Summary

Epikardial Udvækst Kultur Assay og<em> Ex vivo</em> Vurdering af Epikardial-afledt cellemigration

Published: March 18, 2016
doi:

Summary

Here, we describe methods for isolating primary mouse epicardial cells by an outgrowth culture assay and assessing the functional migration of epicardial-derived cells (EPDC) using an ex vivo heart culture system. These protocols are suitable for identifying genetic and chemical modulators of epicardial epithelial-to-mesenchymal transition (EMT) and motility.

Abstract

Et enkelt lag af epikardiale cellelinier hjertet, hvilket giver parakrine faktorer, der stimulerer cardiomyocyte proliferation og bidrager direkte kardiovaskulære progenitorer under udviklingen og sygdom. Mens en række faktorer har været impliceret i epikardiet-afledt celle (EPDC) mobilisering, er de mekanismer, der styrer deres efterfølgende migrering og differentiering dårligt forstået. Her præsenterer vi in vitro og ex vivo strategier til at studere EPDC motilitet og differentiering. Først beskriver vi en metode til at opnå primære epikardielle celler ved udvækst kultur fra den embryonale mus hjerte. Vi indfører også en detaljeret protokol til at vurdere tredimensionale migration af mærket EPDC i et organ kultursystem. Vi leverer beviser ved hjælp af disse teknikker, som genetisk sletning af myocardin-relaterede transkriptionsfaktorer i epikardiet dæmper EPDC migration. Denne fremgangsmåde fungerer som en platform til at vurdere kandidat modifikatorer af EPDCbiologi og kunne anvendes til at udvikle genetiske eller kemiske skærme for at identificere hidtil ukendte regulatorer af EPDC mobilisering der kan være nyttige til hjerte- reparation.

Introduction

Epicardiet er et enkelt lag af mesotelceller at linjer hjerte og påvirkninger cardiac udvikling, modning og reparation. Gennem en meget koordineret udveksling af parakrine signaler, den intime dialog mellem myocardium og epicardium er uundværlig for cardiac vækst og dannelse af ikke-myocyt kardiale afstamninger 1. Epikardielle-afledte celler (EPDC) frem fra en undergruppe af epikardiale celler gennem en epitelial-til-mesenchymal overgang (EMT) 2, invaderer subepicardial rum og underliggende myocardium, og differentiere i vid udstrækning i koronare vaskulære mural celler og kardiale fibroblaster, og til en mindre omfang, endotelceller og cardiomyocytter 3-9.

De mekanismer, der regulerer epikardial EMT og EPDC invasion er blevet tilskrevet den koordineret indsats af forskellige molekyler, herunder udskilles ligander 10-13, celleoverfladereceptorer og adhæsionsmolekyler 14,15, regulatorer af apikale-basal polaritet 16,17, små GTPaser 18,19, og transkriptionsfaktorer 2,20,21. Mens mange af de molekylære effektorer af EPDC migration er blevet defineret, at en bedre forståelse af de fysiologiske signaler, der stimulerer EPDC mobilisering i fosteret kan fremskynde udviklingen af ​​strategier manipulere denne proces i den voksne for forbedret hjertefunktion reparation.

Undersøgelser til formål at identificere nye regulatorer af EPDC mobilisering stole på rensning af denne celle population eller opsporing migrationen af ​​individuelle epikardielle celler. En eller en kombination af markørgener, herunder WT1, Tcf21, Tbx18, og / eller Aldh1a2, er almindeligt anvendt til at identificere fostrets epicardium 1. Men anvendelsen af ​​disse markører spore migrerende EPDC ikke er optimal som udtryk for epikardiale markører aftager i løbet af hjerte udvikling og er ofte tabt, når epikardiale celler undergår transdifrentiering i mesenchymale celler.

Anvendelsen af Cre / loxP-system, sammen med slægt-tracing journalister, har været nyttig i permanent mærkning af epicardium og dens efterkommere under hjerte udvikling og efter iskæmisk skade i den voksne 7,22,23. Adskillige epikardielle-begrænset Cre linjer er blevet genereret og er almindeligt anvendt til at mærke EPDC og for betinget gendeletion strategier 1. Disse undersøgelser har ført til karakteriseringen af ​​forskellige epikardielle slægter, og identifikationen af ​​kritiske formidlere af EPDC motilitet og differentiering. Men akkumulere tyder også, epicardiet er en heterogen population af progenitorceller 4,24,25. Således vil kun en delmængde af epikardiale celler målrettes under anvendelse af en given Cre driver.

