Summary

Forbedret metoden for etablering av en In Vitro blod - hjerne barrieren modell basert på svin hjernen endotelceller

Published: September 24, 2017
doi:

Summary

Målet med protokollen er å presentere en optimalisert prosedyre for etablering av en i vitro blod – hjerne barrieren (BBB) modell basert på primære svin hjernen endotelceller (pBECs). Modellen viser høy reproduserbarhet, høy tetthet, og er egnet for studier av transport og intracellulær menneskehandel i stoffet funnet.

Abstract

Målet med denne protokollen presenterer en optimalisert prosedyre for rensing og dyrking av pBECs og i vitro blod – hjerne barrieren (BBB) modeller basert på pBECs i mono-kultur (MC), MC med astrocytter-conditioned medium (ACM), og ikke-kontakt co kultur (NCC) med astrocyttene av svin eller rotte opprinnelse. pBECs ble isolert og kultivert fra fragmenter av kapillærer fra hjernen halvdelene av innenlandske griser 5-6 måneder gammel. Disse fragmentene ble renset ved forsiktig fjerning av meninges, isolasjon og homogenisering av grå materie, filtrering, enzymatisk fordøyelsen og sentrifugering. For å ytterligere eliminere skadelige celler, kapillære fragmenter ble kultivert med puromycin som inneholder mediet. Når 60-95% confluent, pBECs fra kapillær fragmenter ble passaged til gjennomtrengelig membran filter setter inn og etablerte modeller. For å øke barriere tetthet og BBB karakteristiske fenotypen av pBECs, cellene ble behandlet med følgende differensiering faktorer: membran permeant 8-CPT-cAMP (her forkortet cAMP), hydrocortisone og en fosfodiesterase inhibitor, RO-20-1724 (RO). Prosedyren ble utført over en periode på 9-11 dager, og når etablerende NCC modellen, astrocyttene ble kultivert 2-8 uker i forveien. Overholdelse av beskrevet prosedyrene i protokollen har tillatt etableringen av endothelial lag med svært begrenset paracellular permeabilitet, med NCC modell viser en gjennomsnittet transendothelial motstand (TEER) 1249 ± 80 Ω cm 2, og paracellular permeabilitet (Papp) for Lucifer gule av 0,90 10-6 ± 0,13 10-6 cm sek-1 (mener ± SEM, n = 55). Videre evaluering av denne pBEC fenotypen viste godt uttrykk for tett junctional proteiner claudin 5, ZO-1, occludin og adherens krysset protein p120 catenin. Modellen presentert kan brukes for en rekke studier av BBB i helse og sykdom, og med svært restriktive paracellular permeabilitet, denne modellen er egnet for studier av transport og intracellulær menneskehandel.

Introduction

Mobilnettet strukturen og funksjonen til blod – hjerne barrieren

På grensesnittet av sirkulasjons og sentrale nervesystemet (CNS) fungerer BBB som viktige forskrifter nettsted for homoeostatic kontroll over CNS-microenvironment som er avgjørende for riktig funksjon og beskyttelse av nervesystemet. Stedet for BBB er endotelceller foring på blod fartøy lumen. I hjerne blodkar, endotelceller form komplekse intercellulære stramt veikryss og sterkt polarisert uttrykk mønstre av bestemt tilstrømningen og middelklasseinnbyggere transportører sikre svært spesifikke molekylær transport mellom blod og hjernen 1. Strukturelle komponenter i tett krysset komplekser inkluderer proteiner fra occludin og claudin, zonula occludens (ZO) proteiner, cingulin og tilknyttede junctional vedheft molekyler (syltetøy). Claudin 5 er spesielt viktig i paracellular junctional begrensning. Induksjon og vedlikehold av denne karakteristiske BBB endothelial fenotypen involverer dynamisk samspill med omkringliggende celler, inkludert pericytes, astrocyttene, nerveceller og kjelleren membraner, som sammen med hjernen endothelial celler skjemaet i nevrovaskulære enhet (NVU)2,3. Mekanismene som er involvert i disse samhandlingene er ennå ikke fullt ut forstått, men inkluderer utveksling av kjemiske signaler mellom cellene, som tillater modulering av BBB permeabilitet på kort sikt og induserer langsiktige BBB funksjoner4. Astrocyttene spesielt er kjent for å bidra til hjernen endothelial celle fenotypen og er en kilde til regulatoriske forhold som glial-avledet nevrotropisk faktor (påvirke intracellulær leiren)5, grunnleggende fibroblast vekstfaktor6, Hydrocortisone7og transformere vekstfaktor β (TGF-β)8. Effekten av TGF-β, men har vært omdiskutert9.

Fra i Vivo In Vitro BBB

I vivo studier fortsette å gi verdifull informasjon om BBB biologi. Men kan cellen kultur modeller gi ytterligere innsikt og utgjør nyttige verktøy for å forstå detaljert molekylære og funksjonelle aspekter av BBB i både helse og sykdom. Selv om de komplekse interaksjonene mellom celletyper og bestanddeler av BBB er vanskelig å fullt oppnå i vitro modeller, har det vært, siden første rensing av hjernen endotelceller og anvendelse av disse i mono-kulturer 10 , 11 , 12, av rensing prosedyrer og vekst ansettelsesbetingelser BBB celle kultur modeller, som resulterer i større likhet med Gaspar i vivo barrieren. De brukte i vitro BBB modellene er basert på primær celler gnager, svin og bovin opprinnelse og udødeliggjort linjer. Hver modell har forskjellige fordeler og ulemper. For sammenligning og modell valg brukes validering markører som uttrykk for BBB enzymer, transportører, reseptorer og strukturelle proteiner til å opprette oversikter av gjeldende etablerte modeller1.

