Summary

Mass histologi att kvantifiera neurodegeneration i<em> Drosophila</em

Published: December 15, 2016
doi:

Summary

Drosophila används allmänt som ett modellsystem för att studera neurodegeneration. Detta protokoll beskriver en metod genom vilken degeneration och som bestämts av vakuolen bildning i hjärnan, kan kvantifieras. Det minimerar även effekter på grund av den experimentella proceduren genom bearbetning och snitt kontroll och experimentella flugor som ett prov.

Abstract

Progressiva neurodegenerativa sjukdomar som Alzheimers sjukdom (AD) eller Parkinsons sjukdom (PD) är ett växande hot mot människors hälsa över hela världen. Även däggdjurs modeller har gett viktiga insikter i de underliggande mekanismerna för patogeniciteten är komplexiteten i däggdjurssystem tillsammans med sina höga kostnader begränsar deras användning. Därför ger den enkla men väletablerad Drosophila modellsystemet ett alternativ för att undersöka de molekylära vägar som berörs i dessa sjukdomar. Förutom beteendestörningar, är neurodegenerativa sjukdomar som kännetecknas av histologiska fenotyper såsom nervcellsdöd och axonopathy. För att kvantifiera neuronal degenerering och för att bestämma hur den påverkas av genetiska och miljömässiga faktorer, använder vi en histologisk strategi som bygger på att mäta vakuoler hos vuxna fly hjärnor. För att minimera effekterna av systematiska fel och att direkt jämföra avsnitten från kontroll och experimental flugor i en beredning, använder vi "krage" metod för paraffin. Neurodegeneration bedöms sedan genom att mäta storleken och / eller antalet vakuoler som har utvecklats i farten hjärnan. Detta kan antingen ske genom att fokusera på en specifik region av intresse eller genom att analysera hela hjärnan genom att erhålla seriesnitt som spänner över hela huvudet. Därför denna metod gör det möjligt att mäta inte bara svår degeneration utan också relativt milda fenotyper som endast påvisas i några avsnitt, som sker under normalt åldrande.

Introduction

Med ökningen av medellivslängden har neurodegenerativa sjukdomar som Alzheimers eller Parkinsons blivit ett allt större hot mot hälsan för befolkningen i allmänhet. Enligt National Institutes of Health, över hela världen 115 miljoner människor förväntas påverkas av demens 2050. Även om betydande framsteg har gjorts när det gäller att identifiera gener och riskfaktorer som är involverade i åtminstone några av dessa sjukdomar, för många av dem, den underliggande molekylära mekanismer är fortfarande okänd eller inte väl förstått.

Enkla ryggradslösa modellorganismer som Caenorhabditis elegans och Drosophila melanogaster erbjuder en mängd olika experimentella fördelar att studera mekanismerna för neurodegenerativa sjukdomar, däribland en kort livscykel, stort antal avkomma, och tillgången på väletablerade och ibland unika genetiska och molekylära metoder 1 -12. Dessutom är dessa organismer är mottagliga för objektivinteraktion skärmar som kan identifiera faktorer som bidrar till dessa sjukdomar genom sina försvårande eller lindra effekter på neurodegenerativa fenotyper.

Analysera sådana genetiska interaktioner och bedöma åldrandets effekter kräver kvantitativa protokoll för att upptäcka neurodegeneration och mäta dess svårighetsgrad. Denna bedömning kan göras relativt enkelt när man mäter beteendeaspekter i Drosophila, såsom lukt lärande, negativa geotaxis eller snabb phototaxis, som ger ett numeriskt prestationsvärdet 13-21. Det är också möjligt att bestämma effekterna på neuronal överlevnad genom att räkna neuroner. Detta är dock endast möjligt när fokusera på en specifik population som är klart identifierbar, som dopaminerga neuroner som påverkas i PD, och även då, har resultaten varit kontroversiell 22-24.

