سوببيال الغدة المرتبطة فيروس 9 (AAV9) ناقلات تسليم في الفئران الكبار
Summary
وكان الهدف من هذه الدراسة لتطوير والتحقق من صحة وسلامة فيروس العمود الفقري الغدة المرتبطة 9 (AAV9) تسليم الجينات بوساطة باستخدام تقنية تسليم الجينات دون المستوى الرواية في الفئران البالغة.
Abstract
وقد تم الإبلاغ عن التطور الناجح للفيروس الفرعي الغدة المرتبطة فيروس 9 (AAV9) تقنية نقل ناقلات في الفئران البالغة والخنازير في السابق. باستخدام القسطرة البولي ايثيلين وضعت تحت مكان (بي-10 أو بي-5) لتسليم AAV9، وقد تجلى التعبير التحوير قوي من خلال لحمة في العمود الفقري (المادة البيضاء والرمادية) في أجزاء العمود الفقري حقنه بشكل جزئي. بسبب مجموعة واسعة من نماذج الماوس المعدلة وراثيا من أمراض الاعصاب، وهناك رغبة قوية لتطوير الجهاز العصبي المركزي قوية (نس) -Ttargeted تقنية تسليم ناقلات في الفئران البالغة. وبناء على ذلك، تصف هذه الدراسة تطوير جهاز تسليم ناقلات تحت القشرة العمود الفقري وتقنية للسماح آمنة وفعالة تسليم العمود الفقري AAV9 في الفئران C57BL / 6J الكبار. في الفئران يجمد بشكل جماعي وتخدير الفئران، والقطن الحنون (عنق الرحم 1 والقطني 1-2 مستوى القطني الشوكي) تم شقه مع إبرة حادة 34 G باستخدام مناور شيز. الثانية شيز ماثم استخدم نيبولاتور للمضي قدما إبرة حادة 36G في القطني و / أو عنق الرحم الفضاء تحت السطحية. و AAV9 ناقلات (3-5 ميكرولتر؛ 1.2 × 10 13 نسخ الجينوم (غ)) تم ترميز البروتين الأخضر الفلورسنت (غفب) ثم حقن سوباليالي. بعد الحقن، تم تقييم وظيفة عصبية (المحرك والحسية) بشكل دوري، وكانت الحيوانات نضح ثابتة بعد 14 يوما من تسليم AAV9 مع بارافورمالدهيد 4٪. أظهر تحليل أقسام الحبل الشوكي الأفقي أو المستعرض التعبير التحوير في جميع أنحاء الحبل الشوكي بأكمله، في كل من المواد الرمادي والأبيض. وبالإضافة إلى ذلك، شوهد التعبير غفب بوساطة مكثفة ريتروغراديلي في المحاور الحركية الهبوطية والخلايا العصبية في القشرة الحركية، نواة روبر، وشكلية شبكية. لم يلاحظ أي خلل عصبي في أي الحيوانات. وتظهر هذه البيانات أن تقنية تسليم ناقلات تحت القفص يمكن أن تستخدم بنجاح في الفئران البالغة، دون التسبب في إصابة الحبل الشوكي ذات الصلة بالإجراء، ويرتبط مع تجانس قوي للغاية إكسبريسسيون، عبر، ال التعريف، شوكي، نيوراكسيس.
Introduction
استخدام ناقلات آف لعلاج مجموعة متنوعة من الحبل الشوكي واضطرابات الجهاز العصبي المركزي العصبية أصبحت منصة مقبولة بشكل جيد ل أوبغريغولات بفعالية أو إسكات التعبير عن الجينات (ق) من الفائدة. واحدة من القيود الرئيسية على استخدام أكثر فعالية لهذه التكنولوجيا لعلاج اضطرابات الجهاز العصبي المركزي / العمود الفقري الحبل هو القدرة المحدودة على تقديم ناقلات آف (ق) إلى الدماغ العميق أو حبل الشوكي حمة في الثدييات الكبار.
وقد ثبت، على سبيل المثال، أن تسليم النظامية من AAV9 في القوارض الكبار والقطط، أو الرئيسيات غير البشرية هي فقط فعالة بشكل معتدل في إحداث التعبير التحوير في الخلايا العصبية في الدماغ والحبل الشوكي 1 ، 2 ، 3 . وقد تبين أيضا أن تسليم أكثر فعالية داخل القراب من ناقلات AAV9 أن يؤدي إلى التعبير التحوير محدود فقط في مجموعات تعرف تشريحيا من الخلايا العصبية. وبشكل أكثر تحديدا، فقد كان الشياطينتراتد أن قاطعة أو قطني العجزية داخل القراب AAV9 التسليم في الرئيسيات غير البشرية، والخنازير، أو القوارض يؤدي إلى مستوى عال من التعبير التحوير في العمود الفقري α- الحركات العصبية والخلايا العصبية الجذرية الظهري العقدية. ومع ذلك، الحد الأدنى أو أي تعبير في إنترنيورونس الشوكي أو محاور صاعدة أو تنازلي في المادة البيضاء ينظر 4 ، 5 ، 6 ، 7 . بشكل جماعي، وتظهر هذه البيانات أن وجود حاجز البيولوجية التشريحية فعالة للغاية، مما يمنع نشر آف تسليمها داخل إنتراثيكالي إلى حمة الشوكي أعمق.
