JoVE Journal > Biology
Summary
Abstract
Introduction
Protocol
Resultados
Discussion
Declarações
Acknowledgements
Materials
Referências
Tadução automática
Please note that all translations are automatically generated. Click here for the English version.
Biologia

Glucoseopname-meting en respons op insuline stimulatie in<em> In Vitro</em> Cultured Human Primary Myotubes

Published: June 25, 2017
doi:
10.3791/55743
, , , , , ,
1CarMeN Laboratory, INSERM U1060, INRA 1397,University of Lyon, 2Department of digestive and bariatric surgery, Obesity Integrated Center, University Hospital of Edouard Herriot, Hospices Civils de Lyon,Lyon 1 University, 3Division of Endocrinology, Diabetes, Hypertension and Nutrition, Department of Clinical Medicine, Faculty of Medicine,University of Geneva

Summary

Bij deze werkwijze worden humane primaire spiercellen in vitro gekweekt om gedifferentieerde myotubes te verkrijgen en de opname van glucose wordt gemeten. Wij bieden een gedetailleerd protocol om de tarieven in basale en insuline gestimuleerde staten te kwantificeren met radioactief gemerkte [3H] 2-deoxy-D-glucose.

Abstract

Skeletspier is de grootste glucosebepaling bij zoogdieren en draagt ​​bij tot de glucose homeostase. De beoordeling van de insuline gevoeligheid van spiercellen is van groot belang voor alle studies die zijn gericht op het onderzoeken van spierglucose metabolisme en karakteriserende metabolische veranderingen. In spiercellen translateert glucose transporter type 4 (GLUT4) eiwitten naar het plasmamembraan in reactie op insuline, waardoor massale glucose in de cel wordt toegediend. Het vermogen van spiercellen om te reageren op insuline door het verhogen van de snelheid van glucose opname is een van de standaard uitlezingen om de spiercel gevoeligheid voor insuline te kwantificeren. Menselijke primaire myotubes zijn een geschikt in vitro model, omdat de cellen veel eigenschappen van het donorfenotype handhaven, inclusief insuline gevoeligheid. Dit in vitro model is ook geschikt voor de test van verbindingen die de insuline-responsiviteit kunnen beïnvloeden. Metingen van de glucose opname snelheid in gedifferentieerde myotubes weerspiegelenInsuline gevoeligheid.

Bij deze methode worden humane primaire spiercellen in vitro gekweekt om gedifferentieerde myotubes te verkrijgen en de opname van glucose met en zonder insulinerstimulatie worden gemeten. Wij bieden een gedetailleerd protocol om passieve en actieve glucosetransportcijfers te kwantificeren met radioactief gemerkte [3H] 2-deoxy-D-glucose ([ 3 H] 2dG). Berekeningsmethoden worden verstrekt om de actieve basale en insuline gestimuleerde percentages te kwantificeren, evenals stimulatievouw.

Introduction

Skeletspier is de grootste glucosebepaling bij zoogdieren en draagt ​​bij tot de glucose homeostase. Dit insuline responsieve weefsel is de primaire plaats van de glucose opname die wordt geactiveerd door insuline stimulatie 1 .

Bij type 2 diabetes wordt insuline resistentie waargenomen in verschillende weefsels, inclusief skeletspier, en leidt tot een hogere normale bloedglucoseconcentratie. Zo is het van groot belang om het niveau van de insuline gevoeligheid van dit weefsel en zijn cellen te bepalen, of het doel is om een ​​defect in een vak te karakteriseren of om de efficiëntie van een behandeling te evalueren die van plan is om deze te verbeteren. Bij menselijke of dierlijke onderwerpen is de gouden standaard techniek om insuline gevoeligheid te beoordelen, de hyperinsulinemische-euglycemische klem. In 1979 door DeFronzo geïntroduceerd en gewijzigd sinds 3 , 4 , laat de methode toe om het hele lichaam a te kwantificerenNd weefsels insuline responsiviteit gemeten als de snelheid van glucose te worden geperfuseerd onder insuline stimulatie om de normale bloedglucoseconcentratie te behouden.

