Microstructured устройства для оптимизированного микроинъекции и изображений личинок данио рерио
Summary
Микроинъекции zebrafish эмбриона и личинки является важным, но сложным техника, используемая во многих моделях данио рерио. Здесь мы представляем широкий спектр микромасштабной инструментов для оказания помощи в стабилизации и ориентации данио рерио микроинъекции и изображений.
Abstract
Данио рерио превратились в мощную модель различных заболеваний человека и полезным инструментом для увеличения диапазона экспериментальных исследований, охватывающих основные биологии развития через крупномасштабных генетических и химических экраны. Однако многие эксперименты, особенно тех, которые касаются инфекции и гранулы ксенотрансплантата модели, полагаются на микроинъекции и изображения эмбрионов и личинки, которые кропотливой методы, которые требуют навыка и опыта. Чтобы повысить точность и производительность современных методов микроинъекции, мы разработали ряд microstructured устройств для ориентации и стабилизации zebrafish эмбриона на 2 дня пост оплодотворение (dpf) в брюшной, спинной или поперечной ориентации до процедура. Для оказания помощи в визуализации эмбрионов, мы также разработали простое устройство с каналами, которые Ориент 4 данио рерио боково параллельно против скольжения обложки стекла. Вместе инструменты, которые мы представляем здесь продемонстрировать эффективность фотолитографический подходов для создания полезных устройств для оптимизации данио рерио методов.
Introduction
Данио рерио превратились в мощную модель для многих областях, начиная от исследования фундаментальных биологии развития для крупномасштабных генетических и химических экранов1,2. Рутинной генетических манипуляций, например гиперэкспрессия генов, сногсшибательно, ТРИФОСФАТЫ/Cas9 мутагенеза и трансгенез полагаются на микроинъекции генетического материала в одной ячейки зиготы, которая привела к разработке простых, легко в использовании, коммерчески доступные инструменты для ориентации и стабилизации яйца для инъекций3. Другие подходы, например трансплантации и инфекции, часто требуют микроинъекции в поздней стадии эмбриона и личинки, с использованием больших датчика капиллярного иглы4. Однако использование больших датчик иглы представляет значительные технические проблемы, как это более трудно проникнуть в ткани-мишени без нажатия или прокатки эмбриона. В этих условиях получения напряженности соответствующие воды, необходимых для стабилизации эмбриона, хотя трудно избежать высыхания во время процедуры и эмбрионы не может быть идеально ориентированы для инъекций в ткани-мишени.
После микроинъекции полезно часто вводят эмбрионов, выбрать те, которые были успешно введены и для захвата изображений в начальный момент времени точки на экране. Для решения этих проблем, мы разработали широкий спектр microstructured устройств, которые помогают стабилизировать 2 dpf эмбрионов в различных ориентациях микроинъекции5и для быстрого скрининга на основе образа впрыск.
Чтобы получить достаточных структурных резолюции в этих устройств, мы использовали фотолитографический методы. Широко используется в микроэлектронной промышленности и более недавно экстраполированы microfluidic изготовление, эти подходы можно добиться вертикальной структуры, начиная от 1-1000 мкм, масштаба, хорошо подходит для манипуляции zebrafish эмбриона и личинки. Все устройства были изготовлены с использованием полидиметилсилоксан (PDMS), который дешево, физически надежные, биологически инертным и прозрачным.
Microstructured поверхности массивы (СУУ) были отформатированы как блоки PDMS с узорными верхней поверхности, аналогичен простой каналы в блоках агарозы широко используется для микроинъекции яйцо. Для скрининга впрыск, 6 изображений устройства можно одеть в стандартной пластине 6-ну прозрачным дном. Эти устройства предназначены для легкой загрузки эмбрионов, в то время как процедуре выгрузки удобно позволяет спасения конкретных эмбрионов, содействия на основе образа скрининг подходов в более удобной для пользователя форме, чем те устройства, разработанной ранее Биб Лаборатория6.
