Summary

Fosfor-31 Magnetic Resonance Spectroscopy: et redskab til måling<em> In vivo</em> Mitokondrie Oxidativ phosphorylering Kapacitet i human skeletmuskulatur

Published: January 19, 2017
doi:

Summary

This work demonstrates the feasibility of an in vivo phosphorus-31 magnetic resonance spectroscopy (31PMRS) technique to quantify mitochondrial oxidative phosphorylation (OXPHOS) capacity in human skeletal muscle.

Abstract

Skeletal muscle mitochondrial oxidative phosphorylation (OXPHOS) capacity, which is critically important in health and disease, can be measured in vivo and noninvasively in humans via phosphorus-31 magnetic resonance spectroscopy (31PMRS). However, the approach has not been widely adopted in translational and clinical research, with variations in methodology and limited guidance from the literature. Increased optimization, standardization, and dissemination of methods for in vivo 31PMRS would facilitate the development of targeted therapies to improve OXPHOS capacity and could ultimately favorably impact cardiovascular health. 31PMRS produces a noninvasive, in vivo measure of OXPHOS capacity in human skeletal muscle, as opposed to alternative measures obtained from explanted and potentially altered mitochondria via muscle biopsy. It relies upon only modest additional instrumentation beyond what is already in place on magnetic resonance scanners available for clinical and translational research at most institutions. In this work, we outline a method to measure in vivo skeletal muscle OXPHOS. The technique is demonstrated using a 1.5 Tesla whole-body MR scanner equipped with the suitable hardware and software for 31PMRS, and we explain a simple and robust protocol for in-magnet resistive exercise to rapidly fatigue the quadriceps muscle. Reproducibility and feasibility are demonstrated in volunteers as well as subjects over a wide range of functional capacities.

Introduction

Målet med dette arbejde er at skitsere en reproducerbar metode til ikke-invasivt at måle in vivo skeletmuskulatur mitokondrie funktion i enkeltpersoner, som har en bred vifte af evner. Aberrant mitokondrie nyrefunktion er kendetegnende for en bred vifte af metabolisk syndrom og genetiske sygdomme, fra fælles betingelser såsom aldring og diabetes til sjældne lidelser såsom Friedreichs ataksi.

Metabolisk syndrom og mitokondriedysfunktion

Metabolisk syndrom er blevet vist at forstyrre mitokondriefunktion, trykkes skeletmuskel OXPHOS, og føre til ektopisk lipid opbevaring i skeletmuskulatur 1, 2. Som kritiske organeller regulerer metaboliske og energi homeostase, er mitochondrier impliceret i patofysiologien af fedme 3, 4, insulinresistens 5 </sup>, Type 2 diabetes mellitus (T2DM) 6, 7, diabetes-relateret mikro- 8, 9, 10, 11 og makrovaskulære komplikationer 12, 13, og ikke-alkoholiske fedtlever sygdom (NAFLD) 14, 15, 16, bl.a. .Insulin modstand er kendetegnet ved dybtgående ændringer i skeletmuskulaturen mitokondrie-aktivitet, herunder faldt mitokondrie tricarboxylsyre (TCA) flux sats, ATP syntese sats, og citrat syntase og NADH: O 2 oxidoreduktase aktivitet 5. En hypotese er, at disse ændringer kunne skyldes akkumuleringen af ​​frie fedtsyrer (FFA) metabolitter i musklen, som er markant forøget i løbet af fedme og andre fedme-ropstemt sygdomme 2, 17. Eksponeringen af muskel til forhøjede FFA'er og lipid mellemprodukter kan formindske ekspressionen af gener i lipid-oxidative pathway samt TCA cyklus og elektron-transportkæde (ETC) 18. Denne reduktion i mitokondrie skeletmuskulatur OXPHOS kapacitet i fastsættelsen af en lipid overbelastning er ledsaget af et fald i den kvantitative (indhold og biogenese af mitokondrier) 19 og kvalitativ funktion af skeletmuskulatur mitokondrier 20. Udsætter skeletmuskulatur og myocytter FFA'ere fører til alvorlig insulinresistens, og øget FFA-optagelse i musklen er associeret med insulinresistens både hos mennesker og gnavere 21. Lipidet mellemprodukter ceramid og diacylglycerol (DAG) er blevet vist at direkte inhibere insulin signalvejen ved at ændre aktiviteten af ​​kinaser, såsom proteinkinase C og protEin kinase B 21. Derfor lipidafledte molekyler synes at spille en fremtrædende rolle i udviklingen af ​​muskulær insulinresistens og T2DM. Men det er uklart, om ændringer i mitokondrie kapacitet er en årsag eller en konsekvens af insulinresistens 22.

