JoVE Journal > Immunology and Infection
Summary
Abstract
Introduction
Protocol
Resultados
Discussion
Declarações
Acknowledgements
Materials
Referências
Tadução automática
Please note that all translations are automatically generated. Click here for the English version.
Imunologia e Infecção

İnsan İnfluenza A Virüs Enfeksiyonları Zebra balığı Modeller Kullanılarak Antiviral İlaçlar Ekran ve Host Bağışıklık Hücre Yanıtları karakterize etmek

Published: January 20, 2017
doi:
10.3791/55235
, , , , , ,
1Department of Molecular and Biomedical Sciences,University of Maine, 2Graduate School of Biomedical Sciences and Engineering,University of Maine, 3School of Biology and Ecology,University of Maine, 4Division of Intramural Research, Immunity, Inflammation and Disease Laboratory,National Institute of Environmental Health Sciences, NIH, 5Department of Chemical and Biological Engineering,University of Maine

Summary

Systemic and localized zebrafish infection models for human influenza A virus are demonstrated. Using a systemic infection model, zebrafish can be used to screen antiviral drugs. Using a localized infection model, zebrafish can be used to characterize host immune cell responses.

Abstract

Each year, seasonal influenza outbreaks profoundly affect societies worldwide. In spite of global efforts, influenza remains an intractable healthcare burden. The principle strategy to curtail infections is yearly vaccination. In individuals who have contracted influenza, antiviral drugs can mitigate symptoms. There is a clear and unmet need to develop alternative strategies to combat influenza. Several animal models have been created to model host-influenza interactions. Here, protocols for generating zebrafish models for systemic and localized human influenza A virus (IAV) infection are described. Using a systemic IAV infection model, small molecules with potential antiviral activity can be screened. As a proof-of-principle, a protocol that demonstrates the efficacy of the antiviral drug Zanamivir in IAV-infected zebrafish is described. It shows how disease phenotypes can be quantified to score the relative efficacy of potential antivirals in IAV-infected zebrafish. In recent years, there has been increased appreciation for the critical role neutrophils play in the human host response to influenza infection. The zebrafish has proven to be an indispensable model for the study of neutrophil biology, with direct impacts on human medicine. A protocol to generate a localized IAV infection in the Tg(mpx:mCherry) zebrafish line to study neutrophil biology in the context of a localized viral infection is described. Neutrophil recruitment to localized infection sites provides an additional quantifiable phenotype for assessing experimental manipulations that may have therapeutic applications. Both zebrafish protocols described faithfully recapitulate aspects of human IAV infection. The zebrafish model possesses numerous inherent advantages, including high fecundity, optical clarity, amenability to drug screening, and availability of transgenic lines, including those in which immune cells such as neutrophils are labeled with fluorescent proteins. The protocols detailed here exploit these advantages and have the potential to reveal critical insights into host-IAV interactions that may ultimately translate into the clinic.

Introduction

Dünya Sağlık Örgütü (DSÖ) verilerine göre, grip virüsleri yetişkinlerin% 5-10 ve yıllık çocukların% 20-30 bulaştırmak ve şiddetli hastalık 3-5 milyon vaka neden ve dünya çapında 1 500.000 ölüm. Gribe karşı Yıllık aşı hastalığı önlemek için en iyi seçenek olmaya devam etmektedir. DSÖ Küresel Eylem Planı gibi çabalar morbidite ve mevsimsel influenza salgınları 2 ile bağlantılı ölüm azaltmak için daha güçlü aşı stratejileri içine mevsimsel aşı kullanımı, aşı üretim kapasitesi, araştırma ve geliştirme artmıştır. Nöraminidaz inhibitörleri (örn Zanamivir ve oseltamivir) gibi Antiviral ilaçlar bazı ülkelerde mevcuttur ve başlangıcı 3, 4, 5, ilk 48 saat içinde uygulandığında, hafifletici semptomlarda etkili olduğu kanıtlanmıştır. küresel çabalara rağmen, mevsimsel grip çevreleme ouinfluenza virüsü antijenik sürüklenme genellikle virüsün 6 değişen genomunun uyum mevcut yeteneklerini aştığı olarak tbreaks, şu anda müthiş bir sorun olmaya devam etmektedir. Virüsün yeni suşlar hedefleyen aşı stratejileri önceden geliştirilmeli ve bazen nedeniyle, sonunda bir grip sezonu hakim soyların türleri öngörülmeyen değişikliklere en iyi şekilde etkili daha az işlenir. Bu nedenlerden dolayı, enfeksiyonlara içeren ve mortalite azaltmak için alternatif tedavi stratejilerinin geliştirilmesi için açık bir ihtiyaç vardır. Konak-virüs etkileşiminin daha iyi bir anlayış elde ederek, yeni bir anti-grip ilaçları ve adjuvan tedavilerin 7, 8 geliştirmek mümkün olabilir.

