Mou procédure lithographique de production plastique microfluidiques avec vue-ports Transparent à la lumière Visible et infrarouge
Summary
Un protocole pour la fabrication des dispositifs microfluidiques plastique transparent vue-ports pour l’imagerie de lumière visible et infrarouge est décrite.
Abstract
Spectro-microscopie infrarouge (IR) d’échantillons biologiques vivants est entravée par l’absorption de l’eau dans la gamme mid-IR et par l’absence de dispositifs microfluidiques approprié. Ici, un protocole pour la fabrication des dispositifs microfluidiques plastique est démontré, où des techniques lithographiques douces sont utilisées pour incorporer des ports-view transparents de fluorure de Calcium (CaF2) dans le cadre de l’observation ou des chambres. La méthode est basée sur une approche de coulée de réplique, où un moule de polydiméthylsiloxane (PDMS) est produit par le biais de procédures lithographiques standard et ensuite utilisé comme modèle pour produire un dispositif en plastique. Le dispositif en plastique comprend ultraviolet/visible/infrarouge (UV/Vis/IR) – fenêtres transparentes en CaF2 pour permettre l’observation directe avec visible et la lumière infrarouge. Les avantages de la méthode proposée sont : un besoin réduit pour l’accès à une installation de micro-fabrication de salle blanche, plusieurs ports-view, une connexion simple et versatile pour un système de pompage externe à travers le corps en plastique, flexibilité de la conception, par exemple , ouvert/fermé de la configuration des canaux et la possibilité d’ajouter des fonctionnalités sophistiquées comme les membranes NANOPOREUSES.
Introduction
Spectro-microscopie infrarouge de transformer de Fourier (FTIR) a été largement utilisée comme une technique d’imagerie non invasive et sans étiquette à fournir des informations détaillées et chimiques d’un échantillon. Cela permet l’extraction de l’information biochimique pour étudier la composition chimique des échantillons biologiques, avec un minimum de préparation, étant donné que le spectre d’absorption de l’échantillon porte les empreintes intrinsèques de sa composition chimique1 , 2. récemment, FTIR a été de plus en plus appliquée à l’étude des échantillons biologiques vivants, par exemple, cellules3. Cependant, l’eau, qui est le moyen pour les cellules vivantes dans la plupart des cas, montre une forte absorption dans la région du mid-IR. Même comme une mince couche, sa présence peut complètement submerger l’information structurelle importante des spécimens.
Pendant de nombreuses années, l’approche commune a été fixer ou séchage des échantillons afin d’exclure complètement le signal d’absorption de l’eau dans le spectre. Cependant, cette approche ne permet pas de mesure en temps réel sur des cellules vivantes, qui est essentiel pour étudier le changement de leur composition chimique et des processus cellulaires avec le temps. Obtenir les spectres d’absorption fiables d’échantillons biologiques vivants, consiste à limiter la longueur du trajet optique totale dans le milieu du faisceau IR à moins de 10 µm4.
Une approche bien établie en vivant des expériences de cellules a été jusqu’ici, réflexion totale atténuée (ATR)-imagerie IRTF, qui permet des mesures indépendantes de l’épaisseur de l’échantillon, permettant aux cellules de se maintenir dans une couche plus épaisse du milieu aqueux. Cependant, la faible profondeur de pénétration de l’onde évanescente restreint mesures d’échantillons à seulement les premiers microns peu de la surface du cristal ATR5.
Par ailleurs, la limitation de l’absorption de l’eau a été contournée avec l’émergence de divers systèmes microfluidiques, qui sont généralement classées en deux grands groupes : ouvrir le canal (où des surfaces fluides est exposé à l’atmosphère) et fermé canal (où les deux fenêtres transparentes IR sont séparés par une entretoise avec une épaisseur définie).
Loutherback al mis au point un dispositif à membrane de canaux ouverts qui permet à long terme IR mesures en continu des cellules vivantes pour jusqu’à 7 jours,6. La méthode nécessite une humidité élevée dans l’environnement pour éviter l’évaporation de la moyenne de la surface cellulaire. Le système fonctionne mieux avec des cellules qui se développent naturellement aux interfaces air-liquide, tels que les tissus épithéliaux de la peau, du poumon et yeux ou des biofilms microbiens7.