Friedrichs ataksi og mitokondriedysfunktion

Nedsat OXPHOS kan også opstå fra genetiske defekter. Friedrichs ataxi (FA), den mest almindelige form for arvelig ataksi, er en genetisk lidelse forårsaget af en mutation i frataxin (FXN) genet, resulterende i intra-mitokondrie jern akkumulering, reaktive oxygenspecies produktion, og abnormaliteter af oxidativ phosphorylering 23, 24, 25, 26. Denne vigtige opdagelse har ført til udviklingen af ​​målrettede behandlinger, which formål at forbedre mitokondrie funktion på sub-cellulære niveau. På trods af denne forståelse, har der været begrænset udvikling af in vivo, reproducerbare biomarkører for FA klinisk forskning. Faktisk er en kritisk barriere i effektiv evaluering af målrettede behandlinger i FA er den manglende evne til at spore ændringer i mitokondrisk funktion. Aktuelle funktionelle foranstaltninger, for eksempel, kan identificere nedsat minutvolumen; men de er ude af stand til at bestemme det niveau, hvor den dysfunktion opstår (figur 1). Udviklingen af ​​en pålidelig markør for mitokondrie funktion, der kan anvendes til at identificere og evaluere sygdomsprogression i Friedrichs ataxi er afgørende at måle den relevante mekanistisk virkningerne af målrettede behandlinger.

Nedsat OXPHOS og Cardiac dysfunktion

Afvigende mitokondriefunktionen, enten erhvervet eller genetisk, kunne bidrage til udvikling eller progression af cardiac dysfunktion. Under betingelserne for pres overbelastning og hjertesvigt, at de primære energi substrat præference skifter fra FFA glukose. Dette er forbundet med nedsat ETC aktivitet og oxidativ phosphorylering 27. Patofysiologi mitokondrie bioenergetik i hjertedysfunktion kan være forskellige afhængigt af den primære oprindelse mitokondrie defekt. Diabetes og metaboliske syndrom resulterer i mitokondrie abnormiteter i myocardium, såsom nedsat biogenese og fedtsyre stofskiftet, som fører til reduceret substrat fleksibilitet, energieffektivitet, og i sidste ende, diastolisk dysfunktion 28, 29. I FA, på den anden side en frataxin mangel resulterer i signifikant mitokondrie jern akkumulering i cardiomyocytter 30, 31. Jernakkumulation fører til produktion af frie radikaler via Fenton reaktionen 32 </ Sup> og øger chancen for fri radikal-induceret cardiomyocyte skader. Intra-mitokondriske jernakkumulation er også forbundet med en øget følsomhed over for oxidativ stress og en reduceret oxidativ kapacitet 30, 31. Jern ophobning og efterfølgende afvigende mitokondriefunktionen, grundet frataxin mangel, kan derfor være ansvarlig for de værdiforringede cardiac energetik og kardiomyopati observeret i FA 33, 34. Det er også interessant at bemærke, at den reducerede oxidative kapacitet i skeletmuskulaturen mitokondrier paralleller øvelsen intolerance og reducerede metaboliske kapacitet i hjertesvigt (HF) 35. Måling af skeletmuskulaturen OXPHOS kapacitet, som beskrevet heri, er let gennemførlige og robust; kombineret med betydningen af ​​skeletmuskulatur OXPHOS i HF, disse funktioner gør det en tiltalende biomarkør i omfattende undersøgelser af høret sygdom 36.