Formålet med protokollen

En viktig funksjon i BBB er barriere tetthet og høy TEER, men mange av de tilgjengelige modellene reflekterer ikke godt i vivo nivåene. Innlemme utvikling og optimalisering bidrag fra flere laboratorier, er målet med denne protokollen å presentere en metode for å opprette en høy TEER i vitro BBB modell basert på primære pBECs MC med eller uten ACM eller NCC med primær astrocyttene rotte eller svin opprinnelse. Anvendt prosedyrer og etableringen av modellen inkluderer innsats å eliminere skadelige celler og forbedre differensiering av pBECs i en BBB fenotypen. Dette arbeidet har resultert i etableringen av pålitelig, høy TEER modeller med lav paracellular permeabilitet og god funksjonelle uttrykk for viktige stram junctional proteiner, transportører og reseptorer. Men som astrocyttene er en medvirkende faktor til hjernen endothelial celle fenotypen, representerer i tre ulike betingelser kultur tre Norge av hjernen endotelceller. NCC modellen er spesielt nyttig for studier av enkelte spesialiserte mekanismer involvert i stoffet funnet, transport studier og intracellulær menneskehandel, og etterforskning av celle-celle interaksjoner der maksimal uttrykk BBB funksjoner er fordelaktig.

Opprinnelsen og historien til protokollen

Den pBEC modellen beskrevet her er hovedsakelig basert på porcine modell utviklet ved Eisai Laboratories (London) av Dr. Louise Morgan og kolleger, whichis basert på en vellykket tidligere bovin hjernen endothelial celle modell13. Den opprinnelige metoden celle forberedelser var en to-trinns filtrering bruker nylon maskene for å fange microvessels, etterfulgt av et subculturing skritt for å forbedre renhet. I tidligere utvikling av metoden, optimal BBB fenotypen og barriere tetthet ble oppnådd ved vekst i supplert medium, inkludert ACM. Ytterligere modifiseringer å metoden ble gjort av R. Skinner i Prof N. Rothwell lab i Manchester UK14,15. Metoden ble innført av Abbott laboratoriet, KCL London, hvor Patabendige gjorde det betraktelig enklere å forberede ved å unngå bruk av astrocyttene eller ACM og eliminere skadelige celler som pericytes med puromycin. Første avisene bekreftet at MC modellen bevart flere viktige funksjoner av i vivo BBB, inkludert effektive stramt veikryss, membran transportsystemer og reseptor-mediert transcytosis16,17 , 18 , 19 , 20. senere S. komme igjen testet astrocytter co kultur og funnet det forbedret TEER, så dette er den foretrukne varianten som brukes i Abbott lab21. Modellen har nå blitt overført til M. Nielsen lab i Århus, hvor ytterligere modifiseringer ha blitt introdusert (dette protocol), inkludert forenkle grå rolle utvinning, bruker bare ett nett filtrering trinn, og en enkelt filter belegg kombinere kollagen og fibronectin. Bruk fremgangsmåten for isolering av svin astrocyttene (denne protokollen) var basert på protokoller utviklet av T. Moos laboratoriet i Aalborg, beskrevet av Thomsen et al22. TEER og andre egenskaper for modellen generert i London og Århus er lik, som gir tillit til forestillingen om at modellen er lett overføres mellom laboratorier og svarer godt til forsiktig observasjon og rasjonalisere trinn. Faktisk, S. PPLive nå etablert MC-modell i et tropisk land (Malaysia)23, som involverte ytterligere justering for lokal betingelser og vev kilder.

Fordelene over alternativ metoder og nå etablert modeller

PBECs sammenlignet med hjernen endotelceller av storfe og gnager opprinnelse, og gir fordelen av å ha en lavere pris for tap av i vivo BBB fenotypen etter isolasjon24. Videre er pBECs stand til å danne relativt stramt endothelial barrierer, selv når dyrket i MC (800 Ω cm2)16 sammenlignet med vanlig rapporterte nivåene for monolayers av cellelinjer som bEND.5 og bEND.3 (50 Ω cm2) 25 , 26 , 27, ende (300-800 Ω cm2)28,29,30, og cerebEND (500 Ω cm2)29,31,32og primære hjernen endotelceller mus (100-300 Ω cm2)ss = “xref” > 33,34,35,36 og rotten (100-300 Ω cm2)37,38. TEER har imidlertid vist avhengighet på rensing og kultur prosedyrene. I de fleste tilfeller viser tillegg av ACM eller co kultur med astrocyttene unike effekter på endotelceller og en økning i tetthet av endothelial lag1. Likevel med arbeid med å optimalisere culturing forholdene, bare storfe-baserte modeller har vist TEER verdier sammenlignes med svin-baserte modeller (gjennomsnitt 800 Ω cm2 i MC, opp til 2500 Ω cm2 i astrocytter co kultur)13 ,39,40,41,42,43,44,45. Som modeller basert på primære bovin hjernen har endotelceller vist store variasjoner, både mellom og innenfor laboratorier14,45,46,47,48, reproduserbarhet kan være et problem. I pBEC modell rapporterte her, har bidrar laboratoriene oppnådd svært lik TEER og paracellular permeabilitet verdier med lav variasjon, både i og mellom laboratorier. Derfor bør det være mulig for andre laboratorier for å etablere en robust modell med lave variasjon med metoden presenteres her. I tillegg danner stramt endothelial lag, har modeller med pBECs tidligere blitt godkjent av uttrykk for tett krysset proteiner, funksjonelle BBB transportører, reseptorer og enzymer og demonstrerte egnethet for en rekke studier15 , 16 , 17 , 19 , 20 , 22 , 49 , 50 , 51 , 52 , 53 , 54 , 55 , 56 , 57 , 58 , 59. videre upubliserte transcriptome data på co kulturer av pBECs viser en forventet profil av BBB transportører og reseptorer (upubliserte resultater, Nielsen et al.).