Protocol
Representative Results
Discussion
Здесь, мы описывают использование устройств мы недавно разработали для облегчения 2 dpf данио рерио микроинъекции5и ввести устройство простой монтаж бесплатно агарозы для удобного отображения эмбрионов. Эти инструменты подчеркнуть полезность фотолитографический техники …
Declarações
The authors have nothing to disclose.
Acknowledgements
Авторы хотели бы поблагодарить Дэвида Лангенау за щедро предоставленные аквариум пространства; Эрик Стоун, Джон C. Мур и Цинь Тан для помочь с данио рерио обслуживания и реагентов и Энн Робертсон и Эллиотт Hagedorn Леонард Zon лаборатории для закупки штамм данио рерио, используемый здесь. Они также хотели бы поблагодарить Octavio Уртадо за консультацией по фотолитографический методов. FE финансировалось стипендии от Шрайнер в больницу для детей и Американской ассоциации Австралии. Эта работа финансировалась NIH Грант GM92804.
Materials
| Dow Corning Sylgard 184 Polydimethylsiloxane (PDMS) | Ellsworth Adhsives | 184 SIL ELAST KIT 0.5KG | For casting the devices. Kit includes PDMS monomer and Initiator |
| Low gelling temperature agarose | Sigma Aldrich | A9414-10G | For casting agarose devices |
| PFDTS silane | Sigma Aldrich | 448931-10G | For casting of negative PDMS molds |
| Tricaine (MS-222) | Sigma Aldrich | E10521-10G | To anesthetize zebrafish |
| Rhodamine Dextran 70,000 Da | ThermoFisher | D1818 | To trace microinjections |
| Leukotriene B4 (LTB4) | Cayman Chemicals | 20110 | Neutrophil chemoattractant |
| N-Formylmethionine-leucyl-phenylalanine (fMLP) | Sigma Aldrich | F3506-50MG | Neutrophil chemoattractant |
| 15 cm Petri dish | Fisher scientific | 08-757-148 | For Casting from the master wafer |
| Glass-bottom 6-well plates | MatTek | P06G-0-20-F | For imaging devices |
| Borosilicate glass microcapillaries | World Scientific Instruments | TW-100-4 | For microinjection needles |
| Transfer pipettes | Sigma Aldrich | Z350796 | For transferring zebrafish embryos |
| Microloader tips | Fisher scientific | E5242956003 | For loading the microinjection needles |
| Harris Uni-Core 1.5 mm punch | Ted Pella Inc. | 15111-15 | To punch ports in PDMS imaging devices |
| No. 11 Scalpel | Fine Science Tools | 10011-00 | For cutting PDMS |
| Dumont No. 5 Forceps | Fine Science Tools | 11252-10 | For dechorionating embryos and breaking microinjection needle tips |
| Marzhauser Micromanipulator | ASI | MM33-R | For manipulating microinjection needle |
| Magnetic stand | MSC | SPI – 87242624 | For mounting micromanipulator |
| MPPI-3 Picopump controller | ASI | MPPI-3 | To control microinjection volume and timing |
| EVOS inverted fluorescent microscope | ThermoFisher | EVOS FL | To image injected embryos |
| Dissecting microscope | Nikon | SMZ745 | For visualizing microinjecion |
| AutoCAD software | Autodesk | Download AutoCAD files from: https://dx.doi.org/10.6084/m9.figshare.4282853 and on the ZFIN community protocols wiki page: https://wiki.zfin.org/display/prot/ZFIN+ Protocol+Wiki |
Referências
- Lieschke, G. J., Currie, P. D. Animal models of human disease: zebrafish swim into view. Nat Rev Genet. 8 (5), 353-367 (2007).
- Dang, M., Fogley, R., Zon, L. I. Identifying Novel Cancer Therapies Using Chemical Genetics and Zebrafish. Adv Exp Med Biol. 916, 103-124 (2016).
