Summary

인간 탯 줄 혈액에서 내 피 조상 세포의 고립

Published: September 14, 2017
doi:

Summary

이 프로토콜의 목표는 내 피 뿌리 탯 줄 혈액에서 세포를 분리. 조직 설계 만드는 혈관 및 심장 밸브 구성 및 응용 프로그램의 일부는 biomarker로 심혈 관 위험, 허 혈 성 질환 치료 환자를 식별 하는 데 이러한 세포를 사용 하 여 포함 됩니다.

Abstract

내 피 조상 세포 (Epc) 말 초 혈액에서의 존재와 vasculogenesis에의 참여 Ashara와 동료1에 의해 처음 보고 되었다. 나중에, 다른 비슷한 유형의 골2,3에서 발생 하는 Epc의 실존 문서화. 더 최근에, 요더와 Epc 탯 줄 혈액에서 파생 했다 잉 그램은 높은 증식 잠재력 성인 주변에서 고립 된 사람에 비해 혈액4,,56했다. 출생 후 vasculogenesis에 참여 하 고, 떨어져 Epc 또한 나타났습니다 약속 만드는 조직 설계 혈관 및 심장 밸브 구조7,8셀 원본으로. 존재 하는 다양 한 격리 프로토콜, 일부는 포함 하는 단 세포 (MNCs) 내 피 및 조 혈 마커의 도움으로 설명한 소스에서 파생 된 셀 정렬 또는 특수 내 피 성장 이러한 MNCs를 경작 중간, 또는 이러한 기법9의 조합. 여기, 선물이 고립에 대 한 프로토콜 및 사용 하 여 Epc의 문화 전문 내 피 중간 immunosorting, 뒤에 서쪽에 게 더 럽 히기을 사용 하 여 격리 된 세포의 특성의 사용 없이 성장 인자를 보충 하 고 immunostaining입니다.

Introduction

여러 조사 특성 및 인간의 Epc5,,1011,,1213의 잠재력을 공부 했다. Epc 세포 저 산소 증, 허 혈, 부상, 또는 종양 형성의 사이트에 내 피 조직에 고착 하 고 새로운 혈관 구조4,14의 형성에 기여 하는 능력을가지고 순환 이라고 할 수 있습니다. 출생 후 vasculogenesis의 형태로 neovascularization에 그들의 관찰된 관련 이상 이러한 세포의 치료 응용 프로그램4,15, 에 그들의 사용에 대 한 이해를 주도하 고 있다 16. 개인의 Epc 수 심장 혈관 병 리9,15,,1617,18,19와 상관을 보였다 ,20. 다른 연구는 Epc 밸브 구와 같은 표현 형으로 분화 또한 있고이 세포 조직 공학 심장 밸브7,21사용할 수 제안.

Epc를 분리 하는 데 필요한 특정 세포 표면 분자는 하지 명확 하 게 확인 되었습니다 조사4사이 불일치 때문에. 다양 한 문화 조건에 노출 특정 매트릭스 MNCs의 접착 여러 그룹1,17,,2223, putative Epc 수 있습니다 제안에 의해 수행 되었습니다. 다른 phenotypic 속성을 표시 합니다. 이러한 속성에는 phagocytotic, Matrigel에 관 형성 능력과 Dil acetylated 저밀도 지 단백질의 이해의 부족 포함 됩니다. 높은 clonogenic 및 증식 잠재력 어떤 Epc hierarchized5수 하는 두 개의 속성이 있습니다. Epc 또한 생체 외에서 tubules 때 인간의 태아 폐 섬유 아 세포4cocultured를 형성할 수 있습니다. 이 세포는 내 피 세포 표면 마커를 표현 하 고 조 혈 마커13,,2425의 일부를 공유 하 알려져 있습니다. 긍정적으로 표현된 마커를 형질 Epc에 대 한 널리 받아들여진다는 CD31, CD34, 혈관 내 피 성장 인자 수용 체 2 (VEGFR2), 폰 Willebrand 인자 (vWF), CD133, c-Kit 및 혈관 내 피 cadherin (VE-cadherin)4 , 18. 공동 CD90, CD45, CD14, CD115, 또는 알파-부드러운 근육 걸 (α-SMA)를 표현 하는 세포 phagocytose 박테리아와 드 노 보 인간을 형성 하는 무 능력을 그들의 한정 된 증식 잠재력, 능력 때문에 Epc 수로 간주 되지 않습니다 선박 vivo에서4,7. 이 문서는 수정 된 프로토콜 프로토콜 정렬 셀에 대 한 필요 없이 인간 탯 줄 혈액에서 내 피 조상 세포의 고립에 대 한 설명. 이 문서에 대 한 CD31, CD34, 및 VEGFR2 부정적인 지표로 α-SMA와 긍정적인 마커로 사용 우리.