Den svin-baserte BBB modellen har flere fordeler som genom, anatomi, fysiologi, og sykdomsprogresjon av grisen gjenspeile menneskets biologi i større grad enn andre etablerte modeller har60, som er gunstig for den farmasøytisk industri. Som svin hjernen er et vanlig biprodukt av kjøttet industrien, utgjør de en lett tilgjengelig kilde til hjernen endotelceller, minimere antall dyr trengte eksperimenter, og gir en høy rensing avkastning fra én svin hjerne. Selv om rensing og dyrking av primære celler er litt tidkrevende og krever kompetanse for standardisering i å sette opp modellen, generere primære celler mest pålitelige BBB modellene. Udødeliggjort cellelinjer kan ikke være en erstatning, som viktige egenskaper som barriere tetthet, transporter uttrykket profiler og microenvironment regulering ikke reflekterer eksperimentelle resultatene i vivo61, 62. in vitro modeller gir fordelen av live-celle tenkelig med høyere oppløsning, gjør visualisering av intracellulær prosesser mulig ved at en nærhet tilnærming til samplet eller observert cellene, bruker mål med høyere forstørrelse og bedre optisk kvalitet63. Dette er ikke tilfelle for bruk av to-fotonet mikroskopi i levende dyr. Videre gir i vitro modeller muligheten til å transfect celler, slik at visualisering av merket proteiner og undersøkelse av deres handel.

Anvendelser av modellen

Funksjonen til BBB er ikke fast, og kan være dynamisk modulert både fysiologi og patologi. I mange nevrologiske sykdommer, inkludert nevrodegenerative, er provoserende og smittsomme sykdommer, avbrudd og økt permeabilitet av BBB observert64,65,66,67 . For å redusere og forebygge sykdomsprogresjon og påfølgende skade, er identifikasjon og karakterisering av molekylære mekanismer underliggende modulering av BBB av stor betydning. I denne sammenheng, pålitelig i vitro modeller er i høy etterspørsel av legemiddelindustrien, og videre spille viktige roller i å forutsi BBB permeabilitet av narkotika til CNS. Noen i vitro modell som en permeabilitet skjerm skal vise en restriktiv paracellular sti, fysiologisk realistisk celle arkitektur og funksjonelle uttrykk for transporter mekanismer68. Vist i tidligere studier16,17,57og paracellular permeabilitet og uttrykk for TJ og AJ proteiner her, presentert modellen oppfyller alle disse kriteriene og er egnet for en rekke av BBB studier i både normale fysiologi og patologi. Styrke av presentert rensing og dyrking metoden er en kombinasjon av enkelhet og reproduserbarhet og evnen å inkludere astrocytic innflytelse med resulterende robust og pålitelig høy TEER i vitro BBB modell. For dette formål, astrocyttene av svin og rotte opprinnelse har vist seg å øke BBB fenotypen av pBECs i en lignende måte22.

Protocol

svin hjernen ble innhentet som biprodukter av danske næringsmiddelindustrien. Danske slakterier er under strengt oppsyn og observasjon av danske Miljøverndepartementet og mat. rotter brukes for isolering av astrocyttene ble avlet og gruppe plassert i lokale dyr anlegget ved en omgivelsestemperatur på 22 ° C – 23 ° C og en 12/12 h mørke/lys syklus under inspeksjon av veterinær og ifølge dansk regler for lab dyr. Rotter var euthanized før de ble ofret i samsvar med internasjonale retn…

Representative Results

Etablering av BBB In Vitro modeller I metoden presentert, optimalisert ble dyrking av pBECs og etablering av gjennomtrengelig membran sett inn systemet med MC eller uten ACM eller NCC med astrocyttene (figur 1) gjennomført i en periode på 9-11 dager (figur 2). Utvalg av endotelceller, en innledende kultur av renset kapillær fragmenter ble kombinert med puromyci…

Discussion

Rensing og spredning av pBEC

Under den rensing prosedyren er avgjørende skritt rask og effektiv fjerning av meninges og separasjon av hvite og grå materie, som er viktig for rensing avkastning og renhet og for riktig etableringen av modellen. Presentert i vitro BBB modellen med pBECs, har vi forbedret og forenklet en rensing prosedyren basert på mekanisk homogenisering av isolerte grå materie, størrelse-selektiv filtrering for isolering av microvessels, fordøyelsen med collagenase …

Declarações

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

Forfatterne ønsker å erkjenne Elisabeth Helena Bruun, Sarah Christine Christensen og Niels M. Kristiansen for teknisk assistanse, og Lundbeck grunnlaget gi nummer R155-2013-14113.