For at mærke hele epicardium uanset Cre specificitet, har en række laboratorier udnyttet udvækst cultidige systemer eller ex vivo organ dyrkningsmetoder til trofast isolere eller mærke epikardielle celler uden afhængigt af ekspressionen af et genetisk afstamning markører 26-28. For ex vivo studier migration, er embryonale hjerter isoleret før epikardial EMT og dyrket i medium suppleret med et grønt fluorescerende protein (GFP) udtrykkende adenovirus (Ad / GFP) 9,18. Denne fremgangsmåde giver mulighed for effektiv mærkning af hele epicardium snarere end en undergruppe af celler ved Cre-medieret rekombination. Heart kulturer efterfølgende eksponering for kendte induktorer af EMT at stimulere mobilisering af EPDC 28,29. Ex vivo og in vivo analyser suppleres af in vitro epikardielle eksplantatkulturer, som er en særlig nyttig metode til at udforske detaljerede mekanismer kørsel EPDC migration.

Her beskriver vi metoder til isolering primære epikardielle celler til in vitro-undersøgelser af epicardial EMT, samt et organ dyrkningssystem til ex vivo-analyser af EPDC motilitet. Vi har for nylig demonstreret nytten og robustheden af denne metode ved genetisk modulere myocardin-relaterede transskription faktor (MRTF) / serum respons faktor (SRF) signalering akse til at manipulere actin-baserede migration af EPDC 9. Mens vores resultater fremhæve en signalvej nødvendig til regulering EPDC migration, disse metoder er egnede til optrævling de mekanismer, der kollektivt orkestrerer EPDC migration og differentiering. Endvidere kunne eksplantatet og ex vivo dyrkningssystemer implementeres i funktionelle skærme at identificere nye regulatorer af EPDC mobilisering til terapeutiske anvendelser i hjerte-regenerering.

Protocol

BEMÆRK: Alle eksperimenter med mus blev godkendt af University udvalg for Animal Resources ved University of Rochester. 1. Epikardial Udvækst Culture Assay (figur 1A) Forberedelser Forbered 5 ml medium A til primær epikardial celleisolering ved supplering Medium 199 (M199) med 5% føtalt bovint serum (FBS) og 1% penicillin / streptomycin (Pen / Strep). Pre-varm medium A og 100 ml Hanks 'Balanced Salt Solution (HBSS) i en 37 ° C vandbad. Tillad collagencoatede kamme…

Representative Results

Den epicardium effektivt kan isoleres ved hjælp af en udvækst kultur assay ved at udnytte dens ydre placering og udnytte den udviklingsmæssige plasticitet og iboende vandrende adfærd EPDC. Murine embryonale hjerte isoleres ved E11.5 før epikardial EMT og dyrkes dorsale side ned på collagen-coatede kammerskiver 26 (figur 1A, B). Eksplanterede hjerter vil fortsætte med at trække sig sammen; dog vil epicardiet holde sig til collagen matrix og migrerer ud …

Discussion

Her har vi skitsere detaljerede metoder til isolering primære epikardial celle ved udvækst og spore EPDC migration i ex vivo hjerte kulturer. For udvækst kulturer, et passende tidspunkt til at fjerne epikardiet-udtømte hjerte varierer lidt mellem eksperimenter. Periodisk monitorering af eksplantaterne efter inkubering natten anbefales at måle omfanget af epicardiale udvækst og at uddrage hjertet før fibroblaster vises. For at sikre renhed, bør hjerter fjernes inden 24 timer af eksplantering at forhindre…

Declarações

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

EMS blev støttet af tilskud fra National Institutes of Health (NIH) [tilskud nummer R01HL120919]; American Heart Association [tilskud nummer 10SDG4350046] den; University of Rochester CTSA pris fra NIH [tilskud nummer UL1 TR000042]; og start midler fra Aab CVRI. MAT blev delvist understøttet af et tilskud til University of Rochester School of Medicine og Dentistry fra Howard Hughes Medical Institute Med-Ind-Grad initiativet; og en Institutional Ruth L. Kirschstein National Research Service Award fra NIH [tilskud nummer GM068411].