insan konak-grip A virüsü (IAV) etkileşim karmaşıktır. insan IAV enfeksiyonu Çeşitli hayvan modelleri dahil olmak, konak-virüs etkileşimi anlamak için geliştirilmiştirfareler, kobay, pamuk sıçan, hamster, dağ gelinciği, olmasmm 9 ing. konak-IAV dinamiklerinin anlaşılmasını arttırmıştır önemli verileri sunarken, her model organizma insan tıp içine bulguları çevirmek için çalışırken dikkate alınması gereken önemli sakıncalar sahiptir. Insan influenza 9 izole bulaşmış Örneğin, en yaygın olarak kullanılan model olan fareler, hali hazırda IAV kaynaklı enfeksiyon semptomları geliştirmez. Faresi epitel hücreleri yerine insan epitelyum hücrelerinin 10 eksprese α-2,6 sialik asit bağlarının α-2,3 sialik asit bağlarının ifade beri insan influenza doğal tropizmi izole yoksun olmasıdır. İnsan IAV mevcut hemaglutinin proteini olumlu, bağlanma ve reseptör dolayımlı endositoz 9, 11 ile α-2,6 sialik asit bağlarının taşıyan konakçı hücrelere giriş izolatları </s12, 13> kadar. Sonuç olarak, artık insan influenza fare modelleri gelişmekte olan, bakım, insan hastalık yönlerini özetlemek hastalık fenotipleri ulaşmak için grip uygun suşu ile fare uygun gerginlik eşleştirmek için alınması gerektiğini kabul edilmektedir. Bunun aksine, dağ gelinciği, üst solunum yolundaki epitel hücreleri, insan hücreleri 14 benzer α-2,6 sialik asit bağlarının sahiptirler. Enfekte gelincikler insan ve kuş gribi virüslerinin 14 patojenite ve bulaşabilirliği, 15 de dahil olmak üzere insan hastalığında gözlenen patolojik ve klinik özellikleri, birçok paylaşıyoruz. Ayrıca aşı etkinliği çalışmalarda yüksek ölçüde uygundurlar. Bununla birlikte, insan influenza gelincik modeli istatistiksel olarak önemli edinimi yapmak esas boyutu ve hayvancılık maliyeti ile ilgili çeşitli dezavantajları vardırcan veriler zorlu. Buna ek olarak, gelincikleri önceden test etkinliği zorlaştıran ilaç farmakokinetiği, biyoyararlanım ve toksisite farklılıkları göstermiştir. Örneğin, dağ gelincikleri M2 iyon kanal inhibitörü amantadin 16 toksisite gösterirler. Nedenle, insan IAV enfeksiyonları ile ilgili soruları incelemek için bir hayvan modeli seçiminde, kendine özgü avantajları ve sınırlamaları ve soruşturma altında konak-virüs etkileşimin yönünü dikkate almak önemli olduğu açıktır.

Zebra balığı Danio rerio <bir bağışıklık tepkisi ev sahibi mikrobik enfeksiyon araştırmak için benzersiz bir fırsat sunmaktadır hayvan modeli, potansiyel ilaç tedavileri 17, 18, 19, 20, 21, 22, 23, birdestek sınıfı = "xref"> 24, 25, 26, 27, 28. Zebrabalıkları hücrelerin yüzeyi üzerinde α-2,6-bağlantılı sialik asit infeksiyon çalışmalarında karşılanır ve IAV 19'un bir flüoresan raportör suşu kullanılarak in vivo görüntülenmiştir IAV, karşı duyarlılığının önerdi. IAV enfekte zebrabalıkları, antiviral ifnphi1 ve mxa transkriptlerinin artmış ekspresyonu doğuştan gelen bağışıklık tepkisi teşvik edildiğini göstermiştir ve ödem ve doku tahribi içeren IAV enfekte zebra balığı görüntülenen patoloji, insan influenza enfeksiyonları gözlenene benzerdi . Ayrıca, IAV antiviral nöraminidaz inhibitörü Zanamivir sınırlı mortalite ve zebrabalıkları 19 azalmış viral replikasyon.