Protokollet som beskrivs här använder kragen metod för att utföra paraffin seriesnitt, en metodsom ursprungligen utvecklades av Heisenberg och Böhl, som använde det för att isolera anatomiska mutanter hjärnan i Drosophila 25. Användningen av kragen metoden har därefter anpassats, bland annat i kryosnitt, vibratome sektioner och plastsektioner 26-28. Här, är denna metod används för att erhålla seriella sektioner av hela flugan huvudet, som sedan kan användas för att mäta de vakuoler som utvecklas i flugor med neurodegenerativa fenotyper 16,21,29-32. Dessa mätningar kan göras på särskilda områden i hjärnan eller kan täcka hela hjärnan; den senare metoden gör att man kan identifiera även svaga degenerativa fenotyper, som observerades under åldrandet. Slutligen, när man använder kragarna, upp till 20 flugor kan behandlas som en förberedelse, som inte bara är mindre tidskrävande, men också tillåter för analys av kontroll- och experiment flugor i samma beredning, vilket minimerar artefakter på grund av små förändringar i förberedelsen.

Protocol

1. Fastställande chefen på Kragar och inbäddning i paraffin Notera: Alla steg i fixeringsprocessen bör göras i ett dragskåp. Metylbensoat, utan utgör en hälsorisk, har en mycket distinkt doft, som kan vara överväldigande om de inte hanteras i ett dragskåp. Innan anesthetizing flugorna, utgör 50 ml av Carnoy lösning genom att tillsätta 15 ml kloroform och 5 ml isättika till 30 ml 99% etanol (inte blanda kloroform och ättiksyra). Häll den i en glasbehållare med en platt botten, såsom …

Representative Results

Med användning av de beskrivna metoden resulterar i seriesektioner färgade med ögat pigment 33 som omfattar hela flugan huvudet. En del av detta visas i figur 1B, där sektionerna från ett enskilt huvud visas från topp till botten. Sektionerna från olika flugor sett från vänster till höger i detta exempel. För att underlätta orienteringen och identifiering av flugorna är en eyeless fluga (sinus oculis) införas som en markör vid position …

Discussion

Den beskrivna metoden tillhandahåller ett medel för att kvantifiera neurodegeneration i hjärnan hos Drosophila. Medan andra metoder, som räknar en specifik celltyp, kan användas för att identifiera neurodegeneration, är fördelen med denna metod att den kan tillämpas mer generellt. Räkna celler kräver att dessa celler tillförlitligt kan identifieras med användning av antingen en specifik antikropp eller uttrycket av en cellspecifik markör, vilket inte alltid är tillgänglig. Vidare har det visats …

Declarações

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

This work was supported by grants to D.K. from the Medical Research Foundation of Oregon and from NIH/NINDS (NS047663). E.S. was supported by a training grant from the NIH (T32AG023477).

Materials

Name of the Reagent/Equipment Company Catalog Number
Collar Genesee Scientific TS 48-100 We are using custom made collars that are made from one piece of metal instead of layers as the ones by Genesee. A discription to make collars can be found at http://flybrain.neurobio.arizona.edu/Flybrain/html/atlas/fluorescent/index.html 
Rubber ice cube tray for embedding Household store The size can be made to fit by glueing in additional walls 
Crystallizing dish Fisher Scientific company 08-762-3
Ether Fisher Scientific Company E138-1
Ethanol Decon Laboratories Inc. 2701
Choloroform Fisher Scientific Company C298-500
Glacial Acetic Acid Fisher Scientific Company A38-212
Methylbenzoate Fisher Scientific Company M205-500 Distinct Odor
Use in fume hood
Low Melting Point Paraffin Wax Fisher Scientific Company T565 Make sure to keep extra melted in a 65°C waterbath
Microtome Leica Biosystems Reichert Jung 2040 Autocut
Microscope Slide Fisher Scientific Company 12-550D
Microscope Cover Glass Fisher Scientific Company 12-545-M
SafeClear Fisher Scientific Company 314-629 Three different containers for washes
Vertical Staining Jar with Cover Ted Pella Inc.  432-1
Permount Fisher Scientific Company SP15-500
Poly-L-lysine Solution Sigma Life Science P8290-500