Nedsat OXPHOS og den ledsagende kardial dysfunktion er ikke en ligegyldig aspekt af metaboliske og mitokondrie sygdom. Forsøgspersoner med diabetes og metabolisk sygdom er på et højere risiko for at udvikle hjerte-kar-sygdomme og har overdødelighed efter myokardieinfarkt (MI) 37, 38, 39, 40, 41; over halvdelen af FA fag har kardiomyopati, og mange dør af hjertearytmi eller hjertesvigt 42. Derfor kvantificering af reduceret OXPHOS kunne ikke kun mulighed for tidlig påvisning og behandling af hjertedysfunktion, men det kunne også lette en større klinisk byrde ved disse sygdomme.

Målrettede behandlinger til direkte øger OXPHOS kapacitet er et lovende område for at forbedre behandlingen af ​​emner, whether årsagen til metaboliske dysfunktion er genetisk eller erhvervet. I øjeblikket er udviklingen af nye målrettede lægemidler, der enten afhjælpe unormal mitokondriefunktionen 43 eller korrigere den primære genetiske defekt 44 kan forbedre sindsforvirret bioenergetik karakteristisk for FA. I tilfælde af erhvervet mitokondriel dysfunktion, kan øget fysisk aktivitet forbedre mitokondriefunktionen 45, 46, 47.

31 Fosfor Magnetic Resonance Spectroscopy som en ikke-invasiv biomarkør for mitokondriefunktionen

Uanset den testede terapi, en integreret in vivo vurdering af skeletmuskulaturen bioenergetik er et afgørende redskab til at vurdere konsekvenserne af målrettede indsatser, især hos patienter med svær øvelse intolerance eller manglende evne til at gennemgå konventionelle metabolic testning. Resonansspektroskopi tunet til phosphor (31 PMRS), en endogen kerne findes i forskellige høj-energi substrater i celler i hele kroppen, er blevet anvendt til at kvantificere mitokondriel oxidativ kapacitet på baggrund af en række metoder, herunder in-magnet motion-recovery protokoller og muskelstimulation protokoller 48. De øvelse-recovery-protokoller er afhængige af en række apparater varierer i kompleksitet fra MR-kompatible ergometre, der regulerer og måler arbejdsbyrde til simple konfigurationer af stropper og puder giver mulighed for burst-typen resistive og kvasi-statisk øvelse. Et af de primære mål for nogen af disse protokoller er at producere en energi ubalance, som efterspørgslen efter adenosin trifosfat (ATP) er i første omgang opfyldes gennem den enzymatiske nedbrydning af phosphocreatine (PCR) gennem kreatinkinase reaktion 49. Ved ophør af motion, er hastigheden af ​​ATP produktion domineret af oxidativ phosphorylation og repræsenterer den maksimale in vivo kapacitet mitokondrier 50. Desuden kan OXPHOS under post-øvelse opsving beskrives ved en første ordens rate reaktion 51. Den post-øvelse inddrivelse af PCr kan derfor kvantificeres ved montering af en eksponentiel tidskonstant (τ PCR), med mindre værdier af τ PCr repræsenterer større kapacitet til oxidativ ATP-syntese. Der er gjort en betydelig indsats for at validere 31 PMRS mod ex vivo og mere direkte mål for OXPHOS og demonstrere de potentielle kliniske anvendelighed af denne teknik 52, 53, 54, 55.

