마우스 모델에서 아교 모세포종에 치료 용 줄기 세포 비강 전달
Summary
줄기 세포는 내재 된 종양 향성으로 인해 뇌종양 치료제로서 유망한 치료제입니다. 비 침습적 비강 내 줄기 세포 전달은 혈액 뇌 장벽을 우회하여 임상 번역의 가능성을 보여줍니다. 이 기사는 신경 교종 마우스 모델에서 비강 줄기 세포 전달의 기본 원리를 요약합니다.
Abstract
뇌 악성 종양에 대한 내재적 향성은 줄기 세포를 악성 종양 치료제의 유망한 매개체로 만듭니다. 비강 내 경로를 통한 치료 줄기 세포의 전달은 두개 내 이식이나 전신 경로를 통한 전달과 비교하여 비 침습적 특성으로 인해 임상 번역 가능성이 높은 최근에 발견 된 대안 전략입니다. 혈액 뇌 장벽의 부족은 비강 두뇌 진입을 겪고있는 줄기 세포의 치료 가능성을 더욱 강화시킵니다. 이 기사는 본 연구에 사용 된 필수 기술을 요약하고 마우스 모델의 두개강 내 신경 교종 이종 이식편을 사용하여 줄기 세포 전달을위한 비강 내 전략의 기본 원리를 개략적으로 설명합니다. 우리는 특정 사전 결정된 실험 매개 변수를 사용하여 일관되고 재현 가능한 결과를 생성하는 최적화 된 절차를 시연하고 능률적 인 실행 및 신뢰할 수있는 경험을 보장하는 간소화 된 작업 흐름에 대한 지침을 제공합니다.결과. 이 기사는 가설, 줄기 세포 유형 또는 종양 특이성에 근거한 추가 실험 맞춤화를위한 기준선 역할을하도록 고안되었습니다.
Introduction
인간 줄기 세포의 낮은 독성, 낮은 면역 원성, 내인성 뇌종양의 방향성은 치료제 전달에있어 매력적인 특성입니다 1 . 최근 악성 뇌종양에 대한 새로운 줄기 세포 기반 치료법은 최근 개발 된 유망한 혁신이며이 치료 전략의 비내 적응은 비 침습적이고 반복적 인 투여가 환자의 응용에 대한 장벽을 크게 줄일 수 있다는 점에서 임상 번역으로의 도약을 의미한다. 침습적 외과 수술 1 , 2 , 3 , 4 와 관련된 전신 마취 또는 오랜 환자 서비스없이 외래 환자 서비스에 적용 할 수 있습니다.
우리와 다른 사람들은 줄기 세포 전달이 뇌종양으로가는 비강 내 경로를 개척했으며 몇 가지 기본 원칙마우스 이종 이식 모델 2 , 3 , 4 를 사용하여 번역 연구를 수행하고 MRI (magnetic resonance imaging) 시약 캐리어를 통해 생체 내에서 줄기 세포 의 이동을 조사했습니다. 이러한 파일럿 실험을 통해 우리는 확립 된 환자 유래 이종 이식 (PDX) 마우스 모델을 악성 신경 교종으로 사용하여 강력한 전임상 평가 전략을 가장 잘 구축하는 방법에 대한 실질적인 경험과 통찰력을 얻었습니다. 비강으로 전달 된 치료 용 줄기 세포의 비내 두뇌 진입의 정교한 생물학적 현상에 대한 미묘한 메커니즘의 상세한 설명. 여기서는 잘 확립 된 인간 신경 줄기 세포주 인 HB1.F3.CD 5 를 사용하여 실험적 연구의 현재 상태를 보여주기 위해 표준화 된 작동 프로토콜의 원리를 설명합니다 <sup>, 6 , 7 , 8 , 치료 용 담체로서 인간 줄기 세포를 사용하는 특정 종양 모델 또는 전략에 적응하기 위해 쉽게 수정할 수있다.
Protocol
Representative Results
Discussion
약물 전달의 비강 경로가 소분자, 나노 메디신 및 단백질 화합물 모두에 대해 광범위하게 탐구되었지만, 비내심 뇌종양 표적화를위한 치료 줄기 세포의 적용은 발달중인 뇌종양 치료제 스펙트럼에서 매우 새롭다 2 , 3 , 4 . 비강 내 줄기 세포의 행동과 관련된 본질적인 복잡성이 있으며, 분자의 세부 사항은 아직 명확하지 않습…
Declarações
The authors have nothing to disclose.
Acknowledgements
이 작품은 NIH R01NS087990 (MSL, IVB)에 의해 지원되었습니다.