이 문서에서는, 우리는 분리 하 고 셀을 사용 하 여 정렬 없이 탯 줄 혈액에서 내 피 뿌리 세포를 배양 하는 방법 전문 성장 요인 (EGM) 보충 하는 내 피 성장 매체 제안 합니다. 이 EGM이 혈관 내 피 성장 인자 (VEGF)와 섬유 아 세포 성장 인자 (FGF), 생존, 확산, 그리고 내 피 세포26의 마이그레이션 향상 포함 되어 있습니다. 그것은 또한 포함 하는 셀;의 조약돌 형태를 유지 하는 의약품 인슐린 같은 성장 인자-1 (IGF-1), 신생 및 철새 기능; 그리고 헤 파 린,26의 중간 성장 요인의 향상 된 장기 안정성을 하면. 내 피 세포 배양에 추가 다른 성장 인자 자극 세포 증식 및 분화, EGF26 하 셀 sensitizes 날린 데 도움이 표 피 성장 인자 (EGF)와 보완을 포함 . 우리는이 특정 성장 매체를 사용 하 여 내 피 기저 매체 (EBM) 또는 Dulbecco의 수정이 글 중간 (DMEM)에 비해 Epc의 높은 숫자를 생성 보여줍니다.

Protocol

이 연구 아칸소 기관 검토 위원회 (승인 번호 16-04-722) 대학교의 승인을 실시 되었다. 탯 줄 혈액 단위 구 연산 인산 포도 당 (일일) 솔루션 아칸소 코드 혈액 은행에서 수집 그리고 저장에 대 한 요구 사항을 충족 하지 않았다 단위 연구에 대 한 기증 했다. 코드 혈액 단위 했다 주위 온도에 컬렉션의 24 시간 이내 실험실에 couriered. 1. 절연의 내 피 조상 세포 탯 줄 혈액에서 <…

Representative Results

절연 및 내 피 조상 세포의 확장:회로도 (그림 1) 전체 프로토콜을 묘사한 제공 됩니다. 다른 혈액 구성 요소 레이어 밀도 밀도 그라데이션 매체와 인간 탯 줄 혈액의 그라데이션 원심 다음 관찰 되었다. 콜라겐 치료 접시에 MNCs를 시드 시 식민지의 파생물 일 5와 7 (그림 2A) 사이 처음 관찰 되었다. 이?…

Discussion

앞에서 설명 했 듯이, 점착 Epc 조약돌 형태를가지고 있습니다. 우리의 절연된 MNCs 진행 스핀 들 모양의 셀 식민지 (그림 2A 2D)에서 초기 단계에 조약돌 식민지 (그림 2E-2 층) 문화에 10 일의 기간 동안. Epc는으로 분류 되었습니다 다른 연구 그룹에 의해 다르게 즉 늦은 내 피 조상 세포10, 셀5또는…

Declarações

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

이 자료는 부여 번호 아래 국립 과학 재단에서 지 원하는 작업 기반 CMMI 1452943 고 아칸소 대학 명예 대학에 의해. 우리 또한 아칸소 코드 혈액 은행 코드 혈액 단위를 제공 하 고 싶습니다.