Især kan den i dette arbejde protokol gennemføres på klinisk-tilgængelige scannere, og det er blevet bredt valideret som en noninvasiv biomarkør of mitokondriefunktionen 56. Men en øvelse 31 PMRS protokol er optimeret til anvendelse på personer med varierende sværhedsgrader af neuromuskulær svækkelse eller mobilitet er ikke blevet veletableret 57. En veldefineret, bredt anvendelig øvelse protokol og 31 PMRS teknik ville være særlig nyttig i evalueringen af sygdomme med grundlæggende abnormiteter i mitokondriefunktionen.

Adskillige tidligere undersøgelser har udforsket anvendelser af ikke-invasive teknikker til at kvantificere mitokondriefunktion i individer. For eksempel har disse teknikker vist forringet OXPHOS hos forsøgspersoner med type 2-diabetes 36. Lodi et al. først testet gennemførligheden af ​​PMRS teknikker hos forsøgspersoner med FA og fandt, at 1) det grundlæggende genetiske defekt i FA svækker skeletmuskel OXPHOS og 2) antallet af GAA triplet gentager er omvendt proportional med skeletmuskel OXPHOS 33. For nylig Nachbauer et al. brugte PMRS som et sekundært effektmål i en FA lægemiddelforsøg med 7 emner. PCR nyttiggørelse gange var signifikant længere i forsøgspersoner sammenlignet med kontroller, bekræfter Lodi tidligere arbejde og indikerer, at virkningerne af afvigende frataxin udtryk i FA kan resultere i et fald i mitokondrie kapacitet, der kan påvises ved hjælp af PMRS teknikker 58.

Pålidelige metoder kan specificere in vivo skeletmuskulatur funktion i en gennemførlig, omkostningseffektivt, og reproducerbar måde er afgørende for at forbedre underlagt resultater i en række sygdomme, der påvirker mitokondrisk funktion.

Dette arbejde skitserer en robust procedure for opnåelse in vivo maksimal oxidative kapacitet på skeletmuskel hjælp 31 PMRS. In-magnet øvelse protokol tolereres godt af individer spænder over en bred vifte af fysiske og functional evner og giver en forenklet emne opsætning ved hjælp af billig og bredt tilgængeligt udstyr.

Protocol

Denne protokol er godkendt af og følger retningslinjerne fra Ohio State University Board Institutional Review til mennesker forskning. Det er kritisk vigtigt, at alle procedurer, der involverer MR udstyr udføres af uddannet personale klæber til de højeste standarder for MR sikkerhed 59. 1. Materialer og forberedelse Sørg for, at alle nødvendige materialer er tilgængelige inden forsøget (figur 2). Sæt 31P…

Representative Results

reproducerbarhed Study Seks frivillige (4 mænd og 2 kvinder, betyder alder: 24,5 ± 6,2 år) uden selvrapporteret hjerte, metaboliske eller mitokondrie sygdom undergik sessioner af den beskrevne 31 PMRS motion og imaging teknik på 2 forskellige dage inden for 1 uge for at vurdere teknik reproducerbarhed (figur 6a). Undersøgelserne udført på normale frivillige bekræfte reproduc…

Discussion

Dette papir beskriver en standard protokol for 31 PMRS undersøgelse, der giver seriel og noninvasive in vivo måling af skeletmuskulaturen mitokondriefunktionen. Protokollen rummer betydelig appel, når de overvejer bredden af ​​undersøgelser rettet mod den voksende byrde af metabolisk syndrom og dens deraf følgende morbiditet og mortalitet. Denne 31 PMRS protokol kræver en minimal mængde scanner tid og kan inkorporeres i omfattende metaboliske undersøgelser hos forsøgspersoner …

Declarações

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

This work was supported in part by a Davis Heart and Lung Research Institute Trifit Award, as well as by the Intramural Research Program of the NIH National Institute on Aging.