Materials

Fibronectin Sigma-Aldrich F1141
Collagen IV Sigma-Aldrich C5533
Poly-L-lysine Sigma-Aldrich P1524
DMEM/F-12 Lonza BE12-719F
DMEM/Low Glucose Sigma-Aldrich D6046
Penicillin/Streptomycin Gibco Invitrogen 15140
Plasma derived serum (PDS) First Link UK Ltd. 60-00-89
Fetal bovine serum (FBS) Gibco Invitrogen 10-270-106
Trypsin/EDTA Gibco Invitrogen 15090-046
Heparin Sigma-Aldrich H3393
Puromycin Sigma-Aldrich P8833
Hydrocortisone Sigma-Aldrich H4001
8-CPT-cAMP Biolog C010
RO 20-1724 Sigma-Aldrich B8279
Gentamicin Sulfate Lonza 17-518Z
DMSO Sigma-Aldrich 34896
PBS Sigma-Aldrich D8537
EtOH VWR 20,824,296 Mix the 70 % solution from the 96 % EtOH
DNAse 1 Sigma-Aldrich D4513
Collagenase CLS2 Sigma-Aldrich C6885
ddH2O Made with Elga System
T75 flasks Thermo Scientific 156499
Costar Transwell inserts (Cell permeable membrane inserts) Costar CLS3401 12-well plate, 12 mm diameter, 0.4 μm polycarbonate membrane
15 ml centrifuge tubes Cellstar 188271
50 ml centrifuge tubes Cellstar 227261
Petri dishes Thermo Scientific 150350
Cryo vials Thermo Scientific 377224
500 ml bottle Thermo Scientific 159910/159920
Scalpels Swann-Morten REF0211 Type 24
Tissue homogenizer Sigma D9188
140 μm filters MERCK NY4H04700
40 μm filters Corning 431750
EndOhm chamber system World Precision Instruments ENDOHM-12 EndOhm chamber for 12mm Culture Cups
EVOM2 electrode system World Precision Instruments 300523+STX100C TEER measurement system with rigid STX-100C electrode pair
Long needle Sigma Attach to a syringe
Fine-tip curved forceps KLS Martin 12-409-12-07
Broad tip forceps VWR 82027-390
Filter holder MERCK Milipore Swinnex-47
50 ml syringe Braun 4617509F
10 ml syringe Terumo SSt20ESI
Anti-Occludin antibody Abcam ab31721 1:100
Anti-p120 Catenin antibody BD Transduction laboratories 610133 1:200
Anti-ZO-1 antibody Invitrogen 61-7300 1:200
Anti-Claudin 5 antibody Sigma-Aldrich SAB4502981 1:100
Donkey anti rabbit IgG conjugated with Alexa Flour 568 Thermo Scientific A10042 1:500
Donkey anti mouse IgG conjugated with Alexa Flour 488 Thermo Scientific A21202 1:500
Sucrose Perkin Elmer NEC100X250UC 0.15µl/ml final working conc
Lucifer Yellow Sigma L0144 10 µg/ml final working conc