Insuline gevoeligheid verkenning kan ook op het celniveau worden uitgevoerd met in vitro spiermodellen, en de meting van glucose opname tarieven blijft een efficiënt en betrouwbaar hulpmiddel om de biologische respons van de cel te kwantificeren naar insuline stimulatie 5 , 6 , 7 . In feite kwantificeert glucose opname meting de celbiologische respons op insuline stimulatie, van de binding van insuline aan de receptor tot translocatie van GLUT4 verrijkte blaasjes, en omvat intracellulaire signalering en fosforylatie cascades 8 .

Dit is van groot belang bij menselijke monsters, aangezien gedifferentieerde myotubes veel eigenschappen van het donorfenotype handhaven, met inbegrip van metabolische eigenschappenZiekten en aandoeningen waargenomen in de patiënt 9 , 10 , 11 , 12 . De myotubes tonen structurele, metabolische en fenotypische overeenkomsten met de skeletspier 13 , 14 , met inbegrip van de expressie van glucosetransporteurs 15 en de cellulaire insulinsignaalmachines 16 . Zo is de meting van de glucoseopname in primaire myotubes van belang voor het karakteriseren van het spierfenotype van een donor of het onderzoek van het effect van een interventie (medicijn, voeding of lichamelijke activiteit) op de insuline gevoeligheid in de spiercel.

De meting van glucoseopname op gekweekte myotubes is ook een betrouwbaar hulpmiddel bij het uitvoeren van experimenten die de gevoeligheid van insuline 17 , 18 wijzigen . De in vitro </Em> -model is geschikt voor de test van verbindingen die de insuline-responsiviteit kunnen verbeteren, of de verworven of geïnduceerde insulineresistentie 19 , 20 , 21 , 22 , 23 kunnen voorkomen of terugkeren.

Hier beschrijven we een gedetailleerd protocol voor cultuur en differentiëren van menselijke myotubes en het meten van celglucose opname. De methode is van toepassing op elke bron van menselijke spiervoorlopercellen, of ze afkomstig zijn uit in-lab preparaten, samenwerking of commercieel leveranciers. Immortalized spiercellijnen, respectievelijk C2C12 en L6, respectievelijk van oorsprong uit muis en rat, kunnen ook gebruikt worden voor het meten van glucoseopname met dit protocol 7 .

Wij bieden een gedetailleerd protocol om tarieven te berekenen in basale en insuline gestimuleerde staten met radioactief gemerkte [ 3 H] 2dG. THij gebruikt van een gelabelde glucose analoog zorgt voor een nauwkeurige bepaling van de glucose ingang met gereduceerd uitgangsmateriaal, een algemene voorwaarde bij het werken met primaire cellen. Het gemodificeerde glucosemolecuul is niet in staat metabolische wegen in te voeren en verzamelt zich dus binnen de cel, waardoor betrouwbare kwantificering via totale celradioactiviteit mogelijk is. Experimentele condities omvatten het gebruik van een glucosetransportremmer (cytochalasin B), en metingen worden uitgevoerd met en zonder insuline. Deze combinatie maakt het mogelijk de glucose actieve toetredingswaarden vast te stellen, evenals de berekening van de vouwverandering voor de insuline-responsindex. De methode wordt gepresenteerd met één dosis insuline gedurende een enkele incubatietijd, maar het protocol kan gemakkelijk worden aangepast voor dosis respons of tijdschool experimenten 12 .

Protocol

1. Bereiding van celcultuurmedia en -oplossingen Bereiding van cultuurmedia Bereid proliferatiemedium (PM) door Ham's F-10-medium aan te vullen met glutamine (2 mM), penicilline / streptomycine (5 μg / ml finale), 2% foetale kalf serum (FCS) en 2% serum substitutie. Bereid het differentiatiemedium (DM) door Dulbecco's Modified Eagle Medium (DMEM) met glutamine (2 mM), penicilline / streptomycine (5 μg / mL finale) en 2% FCS aan te vullen. <stro…

Representative Results

Op dag 3 bereiken myoblasten samenloop ( figuur 1A ). De myoblasten in dit stadium zijn meestal mononucleated. Medium is veranderd en op dag 8 is de differentiatie voltooid ( Figuur 1B ) (protocol sectie 2). Na 5 dagen van differentiatie zijn myotubes uitgelijnd en typisch polynucleated. Menselijke primaire myotubes werden onderworpen aan een palmitaat of een BSA-enige behandeling voor het meten van glucose opname. Cellen werden…

