JoVE Journal > Medicine
Summary
Abstract
Introduction
Protocol
Resultados
Discussion
Declarações
Acknowledgements
Materials
Referências
Tadução automática
Medicina

fremstilling og<em> In vitro</em> Karakterisering af Magnetized miR-modificerede endotelceller

Published: May 02, 2017
doi:
10.3791/55567
, , , , , ,
1Reference and Translation Center for Cardiac Stem Cell Therapy (RTC), Department of Cardiac Surgery,University of Rostock, 2Physikalisch-Technische Bundesanstalt, 3Department of Radiology and Neuroradiology,Ernst-Moritz-Arndt-University Greifswald, 4Electron Microscopy Center,University of Rostock

Summary

Dette manuskript beskriver effektiv, ikke-viral administration af miR til endotelceller ved en PEI / MNP vektor og deres magnetisering. Således, ud over genetisk modifikation muliggør denne fremgangsmåde til magnetisk celle vejledning og MRI påviselighed. Teknikken kan anvendes til at forbedre egenskaberne af terapeutiske celleprodukter.

Abstract

Til dato, de tilgængelige kirurgiske og farmakologiske behandlinger for hjerte-kar-sygdomme (CVD) er begrænset og ofte palliativ. Samtidig, gen- og celleterapi er yderst lovende alternative metoder for CVD behandling. Imidlertid er bred klinisk anvendelse af genterapi stærkt begrænset af manglen på egnede genafgivelsessystemer. Udvikling af passende genafgivelse vektorer kan give en løsning på de aktuelle udfordringer i celleterapi. Især eksisterende ulemper, såsom begrænset effektivitet og lave tilbageholdelse celle i den skadede organ, kunne overvindes ved passende manipulation (dvs. genetisk) før transplantation. Den præsenterede protokol beskriver effektiv og sikker forbigående modificering af endotelceller ved anvendelse af en polyethylenimin superparamagnetisk magnetisk nanopartikel (PEI / MNP) -baseret levering vektor. Desuden er algoritmen og fremgangsmåder til celle karakterisering defineret. Den vellykkede intracellular levering af microRNA (MIR) i humane navlestrengsveneendotelceller (HUVEC'er), er nået uden at påvirke cellernes levedygtighed, funktionalitet, eller intercellulær kommunikation. Desuden blev denne fremgangsmåde vist sig at forårsage en stærk funktionel effekt i indførte eksogene miR. Vigtigere, anvendelsen af ​​denne MNP-baseret vektor sikrer celle magnetisering med ledsagende mulighederne for magnetisk målretning og ikke-invasiv MRI sporing. Dette kan tilvejebringe et grundlag for magnetisk styrede, gensplejsede celle terapeutiske midler, der kan overvåges non-invasivt med MRI.

Introduction

Gen- og celleterapi er effektive værktøjer, der har potentiale til at løse de aktuelle udfordringer i CVD behandling. På trods af, at begge disse tilgange bliver i øjeblikket testet i kliniske forsøg, er de endnu ikke klar til bred klinisk anvendelse 1. Især en fælles tilgang til at tackle udfordringerne i gen- og celleterapi er at udvikle multifunktionelle gen indføringsvektorer egnede til klinisk anvendelse. Manglen af ​​sikre og effektive genafgivelsessystemer er den største bekymring af genterapi. Samtidig, gensplejsning af cellulære produkter forud for transplantation kunne overvinde de alvorlige udfordringer celleterapi, såsom lav effektivitet (fx i hjerte- område er kun ~ 5% af funktionel forbedring opnået efter stamcelletransplantation 1 ) og dårlig retention / indpodning på stedet for skaden (dvs. celletilbageholdelse falder til under 5 – 10% inden for minutter til timer post-anvendelse, uanset indgivelsesvejen 2, 3, 4).

Til dato, virale vektorer langt større end ikke-virale systemer med hensyn til effektivitet, hvilket har resulteret i en bredere anvendelse i kliniske forsøg (~ 67%) 5. Imidlertid virale køretøjerne alvorlige risici, såsom immunogenicitet (og den efterfølgende inflammatoriske reaktion, med alvorlige komplikationer), onkogenicitet og begrænsninger i størrelsen af carried genetiske materiale 6. På grund af disse sikkerhedshensyn og de høje omkostninger ved viral vektor produktion, anvendelse af ikke-virale systemer foretrækkes i visse tilfælde 7, 8. Det er særligt egnet til sygdomme, der kræver transient genetisk korrektion, såsom ekspressionen af vækstfaktorer, der kontrollerer angiogenese (for eksempel til CVD behandling) eller levering perry af vacciner.