Referências

  1. Helms, H. C., et al. In vitro models of the blood-brain barrier: An overview of commonly used brain endothelial cell culture models and guidelines for their use. Journal of Cerebral Blood Flow, Metabolism. , 1-29 (2016).
  2. Abbott, N. J., Rönnbäck, L., Hansson, E. Astrocyte-endothelial interactions at the blood-brain barrier. Nature Rev Neurosci. 7 (1), 41-53 (2006).
  3. Hawkins, B. T., Davis, T. P. The blood-brain barrier/neurovascular unit in health and disease. Pharmacol Rev. 57 (2), 173-185 (2005).
  4. Abbott, N. J. Anatomy and Physiology of the Blood-Brain Barriers. Drug Delivery to the Brain SE – 1. 10, 3-21 (2014).
  5. Igarashi, Y., et al. Glial cell line-derived neurotrophic factor induces barrier function of endothelial cells forming the blood-brain barrier. Biochem Biophys Res Commun. 261 (1), 108-112 (1999).
  6. Sobue, K., et al. Induction of blood-brain barrier properties in immortalized bovine brain endothelial cells by astrocytic factors. Neurosci Res. 35 (2), 155-164 (1999).
  7. Hoheisel, D., et al. Hydrocortisone Reinforces the Blood-Brain Barrier Properties in a Serum Free Cell Culture System. Biochem Biophys Res Commun. 244 (1), 312-316 (1998).
  8. Tran, N. D., Correale, J., Schreiber, S. S., Fisher, M. Transforming growth factor-beta mediates astrocyte-specific regulation of brain endothelial anticoagulant factors. Stroke; a journal of cerebral circulation. 30 (8), 1671-1678 (1999).
  9. Takeshita, T., et al. Cilostazol attenuates ischemia-reperfusion-induced blood-brain barrier dysfunction enhanced by advanced glycation endproducts via transforming growth factor-β1 signaling. Mol cell neurosci. 60, 1-9 (2014).
  10. DeBault, L. E., Kahn, L. E., Frommes, S. P., Cancilla, P. A. Cerebral microvessels and derived cells in tissue culture: Isolation and preliminary characterization. In Vitro. 15 (7), 473-487 (1979).
  11. Bowman, P. D., et al. Primary Culture of Capillary Endothelium from Rat Brain. In Vitro IN VITRO Tissue Culture Association. 17 (4), 353-362 (1981).
  12. Bowman, P. D., Ennis, S. R., Rarey, K. E., Lorris Betz, A., Goldstein, G. W. Brain microvessel endothelial cells in tissue culture: A model for study of blood-brain barrier permeability. Annals of Neurology. 14 (4), 396-402 (1983).
  13. Rubin, L. L., et al. A cell culture model of the blood-brain barrier. The Journal of cell biology. 115 (6), 1725-1735 (1991).
  14. Wang, W., Dentler, W. L., Borchardt, R. T. VEGF increases BMEC monolayer permeability by affecting occludin expression and tight junction assembly. American journal of physiology. Heart and circulatory physiology. 280 (1), H434-H440 (2001).
  15. Cantrill, C. A., Skinner, R. A., Rothwell, N. J., Penny, J. I. An immortalised astrocyte cell line maintains the in vivo phenotype of a primary porcine in vitro blood-brain barrier model. Brain Research. 1479, 17-30 (2012).
  16. Patabendige, A., Skinner, R. A., Morgan, L., Joan Abbott, N. A detailed method for preparation of a functional and flexible blood-brain barrier model using porcine brain endothelial cells. Brain Research. 1521, 16-30 (2013).
  17. Patabendige, A., Skinner, R. A., Abbott, N. J. Establishment of a simplified in vitro porcine blood-brain barrier model with high transendothelial electrical resistance. Brain Research. 1521, 1-15 (2013).
  18. Patabendige, A., Abbott, N. J. Primary Porcine Brain Microvessel Endothelial Cell Isolation and Culture. Current Protocols in Neuroscience. 69, 3.27.1-3.27.17 (2014).
  19. Teow, H. M., Zhou, Z., Najlah, M., Yusof, S. R., Abbott, N. J., D’Emanuele, A. Delivery of paclitaxel across cellular barriers using a dendrimer-based nanocarrier. International Journal of Pharmaceutics. 441 (1-2), 701-711 (2013).
  20. Dickens, D., et al. A Multi-System Approach Assessing the Interaction of Anticonvulsants with P-gp. PLoS ONE. 8 (5), e64854 (2013).
  21. Yusof, S. R., Avdeef, A., Abbott, N. J. In vitro porcine blood-brain barrier model for permeability studies: pCEL-X software pKaFLUX method for aqueous boundary layer correction and detailed data analysis. European Journal of Pharmaceutical Sciences. 65, 98-111 (2014).
  22. Thomsen, L. B., Burkhart, A., Moos, T. A Triple Culture Model of the Blood-Brain Barrier Using Porcine Brain Endothelial cells, Astrocytes and Pericytes. PLOS ONE. 10 (8), e0134765 (2015).
  23. Liew, K. -. F., Hanapi, N. A., Chan, K. -. L., Yusof, S. R., Lee, C. -. Y. Assessment of the Blood-Brain Barrier Permeability of Potential Neuroprotective Aurones in Parallel Artificial Membrane Permeability Assay and Porcine Brain Endothelial Cell Models. Journal of Pharmaceutical Sciences. 106 (2), 502-510 (2017).
  24. Deli, M. A., Abrahám, C. S., Kataoka, Y., Niwa, M. Permeability studies on in vitro blood-brain barrier models: physiology, pathology, and pharmacology. Cellular and molecular neurobiology. 25 (1), 59-127 (2005).
