Summary

Expansion und Adipogenese Induktion von Adipozyten-Progenitoren aus perivaskulärem Fettgewebe, isoliert durch magnetisch aktivierte Zellsortierung

Published: June 30, 2017
doi:

Summary

Hier berichten wir über eine Methode zur Isolierung von Adipozyten-Progenitor-Zellen (APC) -Populationen aus perivaskulärem Adipositus (PVAT) mittels magnetisch-aktivierter Zellsortierung (MCS). Diese Methode ermöglicht eine erhöhte Isolierung von APC pro Gramm Fettgewebe im Vergleich zu Fluoreszenz-aktivierter Zellsortierung (FACS).

Abstract

Die Erweiterung des perivaskulären Adipositus (PVAT), ein wichtiger Regulator der Gefäßfunktion durch parakrine Signalisierung, steht in direktem Zusammenhang mit der Entwicklung von Hypertonie bei Adipositas. Das Ausmaß der Hypertrophie und Hyperplasie hängt von der Depotposition, dem Geschlecht und der Art der Adipocyten-Progenitor-Zelle (APC) -Phänotypen ab. Techniken, die für die APC- und Präadipozyten-Isolierung in den letzten 10 Jahren verwendet wurden, haben die Genauigkeit, mit der einzelne Zellen auf der Basis spezifischer Zelloberflächenmarker identifiziert werden können, drastisch verbessert. Allerdings kann die Isolierung von APC und Adipozyten aufgrund der Zerbrechlichkeit der Zelle eine Herausforderung sein, besonders wenn die intakte Zelle für Zellkulturanwendungen erhalten bleiben muss.

Magnetisch aktivierte Zellsortierung ( MCS) stellt eine Methode zur Isolierung einer größeren Anzahl von lebensfähigen APC pro Gewichtseinheit von Fettgewebe zur Verfügung. APC, das von MCS geerntet wird, kann für in vitro Protokolle verwendet werden, um prea zu erweiternDipozyten und differenzieren sie in Adipozyten durch Verwendung von Wachstumsfaktor-Cocktails, die die Analyse des produktiven und adipogenen Potentials ermöglichen, das von den Zellen zurückgehalten wird. Dieses Experiment konzentrierte sich auf die Aorten- und Mesenterial-PVAT-Depots, die bei der Entwicklung von Herz-Kreislauf-Erkrankungen bei der Expansion eine Schlüsselrolle spielen. Diese Protokolle beschreiben Methoden zur Isolierung, Erweiterung und Differenzierung einer definierten Population von APC. Dieses MCS-Protokoll ermöglicht die Isolierung in jedem Experiment, wo Zellsortierung mit minimaler Ausrüstung oder Training erforderlich ist. Diese Techniken können weitere Experimente unterstützen, um die Funktionalität bestimmter Zellpopulationen basierend auf der Anwesenheit von Zelloberflächenmarkern zu bestimmen.

Introduction

Perivaskuläres Fettgewebe (PVAT) ist aufgrund seiner Nähe zu den Blutgefäßen eine wichtige Parakrin-Signalisierungskomponente in der Gefäßfunktion 1 . Die Erweiterung dieses Fettgewebes hängt vom Phänotyp der Adipocyten-Progenitor-Zellen (APC) 2 , 3 ab . Die Isolierung von Zellen aus adipösen Geweben ist schwierig, da primäre Adipozyten zerbrechlich, schwimmfähig und reich an Größe sind. Bestimmte Isolationstechniken können auch den Zellphänotyp und die Morphologie verändern, indem sie die entzündliche Proteinsynthese erhöhen und die adipogene Genexpression 4 reduzieren und die Bedeutung eines Protokolls hervorheben, das die Integrität der Zellen beibehält.

Die Kultur der Primärzellen und der spezifischen Präadipozyten-Subpopulationen ergibt einen reduktionistischen Ansatz für das Wachstum von In-vivo und behält das äquivalente zelluläre genetische Make-up 5 beiMich mit diesen Zellen ist begrenzt wegen der Verschlechterung mit Alterung oder Seneszenz 6 . Präadipozyten aus verschiedenen adipösen Depots, einschließlich subkutaner und omentaler Depots, zeigen auch Unterschiede in der Proliferation 7 , was die Bedeutung des Sammelns von Zellen aus spezifischen anatomischen Stellen hervorhebt. Vorläuferzellen aus nicht-PVAT-weißen adipösen Depots wurden in früheren Studien 7 , 8 , 9 charakterisiert, aber weniger ist bekannt über PVAT APC-Phänotypen.