Discussion

Glucoseopname is een belangrijke biologische meting voor het testen van activatoren of remmers op celcultuur en hoe ze het gebruik van glucose beïnvloeden, en het vermogen van de cel om te reageren op insuline. De hier beschreven werkwijze is snel en betrouwbaar gebleken en is veel gebruikt in veel studies met primaire myotubes van gezonde proefpersonen en / of metabolisch getroffen patiënten 6 , 7 , 10 , <sup clas…

Declarações

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

De auteurs erkennen Anne Charrié bij de Radiobiology-dienst (Lyon-Sud-ziekenhuis) en de Fonds National Suisse (FNS) voor hun financiële steun.

Materials

Human primary muscle cell In house preparation from human skeletal muscle biopsies In house preparation from human skeletal muscle biopsies If not available, use commercial source
Human primary muscle cell Promocell C-12530 Should be cultured with associated media C23060 and C23061
6-well plate Corning 356400 BioCoat Collagen I Multiwell Plates
Ham's F10 Dutscher L0145-500 1 g/l glucose
Glutamine Dutscher X0551-100
penicilin/streptomycin 100x Thermo fisher scientific 15140122
Serum substitute UltroserG Pall France 15950.017 serum substitute in text
DMEM low glucose Dutscher L0064-500 1 g/l glucose
Fetal Calf Serum Eurobio CVFSVF00-01
Dulbecco's Phosphate-Buffered Saline Dutscher L0625-500 Contains Mg2+ (0.5 mM) and Ca2+ (0.9 mM)
Insulin solution human Sigma-Aldrich I9278
2-deoxy-D-glucose  Sigma-Aldrich D6134
Albumin bovine euromedex 04-100-812-E
fatty acid-free BSA Roche 10,775,835,001
palmitate Sigma-Aldrich P0500
Deoxy-D-glucose, 2-[1,2-3H (N)] PerkinElmer NET328A001MC Specific Activity: 5-10Ci (185-370GBq)/mmol, 1mCi (37MBq
Cytochalasin B Sigma-Aldrich c2743
PICO PRIAS VIAL 6ml PerkinElmer 6000192
ultima gold MW CA  PerkinElmer 6013159 scintillation liquid
bêta counter  PerkinElmer 2900TR
DOWNLOAD MATERIALS LIST