  25. Omidi, Y., Campbell, L., Barar, J., Connell, D., Akhtar, S., Gumbleton, M. Evaluation of the immortalised mouse brain capillary endothelial cell line, b.End3, as an in vitro blood-brain barrier model for drug uptake and transport studies. Brain Research. 990 (1), 95-112 (2003).
  26. Paolinelli, R., et al. Wnt Activation of Immortalized Brain Endothelial Cells as a Tool for Generating a Standardized Model of the Blood Brain Barrier In Vitro. PLoS ONE. 8 (8), e70233 (2013).
  27. Steiner, O., Coisne, C., Engelhardt, B., Lyck, R. Comparison of Immortalized bEnd5 and Primary Mouse Brain Microvascular Endothelial Cells as in vitro Blood-Brain Barrier Models for the Study of T Cell Extravasation. Journal of Cerebral Blood Flow, Metabolism. 31 (1), 315-327 (2011).
  28. Förster, C., et al. Occludin as direct target for glucocorticoid-induced improvement of blood-brain barrier properties in a murine in vitro system. The Journal of Physiology. 565 (2), 475-486 (2005).
  29. Silwedel, C., Förster, C. Differential susceptibility of cerebral and cerebellar murine brain microvascular endothelial cells to loss of barrier properties in response to inflammatory stimuli. Journal of Neuroimmunology. 179 (1-2), 37-45 (2006).
  30. Kleinschnitz, C., et al. Glucocorticoid Insensitivity at the Hypoxic Blood-Brain Barrier Can Be Reversed by Inhibition of the Proteasome. Stroke. 42 (4), 1081-1089 (2011).
  31. Neuhaus, W., et al. Addition of NMDA-receptor antagonist MK801 during oxygen/glucose deprivation moderately attenuates the upregulation of glucose uptake after subsequent reoxygenation in brain endothelial cells. Neuroscience letters. 506 (1), 44-49 (2012).
  32. Neuhaus, W., Gaiser, F., Mahringer, A., Franz, J., Riethmüller, C., Fӧrster, C. The pivotal role of astrocytes in an in vitro stroke model of the blood-brain barrier. Frontiers in Cellular Neuroscience. 8, 352 (2014).
  33. Daneman, R., Zhou, L., Kebede, A. A., Barres, B. A. Pericytes are required for blood-brain barrier integrity during embryogenesis. Nature. 468 (7323), 562-566 (2010).
  34. Stamatovic, S. M., Keep, R. F., Kunkel, S. L., Andjelkovic, A. V. Potential role of MCP-1 in endothelial cell tight junction ‘opening’: signaling via Rho and Rho kinase. Journal of Cell Science. 116 (22), 4615-4628 (2003).
  35. Weidenfeller, C., Schrot, S., Zozulya, A., Galla, H. -. J. Murine brain capillary endothelial cells exhibit improved barrier properties under the influence of hydrocortisone. Brain Research. 1053 (1-2), 162-174 (2005).
  36. Deli, M. A., Abrahám, C. S., Niwa, M., Falus, A., et al. N,N-diethyl-2-[4-(phenylmethyl)phenoxy]ethanamine increases the permeability of primary mouse cerebral endothelial cell monolayers. Inflamm Res. 52, S39-S40 (2003).
  37. Calabria, A. R., Weidenfeller, C., Jones, A. R., de Vries, H. E., Shusta, E. V. Puromycin-purified rat brain microvascular endothelial cell cultures exhibit improved barrier properties in response to glucocorticoid induction. Journal of Neurochemistry. 97 (4), 922-933 (2006).
  38. Molino, Y., Jabès, F., Lacassagne, E., Gaudin, N., Khrestchatisky, M. Setting-up an In Vitro Model of Rat Blood-brain Barrier (BBB): A Focus on BBB Impermeability and Receptor-mediated Transport. Journal of Visualized Experiments. (88), e51278 (2014).
  39. Rutten, M. J., Hoover, R. L., Karnovsky, M. J. Electrical resistance and macromolecular permeability of brain endothelial monolayer cultures. Brain research. 425 (2), 301-310 (1987).
  40. Cecchelli, , et al. In vitro model for evaluating drug transport across the blood-brain barrier. Advanced drug delivery reviews. 36 (2-3), 165-178 (1999).
  41. Dehouck, M. P., Méresse, S., Delorme, P., Fruchart, J. C., Cecchelli, R. An easier, reproducible, and mass-production method to study the blood-brain barrier in vitro. Journal of neurochemistry. 54 (5), 1798-1801 (1990).
  42. Gaillard, P. J., et al. Establishment and functional characterization of an in vitro model of the blood-brain barrier, comprising a co-culture of brain capillary endothelial cells and astrocytes. European journal of pharmaceutical sciences official journal of the European Federation for Pharmaceutical Sciences. 12 (3), 215-222 (2001).
  43. Helms, H. C., Waagepetersen, H. S., Nielsen, C. U., Brodin, B. Paracellular tightness and claudin-5 expression is increased in the BCEC/astrocyte blood-brain barrier model by increasing media buffer capacity during growth. The AAPS journal. 12 (4), 759-770 (2010).
  44. Helms, H. C., Madelung, R., Waagepetersen, H. S., Nielsen, C. U., Brodin, B. In vitro evidence for the brain glutamate efflux hypothesis: Brain endothelial cells cocultured with astrocytes display a polarized brain-to-blood transport of glutamate. Glia. 60 (6), 882-893 (2012).
  45. Garberg, P., et al. In vitro models for the blood-brain barrier. Toxicology in Vitro. 19 (3), 299-334 (2005).
  46. Helms, H. C., Hersom, M., Kuhlmann, L. B., Badolo, L., Nielsen, C. U., Brodin, B. An Electrically Tight In Vitro Blood–Brain Barrier Model Displays Net Brain-to-Blood Efflux of Substrates for the ABC Transporters, P-gp, Bcrp and Mrp-1. The AAPS Journal. 16 (5), 1046-1055 (2014).