Referências

  1. Alexander, A. G., Marfil, V., Li, C. Use of Caenorhabditis elegans as a model to study Alzheimer’s disease and other neurodegenerative diseases. Front Genet. 5, 279 (2014).
  2. Bonini, N. M., Fortini, M. E. Human neurodegenerative disease modeling using Drosophila. Annu Rev Neurosci. 26, 627-656 (2003).
  3. Calahorro, F., Ruiz-Rubio, M. Caenorhabditis elegans as an experimental tool for the study of complex neurological diseases: Parkinson’s disease, Alzheimer’s disease and autism spectrum disorder. Invert Neurosci. 11, 73-83 (2011).
  4. Chen, X., Barclay, J. W., Burgoyne, R. D., Morgan, A. Using C. elegans to discover therapeutic compounds for ageing-associated neurodegenerative diseases. Chemistry Central Journal. 9, 65 (2015).
  5. Gama Sosa, M. A., De Gasperi, R., Elder, G. A. Modeling human neurodegenerative diseases in transgenic systems. Hum Genet. 131, 535-563 (2012).
  6. Jaiswal, M., Sandoval, H., Zhang, K., Bayat, V., Bellen, H. J. Probing mechanisms that underlie human neurodegenerative diseases in Drosophila. Annu Rev Genet. 46, 371-396 (2012).
  7. Konsolaki, M. Fruitful research: drug target discovery for neurodegenerative diseases in Drosophila. Expert Opin Drug Discov. 8, 1503-1513 (2013).
  8. Kretzschmar, D. Neurodegenerative mutants in Drosophila: a means to identify genes and mechanisms involved in human diseases. Invert Neurosci. 5, 97-109 (2005).
  9. Kretzschmar, D., et al. Swiss cheese et allii, some of the first neurodegenerative mutants isolated in Drosophila. J Neurogenet. 23, 34-41 (2009).
  10. Li, J., Le, W. Modeling neurodegenerative diseases in Caenorhabditis elegans. Exp Neurol. 250, 94-103 (2013).
  11. Prussing, K., Voigt, A., Schulz, J. B. Drosophila melanogaster as a model organism for Alzheimer’s disease. Mol Neurodegener. 8, (2013).
  12. Wentzell, J., Kretzschmar, D. Alzheimer’s disease and tauopathy studies in flies and worms. Neurobiol Dis. 40, 21-28 (2010).
  13. Ali, Y. O., Escala, W., Ruan, K., Zhai, R. G. Assaying locomotor, learning, and memory deficits in Drosophila models of neurodegeneration. J Vis Exp. , (2011).
  14. Barone, M. C., Bohmann, D. Assessing neurodegenerative phenotypes in Drosophila dopaminergic neurons by climbing assays and whole brain immunostaining. J Vis Exp. , e50339 (2013).
  15. Dutta, S., Rieche, F., Eckl, N., Duch, C., Kretzschmar, D. Glial expression of Swiss-cheese (SWS), the Drosophila orthologue of Neuropathy Target Esterase, is required for neuronal ensheathment and function. Dis Model Mech. , (2015).
  16. Iijima, K., et al. Abeta42 mutants with different aggregation profiles induce distinct pathologies in Drosophila. PLoS One. 3, e1703 (2008).
  17. Krishnan, N., et al. Loss of circadian clock accelerates aging in neurodegeneration-prone mutants. Neurobiol Dis. 45, 1129-1135 (2012).
  18. Liu, H., et al. Automated rapid iterative negative geotaxis assay and its use in a genetic screen for modifiers of Abeta(42)-induced locomotor decline in Drosophila. Neurosci Bull. 31, 541-549 (2015).
  19. Papanikolopoulou, K., Skoulakis, E. M. Temporally distinct phosphorylations differentiate Tau-dependent learning deficits and premature mortality in Drosophila. Hum Mol Genet. 24, 2065-2077 (2015).
  20. Ping, Y., et al. Linking abeta42-induced hyperexcitability to neurodegeneration, learning and motor deficits, and a shorter lifespan in an Alzheimer’s model. PLoS Genet. 11, e1005025 (2015).
  21. Sujkowski, A., Rainier, S., Fink, J. K., Wessells, R. J. Delayed Induction of Human NTE (PNPLA6) Rescues Neurodegeneration and Mobility Defects of Drosophila swiss cheese (sws) Mutants. PLoS One. 10, e0145356 (2015).