Une configuration de canal fermé vise à créer une couche uniforme et mince entre deux fenêtres transparentes IR parallèles, où les cellules sont maintenues dans leur milieu aqueux. L’épaisseur de cette cavité est telle que le signal d’absorption de l’eau est inférieure à saturation. Fond de l’eau peut ensuite être soustraite afin d’obtenir les spectres de l’échantillon correct. La plupart des méthodes fermé-canal utilise une cale en plastique qui sépare les deux fenêtres pour former une chambre liquide démontable3,8,9. Un avantage de cette méthode est qu’elle ne nécessite pas de microfabrication ; Toutefois, les structures sont plus complexes qu’une chambre de mesure avec in et out let canaux sont extrêmement difficiles à réaliser dans l’entretoise mince. Il y a aussi un problème avec la reproductibilité de la longueur de chemin d’accès entre mesures IR en raison de sa dépendance sur le blocage mécanique. Afin d’obtenir un contrôle plus précis de l’espacement pour une acquisition de spectre plus fiable, méthodes de lithographie optique ont été appliquées au modèle photorésine sur le dessus du substrat IR pour définir l’espacement9,10 , 11 , 12. même si cela rend possible pour des structures plus complexes à définir dans la cale d’espacement, la méthode requiert l’accès à une installation de microfabrication pour produire le motif sur chaque substrat.
Dans cet article, nous présentons une technique de fabrication simple d’un dispositif microfluidique compatible infrarouge, avec le but de réduire la fabrication des coûts et l’exigence de l’accès à une installation de microfabrication. La méthode présentée ici (voir Figure 1) utilise un processus établi, appelé Lithographie douce. Deux moules sont nécessaires dans ce cas. Le moule principal est issu d’une plaquette de silicium de 4 pouces à l’aide d’un procédé de lithographie UV standard. Le moule secondaire est sa réplique faite du PDMS, qui a une inversion de la polarité du modèle dans le moule principal de silicium et sert le moule principal pour la fabrication de dispositifs ultérieurs.
L’appareil a deux couches distinctes : une première couche avec la mise en page de microfluidique (qui, dans le cas présenté, comprend le canal microfluidique, en-let/out-let et une chambre d’observation avec une fenêtre de2 CaF) et une seconde couche avec une surface plane ( qui se compose de seulement un CaF2 fenêtre d’affichage).
Ici un UV polymérisable optique adhésif, Norland optique 73 (NOA73, abrégé en NOA désormais), sert à former le corps en plastique de l’appareil. Il y a plusieurs avantages à utiliser cet adhésif optique : fabrication de faible coût, facilité de connectivité avec les systèmes externes, bonne transparence optique, faible viscosité et surtout, biocompatibilité,13. FAC2 est un choix idéal comme la fenêtre d’affichage en raison de sa biocompatibilité et une excellente transparence IR14.
Avec cette nouvelle approche, accès à une installation de microfabrication est strictement requis que pour la fabrication du moule principal. Procédés de fabrication ultérieure du dispositif microfluidique en plastique est réalisable dans n’importe quel laboratoire équipé d’une source de lumière UV.
Protocol
Representative Results
Discussion
Afin d’évaluer et d’optimiser le protocole de fabrication, nous avons utilisé une disposition simple pour le modèle de microfluidique avec une grande salle rectangulaire (dimensions 5 x 2,5 mm) au centre, deux petites chambres rectangulaires (taille 5,5 x 0,75 mm) séparée du circuit principal sur le les faces supérieures et inférieures et 300 µm large en-let/out-let canaux. La chambre centrale est utilisée pour l’ensemencement et observation des cellules, tandis que les deux chambres séparées de plus pet…
Declarações
The authors have nothing to disclose.
Acknowledgements
Les auteurs remercient le soutien financier de MBI.
Materials
| Chemical | |||
| Trichloro(1H,1H,2H,2H-perfluorooctyl)silane 97% | Sigma Aldrich | 448931-10G | |
| Sylgard 184 Silicone Elastomer Kit | Dow Corning | Polydimethylsiloxane or in short, PDMS | |
| Norland Optical Adhesive 73 | Norland Products Inc. | 7304 | |
| SU8 3010 photoresist | MicroChem | Y311060 | |
| SU8 developer | MicroChem | Y020100 | |
| Material | |||
| Silicon wafer, 4 inch, prime grade | Bonda Technology Pte Ltd | ||
| CaF2 IR-grade windows | Crystran, UK | CAFP10-1 | 10 mm diameter, 1 mm thickness |
| Acrylic templates | Custom made | ||
| Equipment | |||
| UV-KUB 2 (UV LED exposure system) | KLOE | Emission spectrum 365nm ± 5nm | |
| Newport UV lamp | Newport | Model 66902 | 50-500 Watt Hg arc lamp |
| CEE Spin coater | Brewer Science | Model 200x | |
| MJB4 mask aligner | SUSS MicroTec | ||
| Precision digital hot plate | Harry Gestigkeit GmbH | 2860SR | |
| Plasma Surface Technology | Diener Electronic GmbH + Co. KG | For O2 plasma treatment | |
| IDP-3 Dry Scroll Vacuum Pump | Agilent Technologies | ultimate pressure 3.3 x 10-1 mbar | |
| Bruker IFS 66v/s FTIR Spectrometer | Bruker |
Referências
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