  47. van der Sandt, I. C., et al. Assessment of active transport of HIV protease inhibitors in various cell lines and the in vitro blood–brain barrier. AIDS. 15 (4), 483-491 (2001).
  48. Schaddelee, M. P., et al. Functional role of adenosine receptor subtypes in the regulation of blood-brain barrier permeability: possible implications for the design of synthetic adenosine derivatives. European journal of pharmaceutical sciences official journal of the European Federation for Pharmaceutical Sciences. 19 (1), 13-22 (2003).
  49. Malina, K. C. -. K., Cooper, I., Teichberg, V. I. Closing the gap between the in-vivo and in-vitro blood-brain barrier tightness. Brain Research. 1284, 12-21 (2009).
  50. Franke, H., Galla, H. J., Beuckmann, C. T. An improved low-permeability in vitro-model of the blood-brain barrier: transport studies on retinoids, sucrose, haloperidol, caffeine and mannitol. Brain research. 818 (1), 65-71 (1999).
  51. Thanabalasundaram, G., Schneidewind, J., Pieper, C., Galla, H. -. J. The impact of pericytes on the blood-brain barrier integrity depends critically on the pericyte differentiation stage. The International Journal of Biochemistry, Cell Biology. 43 (9), 1284-1293 (2011).
  52. Thanabalasundaram, G., El-Gindi, J., Lischper, M., Galla, H. -. J. Methods to Assess Pericyte-Endothelial Cell Interactions in a Coculture Model. Methods Mol Biol. 686, 379-399 (2011).
  53. von Wedel-Parlow, M., Wölte, P., Galla, H. -. J. Regulation of major efflux transporters under inflammatory conditions at the blood-brain barrier in vitro. Journal of Neurochemistry. 111 (1), 111-118 (2009).
  54. Zozulya, A., Weidenfeller, C., Galla, H. -. J. Pericyte-endothelial cell interaction increases MMP-9 secretion at the blood-brain barrier in vitro. Brain Research. 1189, 1-11 (2008).
  55. Mahringer, A., Delzer, J., Fricker, G. A fluorescence-based in vitro assay for drug interactions with breast cancer resistance protein (BCRP, ABCG2). European Journal of Pharmaceutics and Biopharmaceutics. 72 (3), 605-613 (2009).
  56. Gutmann, H., Török, M., Fricker, G., Huwyler, J., Beglinger, C., Drewe, J. Modulation of Multidrug Resistance Protein Expression in Porcine Brain Capillary Endothelial Cells In Vitro. Drug Metabolism and Disposition. 27 (8), (1999).
  57. Skinner, R., Gibson, R., Rothwell, N., Pinteaux, E., Penny, J. Transport of interleukin-1 across cerebromicrovascular endothelial cells. British Journal of Pharmacology. 156 (7), 1115-1123 (2009).
  58. Van Gelder, W., Huijskes-Heins, M. I. E., Van Dijk, J. P., Cleton-Soeteman, M. I., Van Eijk, H. G. Quantification of Different Transferrin Receptor Pools in Primary Cultures of Porcine Blood-Brain Barrier Endothelial Cells. Journal of Neurochemistry. 64 (6), 2708-2715 (2002).
  59. Huwyler, J., Drewe, J., Klusemann, C., Fricker, G. Evidence for P-glycoprotein-modulated penetration of morphine-6-glucuronide into brain capillary endothelium. British journal of pharmacology. 118 (8), 1879-1885 (1996).
  60. Walters, E. M., Agca, Y., Ganjam, V., Evans, T. Animal models got you puzzled?: think pig. Annals of the New York Academy of Sciences. 1245 (1), 63-64 (2011).
  61. Shawahna, R., Decleves, X., Scherrmann, J. -. M. Hurdles with using in vitro models to predict human blood-brain barrier drug permeability: a special focus on transporters and metabolizing enzymes. Current drug metabolism. 14 (1), 120-136 (2013).
  62. Weksler, B. B., et al. Blood-brain barrier-specific properties of a human adult brain endothelial cell line. FASEB journal official publication of the Federation of American Societies for Experimental Biology. 19 (13), 1872-1874 (2005).
  63. Siupka, P., et al. Bidirectional apical-basal traffic of the cation-independent mannose-6-phosphate receptor in brain endothelial cells. Journal of Cerebral Blood Flow, Metabolism. , (2017).
  64. Xu, C. -. Y., Zhu, H. -. M., Wu, J. -. H., Wen, H., Liu, C. -. J. Increased permeability of blood-brain barrier is mediated by serine protease during Cryptococcus meningitis. Journal of International Medical Research. 42 (1), 85-92 (2014).
  65. Roberts, D. J., Goralski, K. B. A critical overview of the influence of inflammation and infection on P-glycoprotein expression and activity in the brain. Expert opinion on drug metabolism, toxicology. 4 (10), 1245-1264 (2008).
  66. Correale, J., Villa, A. The blood-brain-barrier in multiple sclerosis: functional roles and therapeutic targeting. Autoimmunity. 40 (2), 148-160 (2007).
  67. Desai, B. S., Monahan, A. J., Carvey, P. M., Hendey, B. Blood-brain barrier pathology in Alzheimer’s and Parkinson’s disease: implications for drug therapy. Cell transplantation. 16 (3), 285-299 (2007).
  68. Gumbleton, M., Audus, K. L. Progress and limitations in the use of in vitro cell cultures to serve as a permeability screen for the blood-brain barrier. Journal of Pharmaceutical Sciences. 90 (11), 1681-1698 (2001).