Materials

Dulbecco's Modified Eagle Medium Hyclone  SH3002201 DMEM
Hanks' Balanced Salt Solution Hyclone SH3003102 HBSS
Medium 199 Hyclone SH3025301 M199
Dulbecco’s Phosphate-Buffered Saline  Hyclone SH3002802 DPBS
Fetal Bovine Serum  Gemini  100-106 FBS
Penicillin/Streptomycin Solution Hyclone SV30010
Corning Biocoat Collagen I, 4-Well Culture Slides Corning 354557
Multiwell 24-well plates Falcon 08-772-1
Dissecting microscope Leica M50 Equipped with Leica KL300 LED might source
Confocal miscroscope Olympus 1X81 Equipped with muli-argon laser 405/488/515, FV10-MCPSU laser 405/440/635, 559 laser, and mercury lamp
Bioruptor Diagenode  UCD-200
Transforming growth factor beta 1 R&D Systems 100-B-001 TGF-β1
Platelet-derived growth factor BB R&D Systems 220-BB-010 PDGF-BB
Trizol Reagent Applied Biosystems 15596-026 Caution, hazardous material
TURBO DNA-free Kit Life Technologies AM1907 DNaseI
iScript cDNA Synthesis Kit BioRad 1708891
UltraPure Glycogen Life Technologies 10814-010
SYBR Green BioRad 170-8880
Protease inhibtor cocktail tablets Roche 11836170001
Alexa Goat-anti-rabbit 488 Life Technologies A11008 Secondary antibody
Alexa Goat anti-rabbit 594 Life Technologies A-11012 Secondary antibody
Alexa Goat anti-mouse 594 Life Technologies A-11005 Secondary antibody
Mouse anti-smooth muscle alpha actin, Cy3-conjugated  Sigma-Aldrich C6198 monoclonal antibody, clone 1A4
Mouse anti-Wilms tumor 1 (WT1) Life Technologies MA1-46028 monoclonal antibody, clone 6F-H2
Rabbit anti-ZO1 Life Technologies 40-2200 polyclonal antibody
Rabbit anti-Collagen Type 4 Millipore AB756P polyclonal antibody
4',6-Diamidino-2-Phenylindole, Dihydrochloride  Life Technologies D1306 DAPI
Fluorescent mounting medium  DAKO S3023
16% Paraformaldehyde solution Electron Microscopy Sciences 15710 PFA diluted to 4% in DPBS. Caution, hazardous material
Sucrose Sigma-Aldrich S0389
Tissue Freezing Medium Triangle Biomedical Sciences TFM-B
Pap pen DAKO S2002
Disposable mictrotome blades  Sakura Finetek 4689
Microscope slides Globe Scientific 1358W positively charged, 25 x 75 x 1mm
Cryostat  Leica CM1950
Forceps Fine Science Tools 11295-00
Surgical Scissors Fine Science Tools 91460-11
Disposable base molds Fisher Scientific 22-363-553
Ketamine Hospira NDC 0409-2051-05
Xylazine Akorn NADA 139-236