I vores gruppe, blev et system levering designet ved at kombinere forgrenet 25 kDa polyethylenimin (PEI) og superparamagnetiske jernoxidpartikler nanopartikler (MNP) bundet sammen af biotin-streptavidin interaktion 9. Denne vektor er et potentielt værktøj til gensplejsning af celler, hvilket muliggør deres samtidige magnetisering før transplantation. Sidstnævnte giver et grundlag for magnetisk vejledning / fastholdelse, som er særligt lovende dag, som avancerede magnetiske målretning teknikker bliver med succes udviklet 10. Endvidere er de resulterende magnetisk reagerende celler har potentialet til at være ikke-invasivt overvåget ved magnetisk resonans (MRI) eller magnetisk partikel billeddannelse 11, 12.

I tilfælde af PEI / MNP vektor, polyamin sikrer nukleinsyre kondensation og dermed beskyttelse mod nedbrydende faktor s, vektor internalisering i celler, og endosomal undslippe 5. Den MNP'er supplerer egenskaberne af PEI, ikke blot med hensyn til magnetisk vejledning, men også ved at reducere den kendte PEI toksicitet 7, 13, 14. Tidligere blev PEI / MNP vektor egenskaber tilpasset med hensyn til levering effektivitet (dvs. pDNA og miRNA) og sikkerhed ved anvendelse fibroblaster og humane mesenkymale stamceller 15, 16.

I dette manuskript, er en detaljeret protokol om anvendelse af PEI / MNP'er til generering af miRNA-modificerede celler beskrevet 17. Til dette formål er HUVEC'er anvendes og udgør en etableret model for in vitro angiogenese. De er udfordrende at transfektion og er modtagelige for giftige indflydelse 18, 19,ass = "xref"> 20. Derudover giver vi en algoritme til at vurdere sådanne celler in vitro, herunder deres målretning, intercellulær kommunikation, og MR afsløring.

Protocol

Humane navlestrenge til celleisolering blev opnået postpartum fra informerede, raske kvinder, der gav deres skriftlige samtykke til brugen af dette materiale til forskning i henhold til Helsinki-deklarationen. Den etiske komité fra University of Rostock har godkendt præsenterede undersøgelse (reg. Nr Et 2011 06, forlænget 23 september, 2013). 1. Fremstilling af transfektionskomplekser Biotinylering af polyethylenimin (PEI). Opløs forgrenet PEI i ultrarent v…

Representative Results

Hovedformålet med den foreslåede protokol er at producere magnetisk reagerende miR-modificerede celler og til at udføre deres nøjagtige karakterisering (figur 1). Som følge heraf effektivt transficerede celler, der reagerer på magnetisk selektion og vejledning og påviselige med MRI, skal indhentes. Først blev identiteterne af isolerede HUVEC'er bekræftet ved typisk farvning med endotel markør CD3…

Discussion

Produktionen af ​​genetisk manipulerede celler belastet med superparamagnetiske nanopartikler for deres videre magnetisk styret føring præsenteres i den nuværende protokol. Den vellykkede anvendelse af denne strategi muliggør løsning af visse problemer af celleterapi, såsom lav tilbageholdelse og dårlig indpodning i den skadede område 2, 3, 4, ved at tilvejebringe en målrettes celle produkt til transplantation. End…

Declarações

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

Vi vil gerne takke G. Fulda (Electron Microscopy Centre, Rostock Universitet, Tyskland) for den tekniske support i at erhverve TEM billeder af filtrerede superparamagnetiske nanopartikler og ved udførelse af deres røntgenanalyse. Det arbejde, der udføres på RTC Rostock blev støttet af Forbundsministeriet for Uddannelse og Forskning Tyskland (FKZ 0312138A, FKZ 316.159 og VIP + 03VP00241) og staten Mecklenburg-Vorpommern med EU 's strukturfonde (ESF / IV-WM-B34- 0030/10 og ESF / IV-BM-B35-0010 / 12) og af DFG (DA 1296-1), Damp-instituttet, og den tyske Heart Foundation (F / 01/12). Frank Wiekhorst blev støttet af EU FP7 forskningsprogram "NANOMAG" FP7-NMP-2013-STOR-7.