Materials

1.5 T MR Scanner Siemens manufacturer will not affect results
10 cm 31P transmit-receive coil, 1.5T compatible PulseTeq manufacturer will not affect results
3 fl oz Baby Oil Johnson & Johnson manufacturer will not affect results
Foam triangle cushion (Knee) Siemens manufacturer will not affect results
(3) plastic buckle resistive straps; table to table Siemens manufacturer will not affect results
(1) plastic buckle resistive strap; self-connecting Siemens

Referências

  1. Eckel, R. H., Alberti, K. G., Grundy, S. M., Zimmet, P. Z. The metabolic syndrome. Lancet. 375 (9710), 181-183 (2010).
  2. Shulman, G. I. Ectopic fat in insulin resistance, dyslipidemia, and cardiometabolic disease. N Engl J Med. 371 (12), 1131-1141 (2014).
  3. Holmstrom, M. H., Iglesias-Gutierrez, E., Zierath, J. R., Garcia-Roves, P. M. Tissue-specific control of mitochondrial respiration in obesity-related insulin resistance and diabetes. Am J Physiol Endocrinol Metab. 302 (6), 731-739 (2012).
  4. Jheng, H. F., et al. Mitochondrial fission contributes to mitochondrial dysfunction and insulin resistance in skeletal muscle. Mol Cell Biol. 32 (2), 309-319 (2012).
  5. Petersen, K. F., et al. Mitochondrial dysfunction in the elderly: possible role in insulin resistance. Science. 300 (5622), 1140-1142 (2003).
  6. Kelley, D. E., He, J., Menshikova, E. V., Ritov, V. B. Dysfunction of mitochondria in human skeletal muscle in type 2 diabetes. Diabetes. 51 (10), 2944-2950 (2002).
  7. Liu, R., et al. Impaired mitochondrial dynamics and bioenergetics in diabetic skeletal muscle. PLoS One. 9 (3), 92810 (2014).
  8. Ha, H., Hwang, I. A., Park, J. H., Lee, H. B. Role of reactive oxygen species in the pathogenesis of diabetic nephropathy. Diabetes Res Clin Pract. 82, 42-45 (2008).
  9. Akude, E., et al. Diminished superoxide generation is associated with respiratory chain dysfunction and changes in the mitochondrial proteome of sensory neurons from diabetic rats. Diabetes. 60 (1), 288-297 (2011).
  10. Fernyhough, P. Mitochondrial dysfunction in diabetic neuropathy: a series of unfortunate metabolic events. Curr Diab Rep. 15 (11), 89 (2015).
  11. Chen, M., Wang, W., Ma, J., Ye, P., Wang, K. High glucose induces mitochondrial dysfunction and apoptosis in human retinal pigment epithelium cells via promoting SOCS1 and Fas/FasL signaling. Cytokine. 78, 94-102 (2016).
  12. Blake, R., Trounce, I. A. Mitochondrial dysfunction and complications associated with diabetes. Biochim Biophys Acta. 1840 (4), 1404-1412 (2014).
  13. Rains, J. L., Jain, S. K. Oxidative stress, insulin signaling, and diabetes. Free Radic Biol Med. 50 (5), 567-575 (2011).
  14. Serviddio, G., et al. Mitochondrial involvement in non-alcoholic steatohepatitis. Mol Aspects Med. 29 (1-2), 22-35 (2008).
  15. Perez-Carreras, M., et al. Defective hepatic mitochondrial respiratory chain in patients with nonalcoholic steatohepatitis. Hepatology. 38 (4), 999-1007 (2003).
  16. Garcia-Ruiz, I., et al. Mitochondrial complex I subunits are decreased in murine nonalcoholic fatty liver disease: implication of peroxynitrite. J Proteome Res. 9 (5), 2450-2459 (2010).
  17. Patti, M. E., Corvera, S. The role of mitochondria in the pathogenesis of type 2 diabetes. Endocr Rev. 31 (3), 364-395 (2010).