Materials

A) For isolation and culturing
EGM-2 BulletKit Lonza CC-3162 This product comes with all the growth factors needed to make the Endothelial Growth Medium
Fetal Bovine Serum Thermofisher Scientific 26140079
Pencillin-Streptomycin-Glutamine (100X) Thermofisher Scientific 10378016
Ficoll-Paque GE Heatlhcare 17-1440-02
Hank's Balanced Salt Solution Thermofisher Scientific 14170-112
Ammonium Chloride Stem Cell Technologies 7850
1X Phosphate Buffer Saline Thermofisher Scientific 14190250
Rat Tail I Collagen Corning 354236
Glacial Acetic Acid Amresco 0714-500ML
0.05% Trypsin-EDTA Thermofisher Scientific 25300054
HEPES buffer Thermofisher Scientific 15630080
Dulbecco's Modified Eagle's Medium Thermofisher Scientific 10566-016
B) Antibodies and cell lysates
CD31  Abcam ab28364 1:250 dilution  for Western blotting
CD34 Santa Cruz Biotechnology sc-7045 1:100 dilution for Western blotting
α-SMA abcam ab5694 1:100 dilution for Western blotting
α-tubulin abcam ab7291 1:2500 dilution for Western blotting
VEGFR2 abcam sc504 1:100 dilution for Western blotting
Human umbilical vein endothelial cell lysate Santa Cruz Biotechnology sc24709 
Valve interstitial cell lysate Primary cell line cultured from own lab and lysed with RIPA buffer
C) Western blotting and immunostaining
10X Tris/Glycine/SDS buffer Biorad 161-0772 Used as running buffer
10X Tris/Glycine buffer Biorad 161-0771 Used as transfer buffer
Immobilon-FL transfer membrane Merck Millipore IPFL0010 This is a PVDF transfer membrane that has 45 µm pore size and is mentioned in the protocol as western blot membrane
4X Laemmli sample buffer Biorad 161-0747
2-mercaptoethanol Biorad 161-0710
10% Criterion TGX precast gel Biorad 5671033
Prolong Gold antifade Thermofisher Scientific P36930 Used for mounting immunostained coverslips for long term storage
Methanol VWR Analytical BDH1135-4LP

