Summary

Pinnurvalsmetoden för påvisande av humana Norovirus på ytor

Published: February 06, 2017
doi:

Summary

A macrofoam based sampling methodology was developed and evaluated for the detection and quantification of norovirus on environmental hard surfaces.

Abstract

Mänskliga norovirus är en ledande orsak till epidemin och sporadisk gastroenterit hela världen. Eftersom de flesta infektioner är antingen sprids direkt via den person-till-person rutt eller indirekt genom miljö ytor eller mat, förorenade fomiter och livlösa ytor är viktiga fordon för spridning av viruset under norovirusutbrott.

Vi utvecklade och utvärderade ett protokoll med hjälp av makroskum svabbar för detektering och typning av humana norovirus från hårda ytor. Jämfört med fiber spets kompresser eller antistatiska våtservetter, makroskum kompresser tillåter virusutvinning (intervall 1,2-33,6%) från toalettsitsen ytor på upp till 700 cm 2. Protokollet inkluderar stegen för utvinning av viruset från bomullstopparna och ytterligare koncentration av det virala RNA med användning av centrifugeringskolonner. Totalt 127 (58,5%) av 217 pinnprover som samlats in från ytor i kryssningsfartyg och långvårdsanläggningar där norovirus gastroenterit hade varitrapporterade testat positivt för GII norovirus genom RT-qPCR. Av dessa 29 (22,8%) kunde framgångsrikt genotypas. Sammanfattningsvis, detektion av norovirus om miljö ytor använder protokollet vi utvecklat kan bidra till fastställandet av miljöföroreningar under utbrott samt detektion av virus när kliniska prover inte är tillgängliga; Det kan också underlätta övervakningen av effektiviteten i saneringsstrategier.

Introduction

Mänskliga norovirus är en ledande orsak till epidemin och sporadisk akut gastroenterit i världen en, två, tre. Viruset är mycket smittsam och överföring sker genom direkt person till person interaktion eller indirekt genom kontakt med förorenat mat, vatten eller miljö ytor. Norovirus kan kasta under längre perioder och förlängd överlevnad av viruset på miljö ytor har dokumenterats en, två, tre. Under topp avlösning, är miljarder av viruspartiklar frigörs per gram avföring och uppkastningar innehåller även ett tillräckligt antal virala partiklar att orsaka infektion 4, 5, 6, 7, 8,EF "> 9, 10. Dessutom kan överföring av viruset mellan livlösa ytor och mänsklig hud uppstår lätt 2, 11, 12. Därför kan övervakningen av miljöförorening bistå vid undersökningar av sjukdomsutbrott och bedöma effektiviteten av saneringen och desinfektion.

Flera provtagningsprotokoll miljö har beskrivits för detektion av rotavirus, colifag MS2, felint calicivirus (FCV), och bakteriofag P22 13, 14, 15, 16. Men validerings villkor som beskrivs i dessa studier, inklusive snabb uttorkning (<1 timme) och små ytor (25 x 100 cm 2), får inte tillräckligt representera inställningar. Dessutom förväntas kontamineringen av environmental ytor kräver protokoll som är i stånd att detektera mycket få viruspartiklar.

Vi utvecklade ett makroskum baserad yta provtagningsmetod för att upptäcka och typning av norovirus. Denna metod har validerats under flera norovirusutbrott. Protokollet omfattar 1) hur man samlar pinnprover från miljöytor (2) hur man bäst upprätthålla integriteten hos proverna under insamling och transport till laboratoriet, och 3) laboratorietester och typning av norovirus.

Protocol

1. Swab Provtagning i fält Använd en ren par handskar. Mäta storleken på provytan utan att röra vid ytan med hjälp av ett måttband eller linjal. Försöka uppskatta det område som så exakt som möjligt och fyller i ett formulär (Supplementary Tabell 1). Kontrollera pinnen kit för eventuella läckage och etikett provtransportväskor och pinnsatser. Flytta pinnen tvärs över provtagningsområdet på följande sätt: en stroke i horisontell riktning, en …

Representative Results

Figur 1 presenterar ett flödesschema över svabben provtagningsprotokoll. Detta protokoll består av fyra huvudsteg; 1) provsamling, 2) prov lagring och transport, 3) viralt RNA rening och koncentration och 4) RT-qPCR analys och genotypning. Figur 1: Flödesschema i slutprotokollet för miljö yta provtagning av norovirus …

Discussion

Norovirus har en 50% humant smitt dos mellan 18 och 10 tre viruspartiklar 20. Därför kan även smitta låg nivå av ytor utgör en risk för folkhälsan. Flera aspekter av pinnen provtagningsprotokoll utvärderades inklusive: 1) olika pinn material, 2) lagring skick kompresser under transport, 3) viralt RNA-koncentrationen, och 4) colifag MS2 som intern extraktion kontroll.