Referências

  1. Stump, C. S., Henriksen, E. J., Wei, Y., Sowers, J. R. The metabolic syndrome: role of skeletal muscle metabolism. Ann Med. 38 (6), 389-402 (2006).
  2. DeFronzo, R. A., Tobin, J. D., Andres, R. Glucose clamp technique: a method for quantifying insulin secretion and resistance. Am J Physiol. 237 (3), E214-E223 (1979).
  3. Fossum, E., Hoieggen, A., Moan, A., Nordby, G., Kjeldsen, S. E. Insulin sensitivity relates to other cardiovascular risk factors in young men: validation of some modifications of the hyperinsulinaemic, isoglycaemic glucose clamp technique. Blood Press Suppl. 2, 113-119 (1997).
  4. Heise, T., et al. Euglycaemic glucose clamp: what it can and cannot do, and how to do it. Diabetes Obes Metab. 18 (10), 962-972 (2016).
  5. Sell, H., Jensen, J., Eckel, J. Measurement of insulin sensitivity in skeletal muscle in vitro. Methods Mol Biol. 933, 255-263 (2012).
  6. Sarabia, V., Lam, L., Burdett, E., Leiter, L. A., Klip, A. Glucose transport in human skeletal muscle cells in culture. Stimulation by insulin and metformin. J Clin Invest. 90 (4), 1386-1395 (1992).
  7. Sarabia, V., Ramlal, T., Klip, A. Glucose uptake in human and animal muscle cells in culture. Biochem Cell Biol. 68 (2), 536-542 (1990).
  8. Richter, E. A., Hargreaves, M. Exercise, GLUT4, and skeletal muscle glucose uptake. Physiol Rev. 93 (3), 993-1017 (2013).
  9. Gaster, M., Kristensen, S. R., Beck-Nielsen, H., Schroder, H. D. A cellular model system of differentiated human myotubes. Apmis. 109 (11), 735-744 (2001).
  10. Bouzakri, K., et al. Reduced activation of phosphatidylinositol-3 kinase and increased serine 636 phosphorylation of insulin receptor substrate-1 in primary culture of skeletal muscle cells from patients with type 2 diabetes. Diabetes. 52 (6), 1319-1325 (2003).
  11. Scheele, C., et al. Satellite cells derived from obese humans with type 2 diabetes and differentiated into myocytes in vitro exhibit abnormal response to IL-6. PLoS One. 7 (6), e39657 (2012).
  12. Jackson, S., et al. Decreased insulin responsiveness of glucose uptake in cultured human skeletal muscle cells from insulin-resistant nondiabetic relatives of type 2 diabetic families. Diabetes. 49 (7), 1169-1177 (2000).
  13. Aas, V., et al. Are cultured human myotubes far from home?. Cell Tissue Res. 354 (3), 671-682 (2013).
  14. Bakke, S. S., et al. Myotubes from severely obese type 2 diabetic subjects accumulate less lipids and show higher lipolytic rate than myotubes from severely obese non-diabetic subjects. PLoS One. 10 (3), e0119556 (2015).
  15. Stuart, C. A., et al. Hexose transporter mRNAs for GLUT4, GLUT5, and GLUT12 predominate in human muscle. Am J Physiol Endocrinol Metab. 291 (5), E1067-E1073 (2006).
  16. Al-Khalili, L., et al. Insulin action in cultured human skeletal muscle cells during differentiation: assessment of cell surface GLUT4 and GLUT1 content. Cell Mol Life Sci. 60 (5), 991-998 (2003).
  17. Tsuka, S., et al. Promotion of insulin-induced glucose uptake in C2C12 myotubes by osteocalcin. Biochem Biophys Res Commun. 459 (3), 437-442 (2015).
  18. Gorbunov, E. A., Nicoll, J., Myslivets, A. A., Kachaeva, E. V., Tarasov, S. A. Subetta Enhances Sensitivity of Human Muscle Cells to Insulin. Bull Exp Biol Med. 159 (4), 463-465 (2015).
  19. Breen, D. M., Sanli, T., Giacca, A., Tsiani, E. Stimulation of muscle cell glucose uptake by resveratrol through sirtuins and AMPK. Biochem Biophys Res Commun. 374 (1), 117-122 (2008).
  20. Pinnamaneni, S. K., Southgate, R. J., Febbraio, M. A., Watt, M. J. Stearoyl CoA desaturase 1 is elevated in obesity but protects against fatty acid-induced skeletal muscle insulin resistance in vitro. Diabetologia. 49 (12), 3027-3037 (2006).
  21. Gastebois, C., et al. Transition from physical activity to inactivity increases skeletal muscle miR-148b content and triggers insulin resistance. Physiol Rep. 4 (17), (2016).
  22. Naimi, M., Tsakiridis, T., Stamatatos, T. C., Alexandropoulos, D. I., Tsiani, E. Increased skeletal muscle glucose uptake by rosemary extract through AMPK activation. Appl Physiol Nutr Metab. 40 (4), 407-413 (2015).
  23. Feng, Y. Z., et al. PPARdelta activation in human myotubes increases mitochondrial fatty acid oxidative capacity and reduces glucose utilization by a switch in substrate preference. Arch Physiol Biochem. 120 (1), 12-21 (2014).