Die hier beschriebenen Techniken erlauben die Analyse spezifischer und definierter APC-Populationen mit minimaler Auswirkung auf ihre Morphologie, ihre Lebensfähigkeit und ihr Potenzial zur Proliferation und Differenzierung. Magnetisch aktivierte Zellsortierung (MCS) ist nachgeschalteten Anwendungen wie Kultur möglich, da sich die Kügelchen auflösen, ohne die Zelle zu verändern. MCS ist auch ökonomisch, und sobald der Antikörper conKonzentrationen wurden standardisiert, die Notwendigkeit für Durchflusszytometrie-Assays ist minimal. In-vitro- Studien mit PVAT-Vorläufern können auch einen Einblick in das Potenzial geben, das diese Primärzellen haben können.

Protocol

Alle in diesem Papier beschriebenen Verfahren folgen den Richtlinien des Institutional Animal Care and Use Committee (IACUC) der Michigan State University. Alle Puffer und Medien sollten vor Licht geschützt werden. 1. Vorbereitung von Puffern, Medien und Instrumenten Kocher Ringer Bicarbonat-gepufferte Lösung (KRBB): 135 mM Natriumchlorid, 5 mM Kaliumchlorid, 1 mM Magnesiumsulfat, 0,4 mM Kaliumphosphat dibasisch, 5,5 mM Glucose, 1% Antibiotikum / Antimykotikum (10.000 Einheiten …

Representative Results

Die Proliferationsfähigkeit von Präadipozyten und das adipogene Potential von Adipozytenvorläufern sind Merkmale, die in vitro beibehalten werden 11 . In vitro- Proliferation von isoliertem SVF und APC aus aPVAT wurden mPVAT und GON von männlichen Ratten bei 8, 24, 48 und 96 h nach dem Plattieren unter Verwendung eines quantitativen DNA-Assays bewertet. Es wurden keine Ortsunterschiede in der SVF-Expansionsrate zu irgendeinem Zeitpunkt beobac…

Discussion

Im Mittelpunkt des vorliegenden Experiments steht die Isolierung, Expansion und adipogene Induktion von APC aus PVAT-Depots. Hier stellen wir ein Protokoll zur Isolierung von APC vor, das auf der Identifizierung von Zellen basiert, die die Oberflächenmarker CD34 und PDGFRα exprimieren. Diese Oberflächenproteine ​​wurden zuvor auf APC mit hohen Proliferationsraten und dem Potential identifiziert, in weiße oder braune Adipozyten in verschiedenen adipösen Depots 14 , <sup class="…

Declarações

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

Die Contreras und Watts Laboratories und Dr. William Raphael. Diese Experimente wurden von NHLBI F31 HL128035-01 (Gewebeverdauungsprotokoll-Standardisierung), NHLBI 5R01HL117847-02 und 2P01HL070687-11A1 (Tiere) und NHLBI 5R01HL117847-02 (Zellisolation und Kultur) unterstützt.