Bu raporda, sistem başlatma için bir protokolZebra balığı embriyolarının in ic IAV enfeksiyonları tarif edilmektedir. Bir kanıtı madde olarak klinik açıdan uygun dozlarda Zanamivir kullanılarak, anti-viral etkinlik için bileşiklerin elenmesi için zebrabalıkları IAV enfeksiyon modeli yardımcı olduğunu göstermiştir. Buna ek olarak, zebrabalıkları lokalize bir epitel IAV enfeksiyonu üretilmesi için bir protokol, anatomik ve fonksiyonel olarak benzer bir memeli akciğer 21, 29, 30, 31 olarak kabul edilir bir organ mesane yüzmek tarif edilmektedir. Bu yerelleştirilmiş IAV enfeksiyon modeli kullanılarak, enfeksiyon sitesine nötrofil göçünü IAV enfeksiyon ve inflamasyon nötrofil biyoloji rolüne soruşturma sağlayan izlenebilir. Bu zebrabalıkları modeller, insan IAV enfeksiyonlarının mevcut hayvan modelleri tamamlar ve küçük molekülleri ve nedeniyle geliştirilmiş s olasılığı bağışıklık hücrelerinin karşı etkilerini test etmek için özellikle yararlı olantatistical güç, yüksek verimli tahlillerine orta- kapasitesi ve yetenekleri ışık mikroskobu ile bağışıklık hücre davranışlarını ve fonksiyonunu izlemek için.

Protocol

Tüm iş biyogüvenlik düzeyi 2 (veya BSL2) Hastalık Kontrol (CDC) ve Kurumsal Hayvan Bakımı ve Kullanımı Komiteleri (IACUC) tarafından kurulan direktifleri doğrultusunda ABD Merkezleri tarafından açıklanan standartlar kullanılarak yapılmalıdır. güvenlik ve uyum sağlamak için uygun yetkililerle görüşmek edin. 1. Zebra balığı Bakım ve Onarım zebrafish spawn ve deneyler için embriyo gerekli sayıda toplamak. Tüm Adatto ve arkadaşları tarafında…

Representative Results

Burada, zebrafish sistemik IAV enfeksiyon ilaç etkinliği (Şekil 1A) test etmek için nasıl kullanılabileceğini gösteren veriler mevcuttur. 48 saat sonra döllenme Embriyolar, bir viral enfeksiyon başlatmak için Cuvier bir kanal yoluyla APR8 (Şekil 1C, 1F), X-31 (Şekil 1D, 1G) ya da NS1-GFP (Şekiller 1 H-1 H) enjekte edilmiştir. 48 saat sonrası döllenme de embriyoların başka kohort viral enfeksiyon <stron…

Discussion

insan konak-patojen modellemek için küçük bir hayvan kullanılarak elde edilen yararları maksimize etmek için, model sisteminin doğasında avantajları yararlanmak araştırma soruları ve hipotez sınaması çerçeve önemlidir. İnsan IAV enfeksiyonu için bir model olarak, zebra balığı, yüksek doğurganlık, optik berraklık, ilaç taraması için amenability ve nötrofiller gibi bağışıklık hücreleri etiketlemek transgenik kuşaklar mevcudiyeti de dahil olmak üzere pek çok güçlü, yer alır. Zebr…

Declarações

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

The authors wish to thank Mark Nilan for zebrafish care and maintenance and Meghan Breitbach and Deborah Bouchard for propagating NS1-GFP and determining IAV titers. This research was supported by NIGMS grant NIH P20GM103534 and the Maine Agricultural and Forest Experiment Station (Publication Number 3493).