- Westerfield, M. . The zebrafish book: a guide for the laboratory use of zebrafish (Danio rerio). , (2000).
- Benard, E. L., et al. Infection of zebrafish embryos with intracellular bacterial pathogens. J Vis Exp. (61), (2012).
- Ellett, F., Irimia, D. Microstructured Surface Arrays for Injection of Zebrafish Larvae. Zebrafish. 14 (2), 140-145 (2017).
- Bischel, L. L., Mader, B. R., Green, J. M., Huttenlocher, A., Beebe, D. J. Zebrafish Entrapment By Restriction Array (ZEBRA) device: a low-cost, agarose-free zebrafish mounting technique for automated imaging. Lab Chip. 13 (9), 1732-1736 (2013).
- Brower, K., White, A. K., Fordyce, P. M. Multi-step Variable Height Photolithography for Valved Multilayer Microfluidic Devices. J Vis Exp. (119), (2017).
- Shao, G., Wu, J., Cai, Z., Wang, W. Fabrication of elastomeric high-aspect-ratio microstructures using polydimethylsiloxane (PDMS) double casting technique. Sens Actuators A Phys. 178, 230-236 (2012).
- Bhuiyan, M. S., et al. Acinetobacter baumannii phenylacetic acid metabolism influences infection outcome through a direct effect on neutrophil chemotaxis. Proc Natl Acad Sci U S A. 113 (34), 9599-9604 (2016).
- Henry, K. M., et al. PhagoSight: an open-source MATLAB® package for the analysis of fluorescent neutrophil and macrophage migration in a zebrafish model. PloS one. 8 (8), e72636 (2013).
- Kimmel, C. B., Ballard, W. W., Kimmel, S. R., Ullmann, B., Schilling, T. F. Stages of embryonic development of the zebrafish. Dev Dynam. 203 (3), 253-310 (1995).
- Hemmilä, S., Cauich-Rodríguez, J. V., Kreutzer, J., Kallio, P. Rapid, simple, and cost-effective treatments to achieve long-term hydrophilic PDMS surfaces. Applied Surface Science. 258 (24), 9864-9875 (2012).
- Masselink, W., Wong, J. C., Liu, B., Fu, J., Currie, P. D. Low-cost silicone imaging casts for zebrafish embryos and larvae. Zebrafish. 11 (1), 26-31 (2014).
- Yang, F., Gao, C., Wang, P., Zhang, G. J., Chen, Z. Fish-on-a-chip: microfluidics for zebrafish research. Lab Chip. 16 (7), 1106-1125 (2016).
- Wielhouwer, E. M., et al. Zebrafish embryo development in a microfluidic flow-through system. Lab Chip. 11 (10), 1815-1824 (2011).
- Shen, Y. C., et al. A student team in a University of Michigan biomedical engineering design course constructs a microfluidic bioreactor for studies of zebrafish development. Zebrafish. 6 (2), 201-213 (2009).
- Li, Y., et al. Zebrafish on a chip: a novel platform for real-time monitoring of drug-induced developmental toxicity. PLoS One. 9 (4), e94792 (2014).
- Akagi, J., et al. Miniaturized embryo array for automated trapping, immobilization and microperfusion of zebrafish embryos. PLoS One. 7 (5), e36630 (2012).
- Akagi, J., et al. Fish on chips: Microfluidic living embryo array for accelerated in vivo angiogenesis assays. Sens Actuators B Chem. 189, 11-20 (2013).
- Lin, X., et al. High-throughput mapping of brain-wide activity in awake and drug-responsive vertebrates. Lab Chip. 15 (3), 680-689 (2015).
- Noori, A., Selvaganapathy, P. R., Wilson, J. Microinjection in a microfluidic format using flexible and compliant channels and electroosmotic dosage control. Lab Chip. 9 (22), 3202-3211 (2009).