Materials

Tissue Dissection
Dissecting Dishes Handmade with Silicone
Culture Petri Dish Pyrex 7740 Glass
Silicone Elastomer Dow Corning Sylgard 170 Kit
Braided Silk Suture Harvard Apparatus 51-7615 SP104
Stereomicroscope MZ6 Leica 10447254
Stereomaster Microscope Fiber-Optic Light Source Fisher Scientific 12562-36
Vannas Scissors George Tiemann & Co 160-150
Splinter Forceps George Tiemann & Co 160-55
Tissue Scissors George Tiemann & Co 105-400
KRBB Solution
Sodium Chloride Sigma-Aldrich 7647-14-5
Potassium Chloride Sigma-Aldrich 7447-40-7
Magnesium Sulfate Sigma-Aldrich 7487-88-9
Potassium Phosphate Dibasic Sigma-Aldrich 7758-114
Glucose Sigma-Aldrich 50-99-7
Antibiotic/Antimicotic Corning 30-004-CI
HEPES Corning 25-060-CI
Tissue Digestion
Collagenase Type 1 Worthington Biochemical LS004196
Bovine Serum Albumin Fisher Scientific 9048-46-8
Red Blood Cell Lysis Buffer BioLegend 420301 1X Working Solution
Water Bath Thermo-Fisher Scientific 2876 Reciprocal Shaking Bath
Biosafety Cabinet Thermo-Fisher Scientific 1385
Rotisserie Incubator Daigger EF4894C
100 µm Cell Strainer Thermo-Fisher Scientific 22-363-549 Yellow
40 µm Cell Strainer Thermo-Fisher Scientific 22-363-547 Blue
Hemocytometer Cole-Parmer UX-79001-00
Trypan Blue Sigma-Aldrich 93595
Cell Isolation
OctoMACS Kit Miltenyi Biotech 130-042-108
(DMEM):F12 Medium Corning 90-090 Medium Base
Fetal Bovine Serum Corning 35016CV USA Origins
Normal Donkey Serum AbCam AB7475
Anti-CD34 Santa Cruz SC-7324 FITC conjugated
Anti-PDGFRα Thermo-Fisher Scientific PA5-17623
Donkey Anti-Rabbit IgG Jackson ImmunoResearch 712-007-003
PBS 10X Corning 46-013-CM 1X Working Solution
EDTA Fisher Scientific 15575020
Cell Culture
CO2 Cell Incubator Thermo-Fisher Scientific 51030285 Heracell 160i 
6-Well Plates Corning 3516 TC-Treated
48- Well Plates Corning 3548 TC-Treated
96-Well Plates, Black Wall Corning 353376 TC-Treated
Sodium Bicarbonate Sigma-Aldrich 144-55-8 TC-Treated
Fetal Calf Serum Corning 35011CV USA Origins
Ascorbic Acid Sigma-Aldrich 50-81-7
Biotin Sigma-Aldrich 58-85-5
Pantothenate Sigma-Aldrich 137-08-6
L-Glutamine Corning 61-030
Bone Morphogenic Protein 4 Prospec Bio CYT-081
Epidermal Growth Factor PeproTech 400-25
Leukemia Inhibitory Factor PeproTech 250-02
Platelet-derived Growth Factor BB Prospec Bio CYT-740
Basic Fibroblast Growth Factor PeproTech 450-33
Insulin Corning 25-800-CR ITS Solution
IBMX Sigma-Aldrich 28822-58-4
Dexamethasone Sigma-Aldrich 50-02-2
T3 (Triiodothyronine) Sigma-Aldrich 6893-023
Cell Analysis
CyQUANT Proliferation Assay Thermo-Fisher Scientific C7026
AdipoRed Fluorescence Assay Reagent Lonza PT-7009
Oil Red O Lipid Dye Reagent Sigma-Aldrich O1391 In Solution
M1000 Microplate Reader Tecan
Eclipse Inverted Microscope Nikon
Digital Sight DS-Qil Camera Nikon