Materials

Instant Ocean Spectrum Brands SS15-10
100 x 25 mm sterile disposable Petri dishes  VWR  89107-632
Transfer pipettes  Fisherbrand 13-711-7M
Tricaine- S (MS-222) Western Chemical
Borosilicate glass capillary with filament  Sutter Instrument  BF120-69-10
Flaming/Brown micropipette puller  Sutter Instrument  P-97
Agarose Lonza 50004
Zanamivir AK Scientific G939
Dumont #5 forceps  Electron Microscopy Sciences 72700-D
Microloader tips Eppendorf 930001007
Microscope immersion oil Olympus IMMOIL-F30CC
Microscope stage calibration slide  AmScope MR095
MPPI-3 pressure injector  Applied Scientific Instrumentation
Stereo microscope Olympus SZ61
Back pressure unit Applied Scientific Instrumentation BPU
Micropipette holder kit Applied Scientific Instrumentation MPIP
Foot switch Applied Scientific Instrumentation FSW
Micromanipulator Applied Scientific Instrumentation MM33
Magnetic base Applied Scientific Instrumentation Magnetic Base
Phenol red  Sigma-Aldrich  P-4758
Low temperature incubator VWR 2020
SteREO Discovery.V12 Zeiss
Illuminator Zeiss HXP 200C
Cold light source Zeiss  CL6000 LED
Glass-bottom multiwell plate, 24 well Mattek P24G-0-13-F
Confocal microscope Olympus IX-81 with FV-1000 laser scanning confocal system
Fluoview software Olympus
Prism v6 GraphPad
Influenza A/PR/8/34 (H1N1) virus  Charles River  490710
Influenza A X-31, A/Aichi/68 (H3N2)  Charles River  490715
Influenza NS1-GFP Referenced in Manicassamy et al. 2010
Tg(mpx:mCherry) Referenced in Lam et al. 2013
DOWNLOAD MATERIALS LIST