  18. Muoio, D. M., Newgard, C. B. Obesity-related derangements in metabolic regulation. Annu Rev Biochem. 75, 367-401 (2006).
  19. Bonnard, C., et al. Mitochondrial dysfunction results from oxidative stress in the skeletal muscle of diet-induced insulin-resistant mice. J Clin Invest. 118 (2), 789-800 (2008).
  20. Jheng, H. F., Huang, S. H., Kuo, H. M., Hughes, M. W., Tsai, Y. S. Molecular insight and pharmacological approaches targeting mitochondrial dynamics in skeletal muscle during obesity. Ann N Y Acad Sci. 1350, 82-94 (2015).
  21. Coen, P. M., Goodpaster, B. H. Role of intramyocelluar lipids in human health. Trends Endocrinol Metab. 23 (8), 391-398 (2012).
  22. Montgomery, M. K., Turner, N. Mitochondrial dysfunction and insulin resistance: an update. Endocr Connect. 4 (1), 1-15 (2015).
  23. Martelli, A., Puccio, H. Dysregulation of cellular iron metabolism in Friedreich ataxia: from primary iron-sulfur cluster deficit to mitochondrial iron accumulation. Front Pharmacol. 5, 130 (2014).
  24. Campuzano, V., et al. Frataxin is reduced in Friedreich ataxia patients and is associated with mitochondrial membranes. Hum Mol Genet. 6 (11), 1771-1780 (1997).
  25. Calabrese, V., et al. Oxidative stress, mitochondrial dysfunction and cellular stress response in Friedreich’s ataxia. J Neurol Sci. 233 (1-2), 145-162 (2005).
  26. Ristow, M., et al. Frataxin activates mitochondrial energy conversion and oxidative phosphorylation. Proc Natl Acad Sci U S A. 97 (22), 12239-12243 (2000).
  27. Ardehali, H., et al. Targeting myocardial substrate metabolism in heart failure: potential for new therapies. Eur J Heart Fail. 14 (2), 120-129 (2012).
  28. Ren, J., Pulakat, L., Whaley-Connell, A., Sowers, J. R. Mitochondrial biogenesis in the metabolic syndrome and cardiovascular disease. J Mol Med (Berl). 88 (10), 993-1001 (2010).
  29. Marin-Garcia, J., Goldenthal, M. J. Understanding the impact of mitochondrial defects in cardiovascular disease: a review. J Card Fail. 8 (5), 347-361 (2002).
  30. Babcock, M., et al. Regulation of mitochondrial iron accumulation by Yfh1p, a putative homolog of frataxin. Science. 276 (5319), 1709-1712 (1997).
  31. Foury, F., Cazzalini, O. Deletion of the yeast homologue of the human gene associated with Friedreich’s ataxia elicits iron accumulation in mitochondria. FEBS Lett. 411 (2-3), 373-377 (1997).
  32. Wardman, P., Candeias, L. P. Fenton chemistry: an introduction. Radiat Res. 145 (5), 523-531 (1996).
  33. Lodi, R., et al. Cardiac energetics are abnormal in Friedreich ataxia patients in the absence of cardiac dysfunction and hypertrophy: an in vivo 31P magnetic resonance spectroscopy study. Cardiovasc Res. 52 (1), 111-119 (2001).
  34. Raman, S. V., et al. Impaired myocardial perfusion reserve and fibrosis in Friedreich ataxia: a mitochondrial cardiomyopathy with metabolic syndrome. Eur Heart J. 32 (5), 561-567 (2011).
  35. Kitzman, D. W., et al. Skeletal muscle abnormalities and exercise intolerance in older patients with heart failure and preserved ejection fraction. Am J Physiol Heart Circ Physiol. 306 (9), 1364-1370 (2014).
  36. Scheuermann-Freestone, M., et al. Abnormal cardiac and skeletal muscle energy metabolism in patients with type 2 diabetes. Circulation. 107 (24), 3040-3046 (2003).