Materials

PEI 25 kDa Sigma Aldrich 408727
EZ-Link Sulfo-NHS-LC-Biotin Thermo Scientific 21335
PD-10 Desalting Columns GE Healthcare 17085101 Containing Sephadex G-25 Medium
Ninhydrin Reagent solution 2% Sigma Aldrich 7285
Glycine Sigma Aldrich 410225
Pierce Biotin Quantitation Kit Thermo Scientific 28005
 Microplate reader Model 680 Bio-Rad
Streptavidin MagneSphere Paramagnetic Particles Promega Z5481
Millex-HV PVDF Filter Merck SLHV013SL 0.45µm
Libra 120 transmission electron microscope  Zeiss Acceleration Voltage 120KV
Sapphire X-ray detector EDAX-Amatek
Cell culture plastic TPP
NHS-Esther Atto 565 ATTO-TEC GmbH AD 565-31
NHS-Esther Atto 488  ATTO-TEC GmbH AD 488-31
Cy5 miRNA Label IT kit Mirus Bio MIR 9650
Biotin Atto 565 ATTO-TEC GmbH AD 565-71
Collagense Type IV Gibco Thermo Scientific 17104019
Endothelial growth medium, EGM-2 Lonza CC-3156 & CC-4176
Penicillin/Streptomycin Thermo Scientific 15140122 100 U/ml, 100µg/ml
Matrigel BD Biosciences 356234
anti-PECAM-1 antibody Santa Cruz sc-1506
MS MACS columns Miltenyi Biotec  130-042-201
Near-IR Live/Dead Cell Stain Kit Thermo Scientific L10119
Cy3 Dye-Labeled Pre-miR Negative Control Thermo Scientific AM17120 "Cy3-miR" or "Cyanine-miR3" in the manuscript
Pre-miR miRNA Precursor Molecules – Negative Control  Thermo Scientific AM17110 "scr-miR" in the manuscript
Anti-hsa-miR92a-3p synthetic Inhibitor  Thermo Scientific AM10916
LSM 780 ELYRA PS.1 system Zeiss
Paraformaldehyde Sigma Aldrich 158127 4% solution in PBS
DAPI nuclear stain Thermo Scientific D1306
NucleoSpin RNA isolation Kit Machery-Nagel 740955
mirVana miRNA Isolation Kit Thermo Scientific AM1560
TaqMan MicroRNA Reverse Transcription Kit Thermo Scientific 4366596
StepOnePlus Real-Time PCR System Applied Biosystems
High-Capacity cDNA Reverse Transcription Kit Thermo Scientific 4368814
hsa-miR-92a TaqMan assay Thermo Scientific 000431 Mature miRNA Sequence: UAUUGCACUUGUCCCGGCCUGU
FastGene Taq Ready Mix Nippon Genetics LS27
ITGA5 TaqMan assay Thermo Scientific Hs01547673_m1
RNU6B TaqMan assay Thermo Scientific 001093
18S rRNA Endogenous Control Thermo Scientific 4333760F
Gelatin Sigma Aldrich G7041
CellTrace Calcein Red-Orange Thermo Scientific C34851
PBS Pan Biotech P04-53500
BSA Sigma Aldrich
MACS buffer Miltenyi Biotec  130-091-221
Agarose Sigma Aldrich A9539
7.1 Tesla animal MRI system Bruker Corporation A7906
ImageJ software National Institutes of Health upgraded with an AngiogenesisAnalyzer (NIH)
MPS device Bruker Biospin
Matlab software Mathworks
Ring Neodym Magnet  magnets4you GmbH RM-10x04x05-G ø 10 mm; remanescence is ~1.3T, coercivity ≥ 955 kA/m
Click-iT EdU Alexa Fluor 647 Imaging Kit Thermo Scientific C10340
FluorSave Reagent Merck 345789
Ultrasonic bath Bandelin electronic Type: RK 100 SH
DOWNLOAD MATERIALS LIST