Referências

  1. De Clercq, E. Antiviral agents active against influenza A viruses. Nat Rev Drug Discov. 5 (12), 1015-1025 (2006).
  2. von Itzstein, M. The war against influenza: discovery and development of sialidase inhibitors. Nat Rev Drug Discov. 6 (12), 967-974 (2007).
  3. Fiore, A. E., et al. Antiviral Agents for the Treatment and Chemoprophylaxis of Influenza. Centers for Disease Control and Prevention. , 1-26 (2011).
  4. Krammer, F., Palese, P. Advances in the development of influenza virus vaccines. Nat Rev Drug Discov. 14 (3), 167-182 (2015).
  5. Ren, H., Zhou, P. Epitope-focused vaccine design against influenza A and B viruses. Curr Opin Immunol. 42, 83-90 (2016).
  6. Webster, R. G., Govorkova, E. A. Continuing challenges in influenza. Ann N Y Acad Sci. 1323, 115-139 (2014).
  7. Bouvier, N. M., Lowen, A. C. Animal Models for Influenza Virus Pathogenesis and Transmission. Viruses. 2 (8), 1530-1563 (2010).
  8. Ibricevic, A., et al. Influenza virus receptor specificity and cell tropism in mouse and human airway epithelial cells. J Virol. 80 (15), 7469-7480 (2006).
  9. Skehel, J. J., Wiley, D. C. RECEPTOR BINDING AND MEMBRANE FUSION IN VIRUS ENTRY: The Influenza Hemagglutinin. Annu Rev Biochem. 69 (1), 531 (2000).
  10. Rust, M. J., Lakadamyali, M., Zhang, F., Zhuang, X. Assembly of endocytic machinery around individual influenza viruses during viral entry. Nat Struct Mol Biol. 11 (6), 567-573 (2004).
  11. Stencel-Baerenwald, J. E., Reiss, K., Reiter, D. M., Stehle, T., Dermody, T. S. The sweet spot: defining virus-sialic acid interactions. Nature Rev Microbiol. 12 (11), 739-749 (2014).
  12. Herlocher, M. L., et al. Ferrets as a Transmission Model for Influenza: Sequence Changes in HA1 of Type A (H3N2) Virus. J Infect Dis. 184 (5), 542-546 (2001).
  13. Belser, J. A., Katz, J. M., Tumpey, T. M. The ferret as a model organism to study influenza A virus infection. Dis Model Mech. 4 (5), 575-579 (2011).
  14. Cochran, K. W., Maassab, H. F., Tsunoda, A., Berlin, B. S. Studies on the antiviral activity of amantadine hydrochloride. Ann N Y Acad Sci. 130 (1), 432-439 (1965).
  15. de Oliveira, S., Boudinot, P., Calado, A., Mulero, V. Duox1-derived H2O2 modulates Cxcl8 expression and neutrophil recruitment via JNK/c-JUN/AP-1 signaling and chromatin modifications. J Immunol. 194 (4), 1523-1533 (2015).
  16. de Oliveira, S., et al. Cxcl8 (IL-8) mediates neutrophil recruitment and behavior in the zebrafish inflammatory response. J Immunol. 190 (8), 4349-4359 (2013).
  17. Gabor, K. A., et al. Influenza A virus infection in zebrafish recapitulates mammalian infection and sensitivity to anti-influenza drug treatment. Dis Model Mech. 7 (11), 1227-1237 (2014).
  18. Galani, I. E., Andreakos, E. Neutrophils in viral infections: Current concepts and caveats. J Leukoc Biol. 98 (4), 557-564 (2015).
  19. Gratacap, R. L., Rawls, J. F., Wheeler, R. T. Mucosal candidiasis elicits NF-kappaB activation, proinflammatory gene expression and localized neutrophilia in zebrafish. Dis Model Mech. 6 (5), 1260-1270 (2013).
  20. Henry, K. M., Loynes, C. A., Whyte, M. K., Renshaw, S. A. Zebrafish as a model for the study of neutrophil biology. J Leukoc Biol. 94 (4), 633-642 (2013).
  21. Mathias, J. R., et al. Live imaging of chronic inflammation caused by mutation of zebrafish Hai1. J Cell Sci. 120 (19), 3372-3383 (2007).
  22. Shelef, M. A., Tauzin, S., Huttenlocher, A. Neutrophil migration: moving from zebrafish models to human autoimmunity. Immunol Rev. 256 (1), 269-281 (2013).
  23. Walters, K. B., Green, J. M., Surfus, J. C., Yoo, S. K., Huttenlocher, A. Live imaging of neutrophil motility in a zebrafish model of WHIM syndrome. Blood. 116 (15), 2803-2811 (2010).
  24. Yoo, S. K., et al. Differential regulation of protrusion and polarity by PI3K during neutrophil motility in live zebrafish. Dev Cell. 18 (2), 226-236 (2010).
  25. Yoo, S. K., Huttenlocher, A. Spatiotemporal photolabeling of neutrophil trafficking during inflammation in live zebrafish. J Leukoc Biol. 89 (5), 661-667 (2011).
  26. Yoo, S. K., et al. The role of microtubules in neutrophil polarity and migration in live zebrafish. J Cell Sci. 125 (23), 5702-5710 (2012).
  27. Winata, C. L., et al. Development of zebrafish swimbladder: The requirement of Hedgehog signaling in specification and organization of the three tissue layers. Dev Biol. 331 (2), 222-236 (2009).
  28. Perry, S. F., Wilson, R. J., Straus, C., Harris, M. B., Remmers, J. E. Which came first, the lung or the breath?. Comp Biochem Physiol A Mol Integr Physiol. 129 (1), 37-47 (2001).
  29. Gratacap, R. L., Bergeron, A. C., Wheeler, R. T. Modeling mucosal candidiasis in larval zebrafish by swimbladder injection. J Vis Exp. (93), e52182 (2014).
  30. Adatto, I., Lawrence, C., Thompson, M., Zon, L. I. A New System for the Rapid Collection of Large Numbers of Developmentally Staged Zebrafish Embryos. PLoS ONE. 6 (6), e21715 (2011).