  37. Allcock, D. M., Sowers, J. R. Best strategies for hypertension management in type 2 diabetes and obesity. Curr Diab Rep. 10 (2), 139-144 (2010).
  38. Katzmarzyk, P. T., Church, T. S., Janssen, I., Ross, R., Blair, S. N. Metabolic syndrome, obesity, and mortality: impact of cardiorespiratory fitness. Diabetes Care. 28 (2), 391-397 (2005).
  39. Wang, J., et al. The metabolic syndrome predicts cardiovascular mortality: a 13-year follow-up study in elderly non-diabetic Finns. Eur Heart J. 28 (7), 857-864 (2007).
  40. Zambon, S., et al. Metabolic syndrome and all-cause and cardiovascular mortality in an Italian elderly population: the Progetto Veneto Anziani (Pro.V.A) Study. Diabetes Care. 32 (1), 153-159 (2009).
  41. Malik, S., et al. Impact of the metabolic syndrome on mortality from coronary heart disease, cardiovascular disease, and all causes in United States adults. Circulation. 110 (10), 1245-1250 (2004).
  42. Ropper, A. H., Samuels, M. A. . Adams and Victor’s Principles of Neurology. 9 edn. , (2009).
  43. Abeti, R., et al. Targeting lipid peroxidation and mitochondrial imbalance in Friedreich’s ataxia. Pharmacol Res. 99, 344-350 (2015).
  44. Li, Y., et al. Excision of Expanded GAA Repeats Alleviates the Molecular Phenotype of Friedreich’s Ataxia. Mol Ther. 23 (6), 1055-1065 (2015).
  45. Toledo, F. G., Goodpaster, B. H. The role of weight loss and exercise in correcting skeletal muscle mitochondrial abnormalities in obesity, diabetes and aging. Mol Cell Endocrinol. 379 (1-2), 30-34 (2013).
  46. Oldridge, N. B., Guyatt, G. H., Fischer, M. E., Rimm, A. A. Cardiac rehabilitation after myocardial infarction. Combined experience of randomized clinical trials. JAMA. 260 (7), 945-950 (1988).
  47. O’Connor, G. T., et al. An overview of randomized trials of rehabilitation with exercise after myocardial infarction. Circulation. 80 (2), 234-244 (1989).
  48. Ryan, T. E., Brizendine, J. T., McCully, K. K. A comparison of exercise type and intensity on the noninvasive assessment of skeletal muscle mitochondrial function using near-infrared spectroscopy. J Appl Physiol (1985). 114 (2), 230-237 (2013).
  49. Wallimann, T. Bioenergetics. Dissecting the role of creatine kinase. Curr Biol. 4 (1), 42-46 (1994).
  50. Forbes, S. C., Paganini, A. T., Slade, J. M., Towse, T. F., Meyer, R. A. Phosphocreatine recovery kinetics following low- and high-intensity exercise in human triceps surae and rat posterior hindlimb muscles. Am J Physiol Regul Integr Comp Physiol. 296 (1), 161-170 (2009).
  51. Korzeniewski, B., Rossiter, H. B. Each-step activation of oxidative phosphorylation is necessary to explain muscle metabolic kinetic responses to exercise and recovery in humans. J Physiol. 593 (24), 5255-5268 (2015).
  52. Meyer, R. A. A linear model of muscle respiration explains monoexponential phosphocreatine changes. Am J Physiol. 254 (4), 548-553 (1988).
  53. McCully, K. K., Fielding, R. A., Evans, W. J., Leigh, J. S., Posner, J. D. Relationships between in vivo and in vitro measurements of metabolism in young and old human calf muscles. J Appl Physiol (1985). 75 (2), 813-819 (1993).
  54. Layec, G., Haseler, L. J., Richardson, R. S. Reduced muscle oxidative capacity is independent of O2 availability in elderly people. Age (Dordr). 35 (4), 1183-1192 (2013).