في دراسة سابقة باستخدام الفئران البالغة والخنازير، تم تطوير تقنية تسليم ناقلات سوببيال رواية 8 . باستخدام هذا النهج، وقد أثبتت قوية جدا ومتعدد القطاعات التحوير التعبير بعد واحد بلعة تحت السطحية تسليم AAV9. وكان ينظر إلى التعبير غفب مكثفة باستمرارفي الخلايا العصبية والخلايا الدبقية، والمحاور الهبوطية / الصاعدة من خلال أجزاء العمود الفقري حقن. وأظهرت هذه الدراسة لأول مرة أن الأم الحنون يمثل الحاجز الأساسي الذي يحد من انتشار AAV9 فعالة في لحمة في العمود الفقري من الفضاء داخل القراب. في حين أن هذه التقنية التي تم تطويرها سابقا وجهاز حقن تحت الجلد من السهل نسبيا للاستخدام في القوارض الكبيرة (مثل الفئران) أو الخنازير الكبار، والنظام ليست مناسبة للاستخدام في الحيوانات الصغيرة، مثل الفئران الكبار. ونظرا لارتفاع عدد نماذج الماوس المعدلة وراثيا المتاحة من مجموعة متنوعة من الاضطرابات العصبية، وهناك حاجة واضحة لتطوير فعالة النخاع متني متجه تقنية تسليم ناقلات في الفئران. توافر مثل هذه التقنية من شأنه أن يسمح لدراسة تأثير إسكات الجينات محددة (على سبيل المثال، باستخدام شرنا) أو أوبريغولاتيون باستخدام خلية غير محددة (على سبيل المثال، الفيروس المضخم للخلايا-سمف أو أوبيكيتين) أو خلية محددة (على سبيل المثال، سينابسين أو غليال الحمضية الليفيةالبروتين (غفاب)) المروجين خلال مرحلة ما بعد الولادة في مرحلة مبكرة أو تحت ظروف مريضة.
وبناء على ذلك، في هذه الدراسة، قمنا بتطوير والتحقق من صحة نظام تسليم ناقلات تحت القشرية مصغرة التي يمكن استخدامها على نحو فعال في الفئران الكبار. وبالمثل، كما هو الحال في الدراسات الفئران والخنازير السابقة، ويوضح هذا العمل التعبير التحوير قوية في جميع أنحاء الحمة الشوكي بعد واحد البلعة تحت الجلد تسليم AAV9 في الفئران. بساطة هذا النهج، والتحمل جيد جدا من الفئران حقن إلى تسليم AAV9 تحت السطحية، وفعالية عالية للتعبير التحوير في حمة الشوكي تشير إلى أن هذه التقنية يمكن تنفيذها على نحو فعال في أي إعداد المختبر واستخدامها في التجارب التي تستهدف التعبير الجيني في العمود الفقري.
Protocol
Representative Results
Discussion
وتصف الدراسة الحالية تقنية ناقلات تحت القفص (AAV9) تسليم الفئران البالغة. كما هو مبين في الفيديو المصاحب، يمكن استخدام هذا النهج والتقنية على نحو فعال، شريطة أن يتم تصنيع الأدوات المطلوبة والإبرة اختراق بيا إبرة وحقن تحت الجلد بشكل صحيح، وفقا للمواصفات المعمول بها واخ…
Declarações
The authors have nothing to disclose.
Acknowledgements
وقد دعمت هذه الدراسة من قبل مؤسسة سانبورك ومنحة مؤسسة ألسا (مارتن مارسالا)؛ البرنامج الوطني للاستدامة، رقم المشروع LO1609 (وزارة التعليم التشيكية والشباب والرياضة)؛ و رفو: 67985904 (ستيفان جوهاس وجانا جوهاسوفا).