Referências

  1. Behfar, A., Crespo-Diaz, R., Terzic, A., Gersh, B. J. Cell therapy for cardiac repair-lessons from clinical trials. Nat Rev Cardiol. 11 (4), 232-246 (2014).
  2. Zeng, L., Hu, Q., et al. Bioenergetic and functional consequences of bone marrow-derived multipotent progenitor cell transplantation in hearts with postinfarction left ventricular remodeling. Circulation. 115 (14), 1866-1875 (2007).
  3. Dib, N., Khawaja, H., Varner, S., McCarthy, M., Campbell, A. Cell therapy for cardiovascular disease: a comparison of methods of delivery. J Cardiovasc Transl Res. 4 (2), 177-181 (2011).
  4. Terrovitis, J., Lautamäki, R., et al. Noninvasive Quantification and Optimization of Acute Cell Retention by In Vivo Positron Emission Tomography After Intramyocardial Cardiac-Derived Stem Cell Delivery. J Am Coll Cardiol. 54 (17), 1619-1626 (2009).
  5. Villate-Beitia, I., Puras, G., Zarate, J., Agirre, M., Ojeda, E., Pedraz, J. L. First Insights into Non-invasive Administration Routes for Non-viral Gene Therapy. Gene Therapy – Principles and Challenges. , (2015).
  6. Nayerossadat, N., Maedeh, T., Ali, P. A. Viral and nonviral delivery systems for gene delivery. Adv Biomed Res. 1, 27 (2012).
  7. Yin, H., Kanasty, R. L., Eltoukhy, A. A., Vegas, A. J., Dorkin, J. R., Anderson, D. G. Non-viral vectors for gene-based therapy. Nat Rev Genet. 15 (8), 541-555 (2014).
  8. Chira, S., Jackson, C. S., et al. Progresses towards safe and efficient gene therapy vectors. Oncotarget. 6 (31), 30675-30703 (2015).
  9. Li, W., Ma, N., et al. Enhanced thoracic gene delivery by magnetic nanobead-mediated vector. J Gene Med. 10 (8), 897-909 (2008).
  10. Muthana, M., Kennerley, A. J., et al. Use of magnetic resonance targeting to direct cell therapy to target sites in vivo. Nat Commun. 6, 1-11 (2013).
  11. Zheng, B., von See, M. P., et al. Quantitative Magnetic Particle Imaging Monitors the Transplantation, Biodistribution, and Clearance of Stem Cells In Vivo. Theranostics. 6 (3), 291-301 (2016).
  12. Almstätter, I., Mykhaylyk, O., et al. Characterization of magnetic viral complexes for targeted delivery in oncology. Theranostics. 5 (7), 667-685 (2015).
  13. Juliano, R. L. The delivery of therapeutic oligonucleotides. Nucleic Acids Res. , (2016).
  14. Chen, J., Guo, Z., Tian, H., Chen, X. Production and clinical development of nanoparticles for gene delivery. Mol Ther Methods Clin Dev. 3, 16023 (2016).
  15. Schade, A., Delyagina, E., et al. Innovative strategy for microRNA delivery in human mesenchymal stem cells via magnetic nanoparticles. Int J Mol Sci. 14 (6), 10710-10726 (2013).
  16. Delyagina, E., Schade, A., et al. Improved transfection in human mesenchymal stem cells: effective intracellular release of pDNA by magnetic polyplexes. Nanomedicine. 9 (7), 999-1017 (2014).
  17. Voronina, N., Lemcke, H., et al. Non-viral magnetic engineering of endothelial cells with microRNA and plasmid-DNA-An optimized targeting approach. Nanomedicine. 12 (8), 2353-2364 (2016).
  18. Hunt, M. A., Currie, M. J., Robinson, B. A., Dachs, G. U. Optimizing transfection of primary human umbilical vein endothelial cells using commercially available chemical transfection reagents. J Biomol Tech. 21 (2), 66-72 (2010).
  19. Zhang, J., Wang, Z., Lin, W., Chen, S. Gene transfection in complex media using PCBMAEE-PCBMA copolymer with both hydrolytic and zwitterionic blocks. Biomaterials. 35 (27), 7909-7918 (2014).
  20. Lim, J., Dobson, J. Improved transfection of HUVEC and MEF cells using DNA complexes with magnetic nanoparticles in an oscillating field. J Genet. 91 (2), 223-227 (2012).
  21. Moore, S., Stein, W. H. A modified ninhydrin reagent for the photometric determination of amino acids and related compounds. J Biol Chem. 211 (2), 907-913 (1954).