Referências

  1. Watts, S. W., et al. Chemerin connects fat to arterial contraction. Arterioscler Thromb Vasc Biol. 33 (6), 1320-1328 (2013).
  2. Dodson, M. V., et al. Adipose depots differ in cellularity, adipokines produced, gene expression, and cell systems. Adipocyte. 3 (4), 236-241 (2014).
  3. Police, S. B., Thatcher, S. E., Charnigo, R., Daugherty, A., Cassis, L. A. Obesity promotes inflammation in periaortic adipose tissue and angiotensin II-induced abdominal aortic aneurysm formation. Arterioscler Thromb Vasc Biol. 29 (10), 1458-1464 (2009).
  4. Ruan, H., Zarnowski, M. J., Cushman, S. W., Lodish, H. F. Standard isolation of primary adipose cells from mouse epididymal fat pads induces inflammatory mediators and down-regulates adipocyte genes. J Biol Chem. 278 (48), 47585-47593 (2003).
  5. Stacey, G. . in eLS. , (2001).
  6. Swim, H. E., Parker, R. F. Culture characteristics of human fibroblasts propagated serially. Am J Hyg. 66 (2), 235-243 (1957).
  7. Van Harmelen, V., Rohrig, K., Hauner, H. Comparison of proliferation and differentiation capacity of human adipocyte precursor cells from the omental and subcutaneous adipose tissue depot of obese subjects. Metabolism. 53 (5), 632-637 (2004).
  8. Roncari, D. A., Lau, D. C., Kindler, S. Exaggerated replication in culture of adipocyte precursors from massively obese persons. Metabolism. 30 (5), 425-427 (1981).
  9. Church, C. D., Berry, R., Rodeheffer, M. S. Isolation and study of adipocyte precursors. Methods Enzymol. 537, 31-46 (2014).
  10. Fontana, L., Eagon, J. C., Trujillo, M. E., Scherer, P. E., Klein, S. Visceral fat adipokine secretion is associated with systemic inflammation in obese humans. Diabetes. 56 (4), 1010-1013 (2007).
  11. Tchkonia, T., et al. Fat depot-specific characteristics are retained in strains derived from single human preadipocytes. Diabetes. 55 (9), 2571-2578 (2006).
  12. Macotela, Y., et al. Intrinsic differences in adipocyte precursor cells from different white fat depots. Diabetes. 61 (7), 1691-1699 (2012).
  13. Contreras, G. A., Thelen, K., Ayala-Lopez, N., Watts, S. W. The distribution and adipogenic potential of perivascular adipose tissue adipocyte progenitors is dependent on sexual dimorphism and vessel location. Physiol Rep. 4 (19), (2016).
  14. Lee, Y. H., Petkova, A. P., Granneman, J. G. Identification of an adipogenic niche for adipose tissue remodeling and restoration. Cell Metab. 18 (3), 355-367 (2013).
  15. Lee, Y. H., Petkova, A. P., Mottillo, E. P., Granneman, J. G. In vivo identification of bipotential adipocyte progenitors recruited by beta3-adrenoceptor activation and high-fat feeding. Cell Metab. 15 (4), 480-491 (2012).
  16. Ahrens, M., et al. Expression of human bone morphogenetic proteins-2 or -4 in murine mesenchymal progenitor C3H10T1/2 cells induces differentiation into distinct mesenchymal cell lineages. DNA Cell Biol. 12 (10), 871-880 (1993).
  17. Bowers, R. R., Lane, M. D. A role for bone morphogenetic protein-4 in adipocyte development. Cell Cycle. 6 (4), 385-389 (2007).
  18. Schulz, T. J., Tseng, Y. H. Emerging role of bone morphogenetic proteins in adipogenesis and energy metabolism. Cytokine Growth Factor Rev. 20 (5-6), 523-531 (2009).
  19. Choi, J. R., et al. In situ normoxia enhances survival and proliferation rate of human adipose tissue-derived stromal cells without increasing the risk of tumourigenesis. PLoS One. 10 (1), 0115034 (2015).
  20. Gupta, R. K., et al. Zfp423 expression identifies committed preadipocytes and localizes to adipose endothelial and perivascular cells. Cell Metab. 15 (2), 230-239 (2012).
  21. Rodeheffer, M. S., Birsoy, K., Friedman, J. M. Identification of white adipocyte progenitor cells in vivo. Cell. 135 (2), 240-249 (2008).
  22. Scott, M. A., Nguyen, V. T., Levi, B., James, A. W. Current methods of adipogenic differentiation of mesenchymal stem cells. Stem Cells Dev. 20 (10), 1793-1804 (2011).
  23. Edmondson, R., Broglie, J. J., Adcock, A. F., Yang, L. Three-dimensional cell culture systems and their applications in drug discovery and cell-based biosensors. Assay Drug Dev Technol. 12 (4), 207-218 (2014).
check_url/pt/55818?article_type=t

Play Video

Citar este artigo
Thelen, K., Ayala-Lopez, N., Watts, S. W., Contreras, G. A. Expansion and Adipogenesis Induction of Adipocyte Progenitors from Perivascular Adipose Tissue Isolated by Magnetic Activated Cell Sorting. J. Vis. Exp. (124), e55818, doi:10.3791/55818 (2017).

View Video