Materials
| Stereotaxic frame | Kopf Instruments | Model 900 | |
| Hypoxic Cell Culture Incubator | ThermoFisher Scientific | VIOS 160i | |
| Cell culture supplies (Plastics) | ThermoFisher Scientific | Varies | Replaceable with any source |
| Legend Micro 21R Refrigerated Microcentrifuge | ThermoFisher Scientific | 75002490 | Replaceable with any source |
| Bench centrifuge Sorvall ST16R | ThermoFisher Scientific | 75004240 | Replaceable with any source |
| Micro syringe 702N 25µl (22S/2"/2) | Hamilton Company | 80400 | Flat tip |
| Sample Tray for Irradiator | Best Theratronics | A13826 | To set up mice protection with lead shield |
| Leica DMi8 Microscope | Leica Microsystem | Custom setup | |
| Leica CM1860 UV cryostat | Leica Microsystem | Custom setup | |
| Exel International Insulin Syringe | ThermoFisher Scientific | 14-841-31 | |
| Corning Phosphate Buffer Saline | Corning Cellgro/ThermoFisher | 21-031-CV | |
| Dulbecco's Modified Eagle Medium | Corning Cellgro/ThermoFisher | 11965-084 | |
| Trypsin 0.05% | Corning Cellgro/ThermoFisher | 25300054 | |
| Hyaluronidase from bovine testes | MilliporeSigma | H3506 |
Referências
- Shah, K. Stem cell-based therapies for tumors in the brain: are we there yet?. Neuro Oncol. 18 (8), 1066-1078 (2016).
- Balyasnikova, I. V., et al. Intranasal delivery of mesenchymal stem cells significantly extends survival of irradiated mice with experimental brain tumors. Mol Ther. 22 (1), 140-148 (2014).
- Reitz, M., et al. Intranasal delivery of neural stem/progenitor cells: a noninvasive passage to target intracerebral glioma. Stem Cells Transl Med. 1 (12), 866-873 (2012).
- Dey, M., et al. Intranasal Oncolytic Virotherapy with CXCR4-Enhanced Stem Cells Extends Survival in Mouse Model of Glioma. Stem Cell Reports. 7 (3), 471-482 (2016).
- Ahmed, A. U., et al. A preclinical evaluation of neural stem cell-based cell carrier for targeted antiglioma oncolytic virotherapy. J Natl Cancer Inst. 105 (13), 968-977 (2013).
- Kim, S. K., et al. Human neural stem cells target experimental intracranial medulloblastoma and deliver a therapeutic gene leading to tumor regression. Clin Cancer Res. 12 (18), 5550-5556 (2006).
- Lee, D. H., et al. Targeting rat brainstem glioma using human neural stem cells and human mesenchymal stem cells. Clin Cancer Res. 15 (15), 4925-4934 (2009).
- Lesniak, M. S. Targeted therapy for malignant glioma: neural stem cells. Expert Rev Neurother. 6 (1), 1-3 (2006).
- Robinson, K. GLPs and the Importance of Standard Operating Procedures. BioPharm International. 16 (8), (2003).
- World Health Organization on behalf of the Special Programme for Research and Training in Tropical Diseases. . Handbook: Good Laboratory Practice (GLP). , (2009).
- NIH. . Number: NOT-OD-16-011. Implementing Rigor and Transparency) in NIH & AHRQ Research Grant Applications. , (2015).
- Wakimoto, H., et al. Maintenance of primary tumor phenotype and genotype in glioblastoma stem cells. Neuro Oncol. 14 (2), 132-144 (2012).
- Cheng, S. H., et al. Dynamic In Vivo SPECT Imaging of Neural Stem Cells Functionalized with Radiolabeled Nanoparticles for Tracking of Glioblastoma. J Nucl Med. 57 (2), 279-284 (2016).
- Pritchett-Corning, K. R., Luo, Y., Mulder, G. B., White, W. J. Principles of rodent surgery for the new surgeon. J Vis Exp. (47), (2011).
- Clark, A. J., Fakurnejad, S., Ma, Q., Hashizume, R. Bioluminescence Imaging of an Immunocompetent Animal Model for Glioblastoma. J Vis Exp. (107), (2016).
- Ulasov, I. V., et al. Survivin-driven and fiber-modified oncolytic adenovirus exhibits potent antitumor activity in established intracranial glioma. Hum Gene Ther. 18 (7), 589-602 (2007).
- Danielyan, L., et al. Intranasal delivery of cells to the brain. Eur J Cell Biol. 88 (6), 315-324 (2009).
- Dhuria, S. V., Hanson, L. R., Frey, W. H. Intranasal delivery to the central nervous system: mechanisms and experimental considerations. J Pharm Sci. 99 (4), 1654-1673 (2010).
- Gross, E. A., Swenberg, J. A., Fields, S., Popp, J. A. Comparative morphometry of the nasal cavity in rats and mice. J Anat. 135 (Pt 1), 83-88 (1982).
- Marieb, E. N., Hoehn, K. . Human Anatomy & Physiology. , (2007).