  22. Barone, M. C., Sykiotis, G. P., Bohmann, D. Genetic activation of Nrf2 signaling is sufficient to ameliorate neurodegenerative phenotypes in a Drosophila model of Parkinson’s disease. Dis Model Mech. 4, 701-707 (2011).
  23. Coulom, H., Birman, S. Chronic exposure to rotenone models sporadic Parkinson’s disease in Drosophila melanogaster. J Neurosci. 24, 10993-10998 (2004).
  24. Navarro, J. A., et al. Analysis of dopaminergic neuronal dysfunction in genetic and toxin-induced models of Parkinson’s disease in Drosophila. J Neurochem. 131, 369-382 (2014).
  25. Heisenberg, M., Böhl, K. Isolation of anatomical brain mutants of Drosophila by histological means. Zeitschrift für Naturforschung C. 34, 143 (1979).
  26. Han, P. L., Meller, V., Davis, R. L. The Drosophila brain revisited by enhancer detection. J Neurobiol. 31, 88-102 (1996).
  27. Lin, C. W., et al. Automated in situ brain imaging for mapping the Drosophila connectome. J Neurogenet. 29, 157-168 (2015).
  28. Strausfeld, N. J., Sinakevitch, I., Vilinsky, I. The mushroom bodies of Drosophila melanogaster: an immunocytological and golgi study of Kenyon cell organization in the calyces and lobes. Microsc Res Tech. 62, 151-169 (2003).
  29. Bettencourt da Cruz, A., Wentzell, J., Kretzschmar, D. Swiss Cheese, a protein involved in progressive neurodegeneration, acts as a noncanonical regulatory subunit for PKA-C3. J Neurosci. 28, 10885-10892 (2008).
  30. Bolkan, B. J., Kretzschmar, D. Loss of Tau results in defects in photoreceptor development and progressive neuronal degeneration in Drosophila. Dev Neurobiol. 74, 1210-1225 (2014).
  31. Cook, M., Mani, P., Wentzell, J. S., Kretzschmar, D. Increased RhoA prenylation in the loechrig (loe) mutant leads to progressive neurodegeneration. PLoS One. 7, e44440 (2012).
  32. Wittmann, C. W., et al. Tauopathy in Drosophila: neurodegeneration without neurofibrillary tangles. Science. 293, 711-714 (2001).
  33. Rasmuson, B., Green, M. M., Ewertson, G. QUALITATIVE AND QUANTITATIVE ANALYSES OF EYE PIGMENTS AND PTERIDINES IN BACK-MUTATIONS OF THE MUTANT wa IN DROSOPHILA MELANOGASTER. Hereditas. 46, 635-650 (1960).
  34. Bettencourt da Cruz, A., et al. Disruption of the MAP1B-related protein FUTSCH leads to changes in the neuronal cytoskeleton, axonal transport defects, and progressive neurodegeneration in Drosophila. Mol Biol Cell. 16, 2433-2442 (2005).
  35. Kretzschmar, D., Hasan, G., Sharma, S., Heisenberg, M., Benzer, S. The swiss cheese mutant causes glial hyperwrapping and brain degeneration in Drosophila. J Neurosci. 17, 7425-7432 (1997).
  36. Dutta, S., Rieche, F., Eckl, N., Duch, C., Kretzschmar, D. Glial expression of Swiss cheese (SWS), the Drosophila orthologue of neuropathy target esterase (NTE), is required for neuronal ensheathment and function. Dis Model Mech. 9, 283-294 (2016).
  37. Davis, M. Y., et al. Glucocerebrosidase Deficiency in Drosophila Results in alpha-Synuclein-Independent Protein Aggregation and Neurodegeneration. PLoS Genet. 12, e1005944 (2016).
  38. Dias-Santagata, D., Fulga, T. A., Duttaroy, A., Feany, M. B. Oxidative stress mediates tau-induced neurodegeneration in Drosophila. J Clin Invest. 117, 236-245 (2007).
  39. Kretzschmar, D., et al. Glial and neuronal expression of polyglutamine proteins induce behavioral changes and aggregate formation in Drosophila. Glia. 49, 59-72 (2005).
  40. Li, Y., et al. A Drosophila model for TDP-43 proteinopathy. Proc Natl Acad Sci U S A. 107, 3169-3174 (2010).
check_url/pt/54809?article_type=t

Play Video

Citar este artigo
Sunderhaus, E. R., Kretzschmar, D. Mass Histology to Quantify Neurodegeneration in Drosophila. J. Vis. Exp. (118), e54809, doi:10.3791/54809 (2016).

View Video