Referências

  1. von Gise, A., Pu, W. T. Endocardial and epicardial epithelial to mesenchymal transitions in heart development and disease. Circ Res. 110, 1628-1645 (2012).
  2. Martinez-Estrada, O. M., et al. Wt1 is required for cardiovascular progenitor cell formation through transcriptional control of Snail and E-cadherin. Nat Genet. 42, 89-93 (2010).
  3. Gittenberger-de Groot, A. C., Vrancken Peeters, M. P., Mentink, M. M., Gourdie, R. G., Poelmann, R. E. Epicardium-derived cells contribute a novel population to the myocardial wall and the atrioventricular cushions. Circ Res. 82, 1043-1052 (1998).
  4. Katz, T. C., et al. Distinct compartments of the proepicardial organ give rise to coronary vascular endothelial cells. Dev Cell. 22, 639-650 (2012).
  5. Mikawa, T., Gourdie, R. G. Pericardial mesoderm generates a population of coronary smooth muscle cells migrating into the heart along with ingrowth of the epicardial organ. Dev Biol. 174, 221-232 (1996).
  6. Wilm, B., Ipenberg, A., Hastie, N. D., Burch, J. B., Bader, D. M. The serosal mesothelium is a major source of smooth muscle cells of the gut vasculature. Development. 132, 5317-5328 (2005).
  7. Zhou, B., et al. Epicardial progenitors contribute to the cardiomyocyte lineage in the developing heart. Nature. 454, 109-113 (2008).
  8. Dettman, R. W., Denetclaw, W., Ordahl, C. P., Bristow, J. Common epicardial origin of coronary vascular smooth muscle, perivascular fibroblasts, and intermyocardial fibroblasts in the avian heart. Dev Biol. 193, 169-181 (1998).
  9. Trembley, M. A., Velasquez, L. S., de Mesy Bentley, K. L., Small, E. M. Myocardin-related transcription factors control the motility of epicardium-derived cells and the maturation of coronary vessels. Development. 142, 21-30 (2015).
  10. Mellgren, A. M., et al. Platelet-derived growth factor receptor beta signaling is required for efficient epicardial cell migration and development of two distinct coronary vascular smooth muscle cell populations. Circ Res. 103, 1393-1401 (2008).
  11. von Gise, A., et al. WT1 regulates epicardial epithelial to mesenchymal transition through beta-catenin and retinoic acid signaling pathways. Dev Biol. 356, 421-431 (2011).
  12. Lavine, K. J., et al. Endocardial and Epicardial Derived FGF Signals Regulate Myocardial Proliferation and Differentiation In Vivo. Dev Cell. 8, 85-95 (2005).
  13. Sanchez, N. S., Barnett, J. V. TGFbeta and BMP-2 regulate epicardial cell invasion via TGFbetaR3 activation of the Par6/Smurf1/RhoA pathway. Cell Signal. 24, 539-548 (2012).
  14. Dettman, R. W., Pae, S. H., Morabito, C., Bristow, J. Inhibition of 4-integrin stimulates epicardial-mesenchymal transformation and alters migration and cell fate of epicardially derived mesenchyme. Dev Biol. 257, 315-328 (2003).
  15. Rhee, D. Y., et al. Connexin 43 regulates epicardial cell polarity and migration in coronary vascular development. Development. 136, 3185-3193 (2009).
  16. Wu, M., et al. Epicardial spindle orientation controls cell entry into the myocardium. Dev Cell. 19, 114-125 (2010).
  17. Hirose, T., et al. PAR3 is essential for cyst-mediated epicardial development by establishing apical cortical domains. Development. 133, 1389-1398 (2006).
  18. Baek, S. T., Tallquist, M. D. Nf1 limits epicardial derivative expansion by regulating epithelial to mesenchymal transition and proliferation. Development. 139, 2040-2049 (2012).
  19. Lu, J., et al. Coronary smooth muscle differentiation from proepicardial cells requires rhoA-mediated actin reorganization and p160 rho-kinase activity. Dev Biol. 240, 404-418 (2001).
  20. Combs, M. D., Braitsch, C. M., Lange, A. W., James, J. F., Yutzey, K. E. NFATC1 promotes epicardium-derived cell invasion into myocardium. Development. 138, 1747-1757 (2011).
  21. Acharya, A., et al. The bHLH transcription factor Tcf21 is required for lineage-specific EMT of cardiac fibroblast progenitors. Development. 139, 2139-2149 (2012).
  22. Zhou, B., von Gise, A., Ma, Q., Hu, Y. W., Pu, W. T. Genetic fate mapping demonstrates contribution of epicardium-derived cells to the annulus fibrosis of the mammalian heart. Dev Biol. 338, 251-261 (2010).
  23. Zhou, B., et al. Adult mouse epicardium modulates myocardial injury by secreting paracrine factors. J Clin Invest. 121, 1894-1904 (2011).
  24. Singh, M., Epstein, J. Epicardial Lineages and Cardiac Repair. Journal of Developmental Biology. 1, 141-158 (2013).