  55. Larson-Meyer, D. E., Newcomer, B. R., Hunter, G. R., Hetherington, H. P., Weinsier, R. L. 31P MRS measurement of mitochondrial function in skeletal muscle: reliability, force-level sensitivity and relation to whole body maximal oxygen uptake. NMR Biomed. 13 (1), 14-27 (2000).
  56. Kemp, G. J., Ahmad, R. E., Nicolay, K., Prompers, J. J. Quantification of skeletal muscle mitochondrial function by 31P magnetic resonance spectroscopy techniques: a quantitative review. Acta Physiol (Oxf). 213 (1), 107-144 (2015).
  57. Lynch, D. R., et al. Near infrared muscle spectroscopy in patients with Friedreich’s ataxia. Muscle Nerve. 25 (5), 664-673 (2002).
  58. Nachbauer, W., et al. Bioenergetics of the calf muscle in Friedreich ataxia patients measured by 31P-MRS before and after treatment with recombinant human erythropoietin. PLoS One. 8 (7), 69229 (2013).
  59. Kanal, E., et al. ACR guidance document on MR safe practices: 2013. J Magn Reson Imaging. 37 (3), 501-530 (2013).
  60. Petroff, O. A., Ogino, T., Alger, J. R. High-resolution proton magnetic resonance spectroscopy of rabbit brain: regional metabolite levels and postmortem changes. J Neurochem. 51 (1), 163-171 (1988).
  61. Jubrias, S. A., Crowther, G. J., Shankland, E. G., Gronka, R. K., Conley, K. E. Acidosis inhibits oxidative phosphorylation in contracting human skeletal muscle in vivo. J Physiol. 553 (2), 589-599 (2003).
  62. Layec, G., et al. Reproducibility assessment of metabolic variables characterizing muscle energetics in vivo: A 31P-MRS study. Magn Reson Med. 62 (4), 840-854 (2009).
  63. Iotti, S., Lodi, R., Frassineti, C., Zaniol, P., Barbiroli, B. In vivo assessment of mitochondrial functionality in human gastrocnemius muscle by 31P MRS. The role of pH in the evaluation of phosphocreatine and inorganic phosphate recoveries from exercise. NMR Biomed. 6 (4), 248-253 (1993).
  64. Wren, T. A., Bluml, S., Tseng-Ong, L., Gilsanz, V. Three-point technique of fat quantification of muscle tissue as a marker of disease progression in Duchenne muscular dystrophy: preliminary study. AJR Am J Roentgenol. 190 (1), 8-12 (2008).
  65. Milani, R. V., Lavie, C. J., Mehra, M. R., Ventura, H. O. Understanding the basics of cardiopulmonary exercise testing. Mayo Clin Proc. 81 (12), 1603-1611 (2006).
  66. Wust, R. C., van der Laarse, W. J., Rossiter, H. B. On-off asymmetries in oxygen consumption kinetics of single Xenopus laevis skeletal muscle fibres suggest higher-order control. J Physiol. 591 (3), 731-744 (2013).
  67. Ryan, T. E., Brophy, P., Lin, C. T., Hickner, R. C., Neufer, P. D. Assessment of in vivo skeletal muscle mitochondrial respiratory capacity in humans by near-infrared spectroscopy: a comparison with in situ measurements. J Physiol. 592 (15), 3231-3241 (2014).
  68. Hamaoka, T., McCully, K. K., Niwayama, M., Chance, B. The use of muscle near-infrared spectroscopy in sport, health and medical sciences: recent developments. Philos Trans A Math Phys Eng Sci. 369, 4591-4604 (2011).
check_url/pt/54977?article_type=t

Play Video

Citar este artigo
Kumar, V., Chang, H., Reiter, D. A., Bradley, D. P., Belury, M., McCormack, S. E., Raman, S. V. Phosphorus-31 Magnetic Resonance Spectroscopy: A Tool for Measuring In Vivo Mitochondrial Oxidative Phosphorylation Capacity in Human Skeletal Muscle. J. Vis. Exp. (119), e54977, doi:10.3791/54977 (2017).

View Video