  24. Perrin, L., et al. Human skeletal myotubes display a cell-autonomous circadian clock implicated in basal myokine secretion. Mol Metab. 4 (11), 834-845 (2015).
  25. Bradford, M. M. A rapid and sensitive method for the quantitation of microgram quantities of protein utilizing the principle of protein-dye binding. Anal Biochem. 72, 248-254 (1976).
  26. Bouzakri, K., et al. Malonyl CoenzymeA decarboxylase regulates lipid and glucose metabolism in human skeletal muscle. Diabetes. 57 (6), 1508-1516 (2008).
  27. Shemyakin, A., et al. Endothelin-1 reduces glucose uptake in human skeletal muscle in vivo and in vitro. Diabetes. 60 (8), 2061-2067 (2011).
  28. Alkhateeb, H., Chabowski, A., Glatz, J. F., Luiken, J. F., Bonen, A. Two phases of palmitate-induced insulin resistance in skeletal muscle: impaired GLUT4 translocation is followed by a reduced GLUT4 intrinsic activity. Am J Physiol Endocrinol Metab. 293 (3), E783-E793 (2007).
  29. Coll, T., et al. Oleate reverses palmitate-induced insulin resistance and inflammation in skeletal muscle cells. J Biol Chem. 283 (17), 11107-11116 (2008).
  30. Gaster, M., Rustan, A. C., Beck-Nielsen, H. Differential utilization of saturated palmitate and unsaturated oleate: evidence from cultured myotubes. Diabetes. 54 (3), 648-656 (2005).
  31. Hage Hassan, R., et al. Endoplasmic reticulum stress does not mediate palmitate-induced insulin resistance in mouse and human muscle cells. Diabetologia. 55 (1), 204-214 (2012).
  32. Haghani, K., Pashaei, S., Vakili, S., Taheripak, G., Bakhtiyari, S. TNF-alpha knockdown alleviates palmitate-induced insulin resistance in C2C12 skeletal muscle cells. Biochem Biophys Res Commun. 460 (4), 977-982 (2015).
  33. Hommelberg, P. P., et al. Palmitate-induced skeletal muscle insulin resistance does not require NF-kappaB activation. Cell Mol Life Sci. 68 (7), 1215-1225 (2011).
  34. Yang, M., et al. Saturated fatty acid palmitate-induced insulin resistance is accompanied with myotube loss and the impaired expression of health benefit myokine genes in C2C12 myotubes. Lipids Health Dis. 12, 104 (2013).
  35. Peng, G., et al. Oleate blocks palmitate-induced abnormal lipid distribution, endoplasmic reticulum expansion and stress, and insulin resistance in skeletal muscle. Endocrinology. 152 (6), 2206-2218 (2011).
  36. Lambernd, S., et al. Contractile activity of human skeletal muscle cells prevents insulin resistance by inhibiting pro-inflammatory signalling pathways. Diabetologia. 55 (4), 1128-1139 (2012).
  37. Nikolic, N., et al. Electrical pulse stimulation of cultured human skeletal muscle cells as an in vitro model of exercise. PLoS One. 7 (3), e33203 (2012).
  38. Hsu, F. L., et al. Antidiabetic effects of pterosin A, a small-molecular-weight natural product, on diabetic mouse models. Diabetes. 62 (2), 628-638 (2013).
  39. Zou, C., Wang, Y., Shen, Z. 2-NBDG as a fluorescent indicator for direct glucose uptake measurement. J Biochem Biophys Methods. 64 (3), 207-215 (2005).
  40. Catalano, K. J., et al. Insulin resistance induced by hyperinsulinemia coincides with a persistent alteration at the insulin receptor tyrosine kinase domain. PLoS One. 9 (9), e108693 (2014).
  41. Liu, H. Y., et al. Insulin is a stronger inducer of insulin resistance than hyperglycemia in mice with type 1 diabetes mellitus (T1DM). J Biol Chem. 284 (40), 27090-27100 (2009).
  42. Renstrom, F., Buren, J., Svensson, M., Eriksson, J. W. Insulin resistance induced by high glucose and high insulin precedes insulin receptor substrate 1 protein depletion in human adipocytes. Metabolism. 56 (2), 190-198 (2007).

Tags

Keywords: Glucose UptakeInsulin StimulationHuman Primary MyotubesMuscle MetabolismInsulin SensitivityProliferation MediumDifferentiation Medium2DGCytochalasin BDMSOMuscle Satellite CellsCell Culture
check_url/pt/55743?article_type=t

Play Video
PDF
DOI
DOWNLOAD MATERIALS LIST
Citar este artigo
Chanon, S., Durand, C., Vieille-Marchiset, A., Robert, M., Dibner, C., Simon, C., Lefai, E. Glucose Uptake Measurement and Response to Insulin Stimulation in In Vitro Cultured Human Primary Myotubes. J. Vis. Exp. (124), e55743, doi:10.3791/55743 (2017).
Baixar citação
Reimpressões e Permissões

View Video

✖

To prove you're not a robot, please enter the text in the image below

CAPTCHA Image
Play CAPTCHA Audio
Refresh Image