated brain stem of the goldfish. J Physiol. 71, 121-135 (1931).
  6. Suzue, T. Respiratory rhythm generation in the in vitro brain stem-spinal cord preparation of the neonatal rat. J Physiol. 354, 173-183 (1984).
  7. Fournier, S., et al. Gestational stress promotes pathological apneas and sex-specific disruption of respiratory control development in newborn rat. J Neurosci. 33, 563-573 (2013).
  8. Caravagna, C., Kinkead, R., Soliz, J. Post-natal hypoxic activity of the central respiratory command is improved in transgenic mice overexpressing Epo in the brain. Respir Physiol Neurobiol. 200, 64-71 (2014).
  9. Onimaru, H., Arata, A., Homma, I. Neuronal mechanisms of respiratory rhythm generation: an approach using in vitro preparation. Jpn J Physiol. 47, 385-403 (1997).
  10. Onimaru, H. Studies of the respiratory center using isolated brainstem-spinal cord preparations. Neurosci Res. 21, 183-190 (1995).
  11. Ballanyi, K., Onimaru, H., Homma, I. Respiratory network function in the isolated brainstem-spinal cord of newborn rats. Prog Neurobiol. 59, 583-634 (1999).
  12. Viemari, J. C., Burnet, H., Bevengut, M., Hilaire, G. Perinatal maturation of the mouse respiratory rhythm-generator: in vivo and in vitro studies. Eur J Neurosci. 17, 1233-1244 (2003).
  13. Rybak, I. A., Abdala, A. P., Markin, S. N., Paton, J. F., Smith, J. C. Spatial organization and state-dependent mechanisms for respiratory rhythm and pattern generation. Prog Brain Res. , 165-201 (2007).
  14. Hilaire, G., Viemari, J. C., Coulon, P., Simonneau, M., Bevengut, M. Modulation of the respiratory rhythm generator by the pontine noradrenergic A5 and A6 groups in rodents. Respir Physiol Neurobiol. 143, 187-197 (2004).
  15. Okada, Y., Kawai, A., Muckenhoff, K., Scheid, P. Role of the pons in hypoxic respiratory depression in the neonatal rat. Respir Physiol. 111, 55-63 (1998).
  16. Voituron, N., Frugiere, A., Gros, F., Macron, J. M., Bodineau, L. Diencephalic and mesencephalic influences on ponto-medullary respiratory control in normoxic and hypoxic conditions: an in vitro study on central nervous system preparations from newborn rat. Neurociência. 132, 843-854 (2005).
  17. Somjen, G. G. Ion regulation in the brain: implications for pathophysiology. Neuroscientist. 8, 254-267 (2002).
  18. Danneman, P. J., Mandrell, T. D. Evaluation of five agents/methods for anesthesia of neonatal rats. Lab Anim Sci. 47, 386-395 (1997).
  19. Formenti, A., Zocchi, L. Error signals as powerful stimuli for the operant conditioning-like process of the fictive respiratory output in a brainstem-spinal cord preparation from rats. Behav Brain Res. 272, 8-15 (2014).
  20. Bierman, A. M., Tankersley, C. G., Wilson, C. G., Chavez-Valdez, R., Gauda, E. B. Perinatal hyperoxic exposure reconfigures the central respiratory network contributing to intolerance to anoxia in newborn rat pups. J App Physiol. 116, 47-53 (2014).
  21. Umezawa, N., et al. Orexin-B antagonized respiratory depression induced by sevoflurane, propofol, and remifentanil in isolated brainstem-spinal cords of neonatal rats. Respir Physiol Neurobiol. 205, 61-65 (2015).
  22. Ruangkittisakul, A., Secchia, L., Bornes, T. D., Palathinkal, D. M., Ballanyi, K. Dependence on extracellular Ca2+/K+ antagonism of inspiratory centre rhythms in slices and en bloc preparations of newborn rat brainstem. J Physiol. 584, 489-508 (2007).
  23. Cayetanot, F., Bodineau, L., Frugiere, A. 5-HT acting on 5-HT(1/2) receptors does not participate in the in vitro hypoxic respiratory depression. Neurosci Res. 41, 71-78 (2001).
  24. Onimaru, H., Homma, I. Whole cell recordings from respiratory neurons in the medulla of brainstem-spinal cord preparations isolated from newborn rats. Pflugers Archiv : European journal of physiology. 420, 399-406 (1992).
  25. Paton, J. F. Rhythmic bursting of pre- and post-inspiratory neurones during central apnoea in mature mice. J Physiol. 502 (Pt 3), 623-639 (1997).
  26. Morin-Surun, M. P., Boudinot, E., Kato, F., Foutz, A. S., Denavit-Saubie, M. Involvement of NMDA receptors in the respiratory phase transition is different in the adult guinea pig in vivo and in the isolated brain stem preparation. J Neurophysiol. 74, 770-778 (1995).
  27. Otsuka, H. Effects of volatile anesthetics on respiratory activity and chemosensitivity in the isolated brainstem-spinal cord of the newborn rat. Hokkaido Igaku Zasshi. 73, 117-136 (1998).
  28. Gestreau, C., et al. Task2 potassium channels set central respiratory CO2 and O2 sensitivity. PNAS. 107, 2325-2330 (2010).
  29. Caravagna, C., Soliz, J. PI3K and MEK molecular pathways are involved in the erythropoietin-mediated regulation of the central respiratory command. Respir Physiol Neurobiol. 206C, 36-40 (2014).
  30. Tree, K., Caravagna, C., Hilaire, G., Peyronnet, J., Cayetanot, F. Anandamide centrally depresses the respiratory rhythm generator of neonatal mice. Neurociência. 170, 1098-1109 (2010).
  31. Arata, A. Respiratory activity of the neonatal dorsolateral pons in vitro. Respir Physiol Neurobiol. 168, 144-152 (2009).
  32. Onimaru, H., Homma, I. A novel functional neuron group for respiratory rhythm generation in the ventral medulla. J Neurosci. 23, 1478-1486 (2003).
  33. St-John, W. M., Paton, J. F. Characterizations of eupnea, apneusis and gasping in a perfused rat preparation. Respir Physiol. 123, 201-213 (2000).
check_url/pt/53071?article_type=t

Play Video

Citar este artigo
Rousseau, J., Caravagna, C. Electrophysiology on Isolated Brainstem-spinal Cord Preparations from Newborn Rodents Allows Neural Respiratory Network Output Recording. J. Vis. Exp. (105), e53071, doi:10.3791/53071 (2015).

View Video