  69. Franke, H., Galla, H., Beuckmann, C. T. Primary cultures of brain microvessel endothelial cells: a valid and flexible model to study drug transport through the blood-brain barrier in vitro. Brain research. Brain research protocols. 5 (3), 248-256 (2000).
  70. Schulze, C., Smales, C., Rubin, L. L., Staddon, J. M. Lysophosphatidic acid increases tight junction permeability in cultured brain endothelial cells. Journal of neurochemistry. 68 (3), 991-1000 (1997).
  71. Cohen-Kashi-Malina, K., Cooper, I., Teichberg, V. I. Mechanisms of glutamate efflux at the blood-brain barrier: involvement of glial cells. Journal of cerebral blood flow and metabolism: official journal of the International Society of Cerebral Blood Flow and Metabolism. 32 (1), 177-189 (2012).
  72. Abbott, N. J., Hughes, C. C., Revest, P. A., Greenwood, J. Development and characterisation of a rat brain capillary endothelial culture: towards an in vitro blood-brain barrier. Journal of cell science. , 23-37 (1992).
  73. Parkinson, F. E., Hacking, C. Pericyte abundance affects sucrose permeability in cultures of rat brain microvascular endothelial cells. Brain Research. 1049 (1), 8-14 (2005).
  74. Perrière, N., et al. Puromycin-based purification of rat brain capillary endothelial cell cultures. Effect on the expression of blood-brain barrier-specific properties. Journal of Neurochemistry. 93 (2), 279-289 (2005).
  75. Dobrogowska, D. H., Lossinsky, A. S., Tarnawski, M., Vorbrodt, A. W. Increased blood-brain barrier permeability and endothelial abnormalities induced by vascular endothelial growth factor. Journal of neurocytology. 27 (3), 163-173 (1998).
  76. Harhaj, N. S., Barber, A. J., Antonetti, D. A. Platelet-derived growth factor mediates tight junction redistribution and increases permeability in MDCK cells. Journal of Cellular Physiology. 193 (3), 349-364 (2002).
  77. Wang, W., Merrill, M. J., Borchardt, R. T. Vascular endothelial growth factor affects permeability of brain microvessel endothelial cells in vitro. The American journal of physiology. 271 (6 Pt 1), C1973-C1980 (1996).
  78. Tilling, T., Korte, D., Hoheisel, D., Galla, H. J. Basement membrane proteins influence brain capillary endothelial barrier function in vitro. Journal of neurochemistry. 71 (3), 1151-1157 (1998).
  79. Perrière, N., et al. A functional in vitro model of rat blood-brain barrier for molecular analysis of efflux transporters. Brain Research. 1150, 1-13 (2007).
  80. Calabria, A. R., Shusta, E. V. A genomic comparison of in vivo and in vitro brain microvascular endothelial cells. Journal of cerebral blood flow and metabolism: official journal of the International Society of Cerebral Blood Flow and Metabolism. 28 (1), 135-148 (2008).
  81. Abbott, N. J., Dolman, D. E. M., Drndarski, S., Fredriksson, S. M. An Improved In Vitro Blood-Brain Barrier Model: Rat Brain Endothelial Cells Co-cultured with Astrocytes. Methods in molecular biology. 814, 415-430 (2012).
  82. Boveri, M., et al. Induction of blood-brain barrier properties in cultured brain capillary endothelial cells: comparison between primary glial cells and C6 cell line. Glia. 51 (3), 187-198 (2005).
  83. Culot, M., et al. An in vitro blood-brain barrier model for high throughput (HTS) toxicological screening. Toxicology in Vitro. 22 (3), 799-811 (2008).
  84. Aigner, B., et al. Transgenic pigs as models for translational biomedical research. Journal of Molecular Medicine. 88 (7), 653-664 (2010).
  85. Naik, P., Cucullo, L. In Vitro Blood-Brain Barrier Models: Current and Perspective Technologies. J Pharmaceutical Sciences. 101 (4), 1337-1354 (2012).
  86. Cucullo, L., Hossain, M., Puvenna, V., Marchi, N., Janigro, D. The role of shear stress in Blood-Brain Barrier endothelial physiology. BMC Neuroscience. 12 (1), 40 (2011).
  87. Neuhaus, W., Lauer, R., Oelzant, S., Fringeli, U. P., Ecker, G. F., Noe, C. R. A novel flow based hollow-fiber blood-brain barrier in vitro model with immortalised cell line PBMEC/C1-2. Journal of biotechnology. 125 (1), 127-141 (2006).
  88. Griep, L. M., et al. BBB ON CHIP: microfluidic platform to mechanically and biochemically modulate blood-brain barrier function. Biomedical Microdevices. 15 (1), 145-150 (2013).
  89. Prabhakarpandian, B., et al. SyM-BBB: a microfluidic blood brain barrier model. Lab on a Chip. 13 (6), 1093 (2013).
  90. Walter, F. R., et al. A versatile lab-on-a-chip tool for modeling biological barriers. Sensors and Actuators B: Chemical. 222, 1209-1219 (2016).
check_url/pt/56277?article_type=t

Play Video

Citar este artigo
Nielsen, S. S. E., Siupka, P., Georgian, A., Preston, J. E., Tóth, A. E., Yusof, S. R., Abbott, N. J., Nielsen, M. S. Improved Method for the Establishment of an In Vitro Blood-Brain Barrier Model Based on Porcine Brain Endothelial Cells. J. Vis. Exp. (127), e56277, doi:10.3791/56277 (2017).

View Video