  31. Manicassamy, B., et al. Analysis of in vivo dynamics of influenza virus infection in mice using a GFP reporter virus. Proc Natl Acad Sci USA. 107 (25), 11531-11536 (2010).
  32. Lawrence, C. The husbandry of zebrafish (Danio rerio): a review. Aquaculture. 269 (1), 1-20 (2007).
  33. Lam, P. -. y., Harvie, E. A., Huttenlocher, A. Heat Shock Modulates Neutrophil Motility in Zebrafish. PLoS ONE. 8 (12), e84436 (2013).
  34. Shelton, M. J., et al. Zanamivir pharmacokinetics and pulmonary penetration into epithelial lining fluid following intravenous or oral inhaled administration to healthy adult subjects. Antimicrob Agents Chemother. 55 (11), 5178-5184 (2011).
  35. Sullivan, C., Kim, C. H. Zebrafish as a model for infectious disease and immune function. Fish Shellfish Immunol. 25 (4), 341-350 (2008).
  36. MacRae, C. A., Peterson, R. T. Zebrafish as tools for drug discovery. Nat Rev Drug Discov. 14 (10), 721-731 (2015).
  37. Brandes, M., Klauschen, F., Kuchen, S., Germain, R. N. A systems analysis identifies a feedforward inflammatory circuit leading to lethal influenza infection. Cell. 154 (1), 197-212 (2013).
  38. Narasaraju, T., et al. Excessive neutrophils and neutrophil extracellular traps contribute to acute lung injury of influenza pneumonitis. Am J Pathol. 179 (1), 199-210 (2011).
  39. Pillai, P. S., et al. Mx1 reveals innate pathways to antiviral resistance and lethal influenza disease. Science. 352 (6284), 463-466 (2016).
  40. Stifter, S. A., et al. Functional Interplay between Type I and II Interferons Is Essential to Limit Influenza A Virus-Induced Tissue Inflammation. PLoS Pathog. 12 (1), e1005378 (2016).
  41. Vlahos, R., Stambas, J., Selemidis, S. Suppressing production of reactive oxygen species (ROS) for influenza A virus therapy. Trends Pharmacol Sci. 33 (1), 3-8 (2012).
  42. Palic, D., Andreasen, C. B., Ostojic, J., Tell, R. M., Roth, J. A. Zebrafish (Danio rerio) whole kidney assays to measure neutrophil extracellular trap release and degranulation of primary granules. J Immunol Methods. 319 (1-2), 87-97 (2007).
  43. Renshaw, S. A., et al. A transgenic zebrafish model of neutrophilic inflammation. Blood. 108 (13), 3976-3978 (2006).
  44. Mathias, J. R., et al. Characterization of zebrafish larval inflammatory macrophages. Dev Comp Immunol. 33 (11), 1212-1217 (2009).
  45. Pase, L., et al. Neutrophil-delivered myeloperoxidase dampens the hydrogen peroxide burst after tissue wounding in zebrafish. Curr Biol. 22 (19), 1818-1824 (2012).
  46. Drescher, B., Bai, F. Neutrophil in viral infections, friend or foe?. Virus Res. 171 (1), 1-7 (2013).
  47. Iwasaki, A., Pillai, P. S. Innate immunity to influenza virus infection. Nat Rev Immunol. 14 (5), 315-328 (2014).
  48. Kolaczkowska, E., Kubes, P. Neutrophil recruitment and function in health and inflammation. Nat Rev Immunol. 13 (3), 159-175 (2013).
  49. Summers, C., et al. Neutrophil kinetics in health and disease. Trends Immunol. 31 (8), 318-324 (2010).
  50. Tate, M. D., Brooks, A. G., Reading, P. C. The role of neutrophils in the upper and lower respiratory tract during influenza virus infection of mice. Respir Res. 9, 57 (2008).
  51. Tate, M. D., et al. Neutrophils ameliorate lung injury and the development of severe disease during influenza infection. J Immunol. 183 (11), 7441-7450 (2009).
  52. Tumpey, T. M., et al. Pathogenicity of influenza viruses with genes from the 1918 pandemic virus: functional roles of alveolar macrophages and neutrophils in limiting virus replication and mortality in mice. J Virol. 79 (23), 14933-14944 (2005).
  53. Wheeler, J. G., Winkler, L. S., Seeds, M., Bass, D., Abramson, J. S. Influenza A virus alters structural and biochemical functions of the neutrophil cytoskeleton. J Leukoc Biol. 47 (4), 332-343 (1990).
  54. de Oliveira, S., et al. Cxcl8-l1 and Cxcl8-l2 are required in the zebrafish defense against Salmonella Typhimurium. Dev Comp Immunol. 49 (1), 44-48 (2015).
  55. Harvie, E. A., Huttenlocher, A. Neutrophils in host defense: new insights from zebrafish. J Leukoc Biol. 98 (4), 523-537 (2015).

Tags

ZebrafishInfluenzaVirusAntiviralImmune ResponsePhagocytesInflammationHigh-throughputAPR-8X31NS1-GFPMicroinjectionDuct Of CuvierPosterior Cardinal VeinCirculatory SystemSystemic Infection
check_url/pt/55235?article_type=t

Play Video
PDF
DOI
DOWNLOAD MATERIALS LIST
Citar este artigo
Sullivan, C., Jurcyzszak, D., Goody, M. F., Gabor, K. A., Longfellow, J. R., Millard, P. J., Kim, C. H. Using Zebrafish Models of Human Influenza A Virus Infections to Screen Antiviral Drugs and Characterize Host Immune Cell Responses. J. Vis. Exp. (119), e55235, doi:10.3791/55235 (2017).
Baixar citação
Reimpressões e Permissões

View Video

✖

To prove you're not a robot, please enter the text in the image below

CAPTCHA Image
Play CAPTCHA Audio
Refresh Image