Referências

  1. Asahara, T., et al. Isolation of putative progenitor endothelial cells for angiogenesis. Science. 275 (5302), 964-967 (1997).
  2. Lin, Y., Weisdorf, D. J., Solovey, A., Hebbel, R. P. Origins of circulating endothelial cells and endothelial outgrowth from blood. J Clin Invest. 105 (1), 71-77 (2000).
  3. Shi, Q., et al. Evidence for circulating bone marrow-derived endothelial cells. Blood. 92 (2), 362-367 (1998).
  4. Hirschi, K. K., Ingram, D. A., Yoder, M. C. Assessing identity, phenotype, and fate of endothelial progenitor cells. Arterioscler Thromb Vasc Biol. 28 (9), 1584-1595 (2008).
  5. Ingram, D. A., et al. Identification of a novel hierarchy of endothelial progenitor cells using human peripheral and umbilical cord blood. Blood. 104 (9), 2752-2760 (2004).
  6. Yoder, M. C., et al. Redefining endothelial progenitor cells via clonal analysis and hematopoietic stem/progenitor cell principals. Blood. 109 (5), 1801-1809 (2007).
  7. Sales, V. L., et al. Transforming growth factor-beta1 modulates extracellular matrix production, proliferation, and apoptosis of endothelial progenitor cells in tissue-engineering scaffolds. Circulation. 114, 193-199 (2006).
  8. Sales, V. L., et al. Endothelial Progenitor Cells as a Sole Source for Ex Vivo Seeding of Tissue-Engineered Heart Valves. Tissue Eng Pt A. 16 (1), 257-267 (2010).
  9. Liew, A., Barry, F., O’Brien, T. Endothelial progenitor cells: diagnostic and therapeutic considerations. Bioessays. 28 (3), 261-270 (2006).
  10. Hur, J., et al. Characterization of two types of endothelial progenitor cells and their different contributions to neovasculogenesis. Arterioscler Thromb Vasc Biol. 24 (2), 288-293 (2004).
  11. Ingram, D. A., Caplice, N. M., Yoder, M. C. Unresolved questions, changing definitions, and novel paradigms for defining endothelial progenitor cells. Blood. 106 (5), 1525-1531 (2005).
  12. Melero-Martin, J. M., et al. In vivo vasculogenic potential of human blood-derived endothelial progenitor cells. Blood. 109 (11), 4761-4768 (2007).
  13. Melero-Martin, J. M., Bischoff, J. Chapter 13. An in vivo experimental model for postnatal vasculogenesis. Methods Enzymol. 445, 303-329 (2008).
  14. Yoder, M. C. Human endothelial progenitor cells. Cold Spring Harb Perspect Med. 2 (7), 006692 (2012).
  15. Siddique, A., Shantsila, E., Lip, G. Y. H., Varma, C. Endothelial progenitor cells: what use for the cardiologist. J Angiogenes Res. 2 (6), (2010).
  16. Camci-Unal, G., et al. Surface-modified hyaluronic acid hydrogels to capture endothelial progenitor cells. Soft Matter. 6 (20), 5120-5126 (2010).
  17. Hill, J. M., et al. Circulating endothelial progenitor cells, vascular function, and cardiovascular risk. N Engl J Med. 348 (7), 593-600 (2003).
  18. Young, P. P., Vaughan, D. E., Hatzopoulos, A. K. Biologic properties of endothelial progenitor cells and their potential for cell therapy. Prog Cardiovasc Dis. 49 (6), 421-429 (2007).
  19. Mehta, J. L., Szwedo, J. Circulating endothelial progenitor cells, microparticles and vascular disease. J Hypertens. 28 (8), 1611-1613 (2010).
  20. Nevskaya, T., et al. Circulating endothelial progenitor cells in systemic sclerosis are related to impaired angiogenesis and vascular disease manifestations. Ann Rheum Dis. 66, 67-67 (2007).
  21. Cebotari, S., et al. Clinical application of tissue engineered human heart valves using autologous progenitor cells. Circulation. 114, 132-137 (2006).
  22. Ito, H., et al. Endothelial progenitor cells as putative targets for angiostatin. Cancer Res. 59 (23), 5875-5877 (1999).
  23. Vasa, M., et al. Increase in circulating endothelial progenitor cells by statin therapy in patients with stable coronary artery disease. Circulation. 103 (24), 2885-2890 (2001).
  24. Wu, X., et al. Tissue-engineered microvessels on three-dimensional biodegradable scaffolds using human endothelial progenitor cells. Am J Physiol Heart Circ Physiol. 287 (2), 480-487 (2004).
  25. Boyer, M., et al. Isolation of endothelial cells and their progenitor cells from human peripheral blood. J Vasc Surg. 31 (1), 181-189 (2000).
  26. Huber, B., Czaja, A. M., Kluger, P. J. Influence of epidermal growth factor (EGF) and hydrocortisone on the co-culture of mature adipocytes and endothelial cells for vascularized adipose tissue engineering. Cell Biol Int. 40 (5), 569-578 (2016).
  27. Sturdivant, N. M., Smith, S. G., Ali, S. F., Wolchok, J. C., Balachandran, K. Acetazolamide Mitigates Astrocyte Cellular Edema Following Mild Traumatic Brain Injury. Sci Rep. 6, 33330 (2016).
  28. Lam, N. T., Muldoon, T. J., Quinn, K. P., Rajaram, N., Balachandran, K. Valve interstitial cell contractile strength and metabolic state are dependent on its shape. Integr Biol (Camb). 8 (10), 1079-1089 (2016).
  29. Tandon, I., et al. Valve interstitial cell shape modulates cell contractility independent of cell phenotype. J Biomech. 49 (14), 3289-3297 (2016).
  30. Cockshell, M. P., Bonder, C. S. Isolation and Culture of Human CD133+ Non-adherent Endothelial Forming Cells. Bio-Protocol. 6 (7), (2016).
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Citar este artigo
Ravishankar, P., Zeballos, M. A., Balachandran, K. Isolation of Endothelial Progenitor Cells from Human Umbilical Cord Blood. J. Vis. Exp. (127), e56021, doi:10.3791/56021 (2017).

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