  22. Jones, D. L., Owen, A. G., Farrar, J. F. Simple method to enable the high resolution determination of total free amino acids in soil solutions and soil extracts. Soil Biol Biochem. 34 (12), 1893-1902 (2002).
  23. Kircheis, R., Wightman, L., et al. Polyethylenimine/DNA complexes shielded by transferrin target gene expression to tumors after systemic application. Gene Ther. 8 (1), 28-40 (2001).
  24. Green, N. M. A SPECTROPHOTOMETRIC ASSAY FOR AVIDIN AND BIOTIN BASED ON BINDING OF DYES BY AVIDIN. Biochem J. 94, 23 (1965).
  25. Haugland, R. P., You, W. W. Coupling of Antibodies with Biotin. Methods Mol Biol. 418, 13-23 (2008).
  26. Braunschweig, J., Bosch, J., Heister, K., Kuebeck, C., Meckenstock, R. U. Reevaluation of colorimetric iron determination methods commonly used in geomicrobiology. J Microbiol Methods. 89 (1), 41-48 (2012).
  27. Andrade, &. #. 1. 9. 4. ;. L., Valente, M. A., Ferreira, J. M. F., Fabris, J. D. Preparation of size-controlled nanoparticles of magnetite. J Magn Magn Mater. 324 (10), 1753-1757 (2012).
  28. Barbaro, D., Di Bari, L., et al. Glucose-coated superparamagnetic iron oxide nanoparticles prepared by metal vapour synthesis are electively internalized in a pancreatic adenocarcinoma cell line expressing GLUT1 transporter. PLoS ONE. 10 (4), e0123159 (2015).
  29. Gaebel, R., Ma, N., et al. Patterning human stem cells and endothelial cells with laser printing for cardiac regeneration. Biomaterials. 32 (35), 9218-9230 (2011).
  30. Martín de Llano, J. J., Fuertes, G., Torró, I., García Vicent, C., Fayos, J. L., Lurbe, E. Birth weight and characteristics of endothelial and smooth muscle cell cultures from human umbilical cord vessels. J Transl Med. 7, 30 (2009).
  31. Bonauer, A., Carmona, G., et al. MicroRNA-92a controls angiogenesis and functional recovery of ischemic tissues in mice. Science. 324 (5935), 1710-1713 (2009).
  32. Wang, W., Li, W., et al. Polyethylenimine-mediated gene delivery into human bone marrow mesenchymal stem cells from patients. J Cell Mol Med. 15 (9), 1989-1998 (2011).
  33. Lemcke, H., Peukert, J., Voronina, N., Skorska, A., Steinhoff, G., David, R. Applying 3D-FRAP microscopy to analyse gap junction-dependent shuttling of small antisense RNAs between cardiomyocytes. J Mol Cell Cardiol. 98, 117-127 (2016).
  34. Cheng, K., Li, T. -. S., Malliaras, K., Davis, D. R., Zhang, Y., Marbán, E. Magnetic targeting enhances engraftment and functional benefit of iron-labeled cardiosphere-derived cells in myocardial infarction. Circ Res. 106 (10), 1570-1581 (2010).
  35. Strober, W. Trypan Blue Exclusion Test of Cell Viability. Curr Protoc Immunol. , A.3B.1-A.3B.2 (2001).
  36. Chorny, M., Alferiev, I. S., et al. Formulation and in vitro characterization of composite biodegradable magnetic nanoparticles for magnetically guided cell delivery. Pharm Res. 29 (5), 1232-1241 (2012).
  37. Poller, W., Löwa, N., et al. Magnetic Particle Spectroscopy Reveals Dynamic Changes in the Magnetic Behavior of Very Small Superparamagnetic Iron Oxide Nanoparticles During Cellular Uptake and Enables Determination of Cell-Labeling Efficacy. J Biomed Nanotechnol. 12 (2), 337-346 (2016).
  38. Lobsien, D., Dreyer, A. Y., Stroh, A., Boltze, J., Hoffmann, K. T. Imaging of VSOP Labeled Stem Cells in Agarose Phantoms with Susceptibility Weighted and T2* Weighted MR Imaging at 3T: Determination of the Detection Limit. PLoS ONE. 8 (5), 1-10 (2013).
  39. Hernando, D., Kühn, J. -. P., et al. R2* estimation using "in-phase" echoes in the presence of fat: the effects of complex spectrum of fat. J Magn Reson Imaging. 37 (3), 717-726 (2013).