Tills nyligen hade endast resultatet av kompresser gjorda av bomull, polyester, ny…

Declarações

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

The authors have no acknowledgements.

Materials

Generic name for kits
Macrofoam swab Premoistened EnviroMax Swab kit  Puritan 2588060PFUW
 RNA Lysis buffer  CDC UNEX buffer Microbiologics Cat No MR0501
RNA extraction spin column Midi column Omega Biotek Cat No R6664-02
RNA purification spin column Zymol RNA Clean and Concentrator kit  Zymo Research Cat No R1016
Real time RT-PCR kit AgPath kit One-Step RT-PCR Kit Life Technologies Cat No 4387391
Conventional RT-PCR kit Qiagen one step RT-PCR kit Qiagen kit Cat No 210212
Gel extraction kit Qiagen QIAquick gel extraction kit Qiagen kit Cat No 28704 or 28706
Coliphage MS2 ATCC Cat No 15597-B1
RNA run-off transcripts Bacteriophage MS2 (ATCC No. 15597-B1) can be cultivated using Escherichia coli (E.coli) Famp (ATCC No. 700891). 
Realtime PCR platform Applied Biosystems Model ABI 7500 GI and GII RNA run off transcripts were quantified spectrophotometrically at A260, diluted in diethyl pyrocarbonate-treated water to 1 × 106 copies/ μl, and stored at −80°C with 1.0 U /μl RNasin (Promega, Madison, WI). 
Optical 96-well reaction plate Thermo Scientific Cat No 4316813
MicroAmp Clear Adhesive Film  Thermo Scientific Cat No 4306311