Materials
| C57BL/6J Mice | Jackson Labs | 664 | |
| Lab Standard Stereotaxic for Mice | Harvard Apparatus | 72-9568 | |
| Mouse Spinal Adaptor | Harvard Apparatus | 72-4811 | |
| XYZ Manipulator | Stoelting | 51604 | |
| Manual Infusion Pump | Stoelting | 51218 | |
| 34G Beveled Nanofill Needle | World Precision Instruments | NF34BV-2 | |
| 36G Blunt Nanofill needle | World Precision Instruments | NF-36BL-2 | |
| Fluriso, Isoflurane | MWI Veterinary Supply | 502017 | |
| Chlorhexidine Solution | MWI Veterinary Supply | 501027 | |
| 20G Stainless Steel Needle | Becton-Dickinson | 305175 | |
| 23G Stainless Steel Needle | Becton-Dickinson | 305145 | |
| 30G Stainless Steel Needle | Becton-Dickinson | 305128 | |
| Cotton Tipped Applicator | MWI Veterinary Supply | 27426 | |
| Glass Capillary Beveller | Narishige International | SM-25B | |
| Slide Microscope Superfrost | Leica Microsystems | M80 | |
| 50μl Microsyringe | Hamilton | 81242 | |
| BD Intramedic PE-20 Tubing | Becton, Dickinson | 427406 | |
| BD Intramedic PE-10 Tubing | Becton, Dickinson | 427401 | |
| 4-0 monofilament suture | VetOne | V1D397 | |
| Glass Capillary Beveller | Narishige | Pipet Micro Grinder EG-40 | |
| 5 min Epoxy (Epoxy Clear) | Devcon | 14310 | |
| Euthanasia Solution | MWI Veterinary Supply | 11168 | |
| Heparin Inj 1000U/mL | MWI Veterinary Supply | 54254 | |
| Paraformaldehyde | Sigma-Aldrich | 158127 | |
| Sucrose | Sigma-Aldrich | S0389 | |
| Anti NeuN Antibody | EMD-Millipore | ABN78 | Primary Rabbit Polyclonal Antibody, 1:1000 |
| Anti-Choline Acetyltransferase (CHAT) Antibody | EMD-Millipore | AB144P | Primary Goat Polyclonal Antibody, 1:100 |
| Anti GFP Antibody | Aves Labs | GFP-1020 | Primary Chicken Polyclonal Antibody, 1:1000 |
| Donkey anti-Rabbit IgG (H+L) Secondary Antibody, Alexa Fluor 594 | ThermoFisher Scientific | A21207 | Secondary Antibody, 1:1000 |
| Donkey anti-Rabbit IgG Secondary Antibody, Alexa Fluor 680 | ThermoFisher Scientific | A10043 | Secondary Antibody, 1:1000 |
| Donkey anti-Chicken IgY Secondary Antibody, Alexa Fluor 488 | Jackson Immunoresearch Labs | 703-545-155 | Secondary Antibody, 1:1000 |
| Donkey Anti-Goat IgG H&L (Alexa Fluor 647 | Abcam | ab150131 | Secondary Antibody, 1:1000 |
| Slide Microscope Superfrost | Fisher Scientific | 12-550-143 | |
| ProLong Gold Antifade Mountant | Fisher Scientific | P36930 | |
| Epifluorescence Microscope | Zeiss | Zeiss AxioImager M2 | |
| Fluorescence Confocal Microscope | Olympus | Olympus FV1000 | |
| Dextran | Polysciences, Inc | 19411 | |
| AAV9-UBC-GFP | UCSD Viral Vector Core Laboratory | ||
Referências
- Foust, K. D., et al. Intravascular AAV9 preferentially targets neonatal neurons and adult astrocytes. Nat Biotechnol. 27 (1), 59-65 (2009).
- Duque, S., et al. Intravenous administration of self-complementary AAV9 enables transgene delivery to adult motor neurons. Mol Ther. 17 (7), 1187-1196 (2009).
- Gray, S. J., et al. Preclinical differences of intravascular AAV9 delivery to neurons and glia: a comparative study of adult mice and nonhuman primates. Mol Ther. 19 (6), 1058-1069 (2011).
- Meyer, K., et al. Improving single injection CSF delivery of AAV9-mediated gene therapy for SMA: a dose-response study in mice and nonhuman primates. Mol Ther. 23 (3), 477-487 (2015).
- Foust, K. D., et al. Therapeutic AAV9-mediated suppression of mutant SOD1 slows disease progression and extends survival in models of inherited ALS. Mol Ther. 21 (12), 2148-2159 (2013).
- Passini, M. A., et al. Translational fidelity of intrathecal delivery of self-complementary AAV9-survival motor neuron 1 for spinal muscular atrophy. Hum Gene Ther. 25 (7), 619-630 (2014).
- Bell, P., et al. Motor neuron transduction after intracisternal delivery of AAV9 in a cynomolgus macaque. Hum Gene Ther Methods. 26 (2), 43-44 (2015).
- Miyanohara, A., et al. Potent spinal parenchymal AAV9-mediated gene delivery by subpial injection in adult rats and pigs. Mol Ther Methods Clin Dev. 3, 16046 (2016).
- Xu, Q., et al. In vivo gene knockdown in rat dorsal root ganglia mediated by self-complementary adeno-associated virus serotype 5 following intrathecal delivery. PLoS One. 7 (3), 32581 (2012).
- Xiao, X., Li, J., Samulski, R. J. Production of high-titer recombinant adeno-associated virus vectors in the absence of helper adenovirus. J Virol. 72 (3), 2224-2232 (1998).