  25. Braitsch, C. M., Combs, M. D., Quaggin, S. E., Yutzey, K. E. Pod1/Tcf21 is regulated by retinoic acid signaling and inhibits differentiation of epicardium-derived cells into smooth muscle in the developing heart. Dev Biol. 368, 345-357 (2012).
  26. Austin, A. F., Compton, L. A., Love, J. D., Brown, C. B., Barnett, J. V. Primary and immortalized mouse epicardial cells undergo differentiation in response to TGFbeta. Developmental dynamics : an official publication of the American Association of Anatomists. 237, 366-376 (2008).
  27. Kim, J., Rubin, N., Huang, Y., Tuan, T. L., Lien, C. L. In vitro culture of epicardial cells from adult zebrafish heart on a fibrin matrix. Nat Protoc. 7, 247-255 (2012).
  28. Compton, L. A., Potash, D. A., Mundell, N. A., Barnett, J. V. Transforming growth factor-beta induces loss of epithelial character and smooth muscle cell differentiation in epicardial cells. Developmental dynamics : an official publication of the American Association of Anatomists. 235, 82-93 (2006).
  29. Smith, C. L., Baek, S. T., Sung, C. Y., Tallquist, M. D. Epicardial-derived cell epithelial-to-mesenchymal transition and fate specification require PDGF receptor signaling. Circ Res. 108, 15-26 (2011).
  30. Shea, K., Geijsen, N. Dissection of 6.5 dpc Mouse Embryos. JOVE. 2, (2007).
  31. Witty, A. D., et al. Generation of the epicardial lineage from human pluripotent stem cells. Nature biotechnology. 32, 1026-1035 (2014).
  32. Iyer, D., et al. Robust derivation of epicardium and its differentiated smooth muscle cell progeny from human pluripotent stem cells. Development. 142, 1528-1541 (2015).
  33. Takeichi, M., Nimura, K., Mori, M., Nakagami, H., Kaneda, Y. The transcription factors Tbx18 and Wt1 control the epicardial epithelial-mesenchymal transition through bi-directional regulation of Slug in murine primary epicardial cells. PloS one. 8, e57829 (2013).
  34. Wong, M. L., Medrano, J. F. Real-time PCR for mRNA quantitation. BioTechniques. 39, 75-85 (2005).
  35. Schmittgen, T. D., Livak, K. J. Analyzing real-time PCR data by the comparative CT method. Nature Protocols. 3, 1101-1108 (2008).
  36. Bradford, M. M. A rapid and sensitive method for the quantitation of microgram quantities of protein utilizing the principle of protein-dye binding. Analytical biochemistry. 72, 248-254 (1976).
  37. Moore, A. W., McInnes, L., Kreidberg, J., Hastie, N. D., Schedl, A. YAC complementation shows a requirement for Wt1 in the development of epicardium, adrenal gland and throughout nephrogenesis. Development. 126, 1845-1857 (1999).
  38. Kim, J., et al. PDGF signaling is required for epicardial function and blood vessel formation in regenerating zebrafish hearts. Proc Natl Acad Sci U S A. 107, 17206-17210 (2010).
  39. Kalluri, R., Weinberg, R. A. The basics of epithelial-mesenchymal transition. J Clin Invest. 119, 1420-1428 (2009).
  40. Dong, X. R., Maguire, C. T., Wu, S. P., Majesky, M. W. Chapter 9 Development of Coronary Vessels. Methods in Enzymology. 445, 209-228 (2008).
  41. Ruiz-Villalba, A., Ziogas, A., Ehrbar, M., Perez-Pomares, J. M. Characterization of epicardial-derived cardiac interstitial cells: differentiation and mobilization of heart fibroblast progenitors. PLoS One. 8, e53694 (2013).
  42. Garriock, R. J., Mikawa, T., Yamaguchi, T. P. Isolation and culture of mouse proepicardium using serum-free conditions. Methods. 66, 365-369 (2014).
  43. Smart, N., Riley, P. Derivation of epicardium-derived progenitor cells (EPDCs) from adult epicardium. Curr Protoc Stem Cell Biol. , (2009).
  44. Zhou, B., Pu, W. T. Isolation and characterization of embryonic and adult epicardium and epicardium-derived cells. Methods Mol Biol. 843, 155-168 (2012).
  45. Morabito, C. J., Dettman, R. W., Kattan, J., Collier, J. M., Bristow, J. Positive and negative regulation of epicardial-mesenchymal transformation during avian heart development. Dev Biol. 234, 204-215 (2001).
  46. Grieskamp, T., Rudat, C., Ludtke, T. H., Norden, J., Kispert, A. Notch signaling regulates smooth muscle differentiation of epicardium-derived cells. Circ Res. 108, 813-823 (2011).

Play Video

Citar este artigo
Trembley, M. A., Velasquez, L. S., Small, E. M. Epicardial Outgrowth Culture Assay and Ex Vivo Assessment of Epicardial-derived Cell Migration. J. Vis. Exp. (109), e53750, doi:10.3791/53750 (2016).

View Video