Referências

  1. Isakbaeva, E. T., et al. Norovirus transmission on cruise ship. Emerg. Infect. Dis. 11, 154-158 (2005).
  2. Lopman, B. A., Gastañaduy, P., Park, G. W., Hall, A. J., Parashar, U. D., Vinjé, P. Environmental transmission of norovirus gastroenteritis. Curr. Opin. Virol. 2 (1), 1-7 (2011).
  3. Malek, M., et al. Outbreak of norovirus infection among river rafters associated with packaged delicatessen meat, Grand Canyon, 2005. Clin Infect Dis. 48 (1), 31-37 (2009).
  4. Atmar, R. L., et al. Norwalk virus shedding after experimental human infection. Emerg. Infect. Dis. 14 (10), 1553-1557 (2008).
  5. Glass, R. I., Parashar, U. D., Estes, M. K. Norovirus gastroenteritis. N. Engl. J. Med. 361 (18), 1776-1785 (2009).
  6. Park, G. W., et al. Evaluation of a New Environmental Sampling Protocol for Detection of Human Norovirus on Inanimate Surfaces. Appl. Environ. Microbiol. 81 (17), 5987-5992 (2015).
  7. Barker, J., Jones, M. V. The potential spread of infection caused by aerosol contamination of surfaces after flushing a domestic toilet. J. Appl. Microbiol. 99, 339-347 (2005).
  8. Tung-Thompson, G., Libera, D. A., Koch, K. L., de Los Reyes, F. L., Jaykus, L. A. Aerosolization of a Human Norovirus Surrogate, Bacteriophage MS2, during Simulated Vomiting. PloS one. 10, 0134277 (2015).
  9. Atmar, R. L., et al. Determination of the 50% human infectious dose for Norwalk virus. J. Infect. Dis. 209 (7), 1016-1022 (2014).
  10. Petrignani, M., van Beek, J., Borsboom, G., Richardus, J. H., Koopmans, M. Norovirus introduction routes into nursing homes and risk factors for spread: a systematic review and meta-analysis of observational studies. J. Hosp. Infect. 89 (3), 163-178 (2015).
  11. . Centers for Disease Control Prevention. Norovirus outbreak in an elementary school–District of Columbia, February 2007. MMWR. Morb. Mortal. Wkly. Rep. 56 (51-52), 1340-1343 (2008).
  12. Cheesbrough, J. S., Barkess-Jones, L., Brown, D. W. Possible prolonged environmental survival of small round structured viruses. J. Hosp. Infect. 35, 325-326 (1997).
  13. Julian, T. R., Tamayo, F. J., Leckie, J. O., Boehm, A. B. Comparison of surface sampling methods for virus recovery from fomites. Appl. Environ. Microbiol. 77, 6918-6925 (2011).
  14. Taku, A., et al. Concentration and detection of caliciviruses from food contact surfaces. J. Food. Prot. 65, 999-1004 (2002).
  15. Scherer, K., Ellerbroek, L., Schulenburg, J., Johne, R., Klein, G. Application of a swab sampling method for the detection of norovirus and rotavirus on artifically contaminated food and environmental surfaces. Food. Environ. Virol. 1 (42), 42-49 (2009).
  16. Herzog, A. B., et al. Evaluation of sample recovery efficiency for bacteriophage P22 on fomites. Appl. Environ. Microbiol. 78, 7915-7922 (2012).
  17. Vega, E., et al. CaliciNet: A Novel Surveillance Network for Norovirus Gastroenteritis Outbreaks in the United States. Emerging Infectious Diseases. 17 (8), 1389-1395 (2011).
  18. Rolfe, K. J., et al. An internally controlled, one-step, real-time RT-PCR assay for norovirus detection and genogrouping. J Clin Virol. 39 (4), 318-321 (2007).
  19. Kittigul, L., et al. Norovirus GII-4 2006b variant circulating in patients with acute Thailand during a 2006-2007 study. J. Med. Virol. 82 (5), 854-860 (2010).
  20. Teunis, P. F., et al. Norwalk virus: how infectious is it. J. Med. Virol. 80 (8), 1468-1476 (2008).
  21. Wollants, E., et al. Evaluation of a norovirus sampling method using sodium dodecyl sulfate/EDTA-pretreated chromatography paper strips. J. Virol. Methods. 122, 45-48 (2004).
  22. Weir, M. H., Shibata, T., Masago, Y., Cologgi, D., Rose, J. B. The Effect of Surface Sampling and Recovery of Viruses and Non-Spore Forming Bacteria on a QMRA Model for Fomites. Environ. Sci. Technol. 50 (11), 5945-5952 (2016).
  23. . Microbiology of food and animal feed-Horizontal method for determination of hepatitis A virus and norovirus in food using real-time RT-PCR. International Organization for Standardization (ISO). , (2013).
  24. Huslage, K., Rutala, W. A., Sickbert-Bennett, E., Weber, D. J. A quantitative approach to defining “high-touch” surfaces in hospitals. Infect. Control. Hosp. Epidemiol. 31 (8), 850-853 (2010).
  25. Wu, H. M., et al. A norovirus outbreak at a long-term-care facility: the role of environmental surface contamination. Infect. Control. Hosp. Epidemiol. 26 (10), 802-810 (2005).
  26. Ikner, L. A., Gerba, C. P., Bright, K. R. Concentration and recovery of viruses from water: a comprehensive review. Food Environ. Virol. 4 (2), 41-67 (2012).
  27. Gallimore, C. I., et al. Environmental monitoring for gastroenteric viruses in a pediatric primary immunodeficiency unit. J. Clin. Microbiol. 44 (2), 395-399 (2006).
  28. Ganime, A. C., et al. Dissemination of human adenoviruses and rotavirus species A on fomites of hospital pediatric units. Am J Infect Control. , (2016).
  29. Verani, M., Bigazzi, R., Carducci, A. Viral contamination of aerosol and surfaces through toilet use in health care and other settings. Am J Infect Control. 42 (7), 758-762 (2014).
check_url/pt/55205?article_type=t

Play Video

Citar este artigo
Park, G. W., Chhabra, P., Vinjé, J. Swab Sampling Method for the Detection of Human Norovirus on Surfaces. J. Vis. Exp. (120), e55205, doi:10.3791/55205 (2017).

View Video