  40. Soenen, S. J., Rivera-Gil, P., Montenegro, J. -. M., Parak, W. J., De Smedt, S. C., Braeckmans, K. Cellular toxicity of inorganic nanoparticles: Common aspects and guidelines for improved nanotoxicity evaluation. Nano Today. 6 (5), 446-465 (2011).
  41. Robert, D., Kirkton, N. B. Genetic Engineering and Stem Cells: Combinatorial Approaches for Cardiac Cell Therapy. IEEE Eng Med Biol Mag. 27 (3), 85 (2008).
  42. Chen, Y., Wang, W., et al. Development of an MRI-visible nonviral vector for siRNA delivery targeting gastric cancer. Int J Nanomedicine. 7, 359-368 (2012).
  43. Diener, Y., Jurk, M., et al. RNA-based, transient modulation of gene expression in human haematopoietic stem and progenitor cells. Sci Rep. 5, 17184 (2015).
  44. Müller, P., Voronina, N., et al. Magnet-Bead Based MicroRNA Delivery System to Modify CD133+ Stem Cells. Stem Cells Int. 2016, 1-16 (2016).
  45. Yang, H., Vonk, L. A., et al. Cell type and transfection reagent-dependent effects on viability, cell content, cell cycle and inflammation of RNAi in human primary mesenchymal cells. Eur J Pharm Sci. 53, 35-44 (2014).
  46. Chen, C. -. H., Sereti, K. -. I., Wu, B. M., Ardehali, R. Translational aspects of cardiac cell therapy. J Cell Mol Med. 19 (8), 1757-1772 (2015).
  47. Alaiti, M. A., Ishikawa, M., et al. Up-regulation of miR-210 by vascular endothelial growth factor in ex vivo expanded CD34+ cells enhances cell-mediated angiogenesis. J Cell Mol Med. 16 (10), 2413-2421 (2012).
  48. Landázuri, N., Tong, S., et al. Magnetic targeting of human mesenchymal stem cells with internalized superparamagnetic iron oxide nanoparticles. Small. 9 (23), 4017-4026 (2013).
  49. Carenza, E., Barceló, V., et al. In vitro angiogenic performance and in vivo brain targeting of magnetized endothelial progenitor cells for neurorepair therapies. Nanomedicine. 10 (1), 225-234 (2014).
  50. Kyrtatos, P. G., Lehtolainen, P., et al. Magnetic Tagging Increases Delivery of Circulating Progenitors in Vascular Injury. JACC Cardiovasc Interv. 2 (8), 794-802 (2009).
  51. Huang, Z., Shen, Y., et al. Magnetic targeting enhances retrograde cell retention in a rat model of myocardial infarction. Stem Cell Res Ther. 4 (6), 149 (2013).
  52. Wu, X., Tan, Y., Mao, H., Zhang, M. Toxic effects of iron oxide nanoparticles on human umbilical vein endothelial cells. Int J Nanomedicine. 5, 385-399 (2010).
  53. Soenen, S. J. H., Nuytten, N., De Meyer, S. F., De Smedt, S. C., De Cuyper, M. High Intracellular Iron Oxide Nanoparticle Concentrations Affect Cellular Cytoskeleton and Focal Adhesion Kinase-Mediated Signaling. Small. 6 (7), 832-842 (2010).
  54. Cheng, K., Malliaras, K., et al. Magnetic enhancement of cell retention, engraftment, and functional benefit after intracoronary delivery of cardiac-derived stem cells in a rat model of ischemia/reperfusion. Cell Transplant. 21 (6), 1121-1135 (2012).
  55. Vandergriff, A. C., Hensley, T. M., et al. Magnetic targeting of cardiosphere-derived stem cells with ferumoxytol nanoparticles for treating rats with myocardial infarction. Biomaterials. 35 (30), 8528-8539 (2014).

Tags

Keywords: Magnetized CellsMiR-modified CellsEndothelial CellsCell MagnetizationMicroRNA TransfectionPolyethyleneimeneSuper Paramagnetic Iron Oxide NanoparticlesCell TherapyRegenerative MedicineCell RetentionCell SurvivalConfocal MicroscopyStructured Illumination Microscopy
check_url/pt/55567?article_type=t

Play Video
PDF
DOI
DOWNLOAD MATERIALS LIST
Citar este artigo
Voronina, N., Lemcke, H., Wiekhorst, F., Kühn, J., Frank, M., Steinhoff, G., David, R. Preparation and In Vitro Characterization of Magnetized miR-modified Endothelial Cells. J. Vis. Exp. (123), e55567, doi:10.3791/55567 (2017).
Baixar citação
Reimpressões e Permissões

View Video

✖

To prove you're not a robot, please enter the text in the image below

CAPTCHA Image
Play CAPTCHA Audio
Refresh Image