L’Ingestion de Fluorescent, nanoparticules magnétiques permettant de déterminer les capacités d’absorption de liquide chez les insectes
Summary
Fluide-insectes ont la capacité d’acquérir d’infimes quantités de liquides dans des surfaces poreuses. Ce protocole décrit une méthode pour déterminer directement la capacité des insectes d’ingérer des liquides de surfaces poreuses à l’aide de solutions d’alimentation avec des nanoparticules fluorescentes, magnétiques.
Abstract
Fluide-insectes ingèrent une variété de liquides, qui sont présents dans l’environnement comme les piscines, films, ou confinés à petits pores. Études d’acquisition liquide nécessitent évaluation des relations de structure et la fonction de pièce buccale ; Toutefois, mécanismes d’absorption fluide sont historiquement déduits des observations de l’architecture structurelle, parfois sans accompagnement avec les données expérimentales. Nous rapportons ici une nouvelle méthode pour évaluer les capacités d’absorption du liquide avec des papillons (Lepidoptera) et flies (Diptera) à l’aide de petites quantités de liquides. Insectes sont nourris avec une solution de saccharose 20 % mélangée avec des nanoparticules fluorescentes, magnétiques de papier-filtre de la taille des pores spécifique. La récolte (structure interne utilisé pour stocker des fluides) est retirée de l’insecte et placée sur un microscope confocal. Un aimant est agité par la culture pour déterminer la présence de nanoparticules, qui indiquent si les insectes sont capables d’ingérer des liquides. Cette méthodologie est utilisée pour révéler un mécanisme alimentation généralisé (action capillaire et formation de ponts liquides) qui est potentiellement partagé chez les lépidoptères et les diptères en se nourrissant de surfaces poreuses. En outre, cette méthode peut être utilisée pour l’étude des mécanismes parmi une variété d’insectes fluide, y compris ceux qui sont importants dans la transmission de la maladie et biomimetics et potentiellement d’autres études qui impliquent des nano – ou micro-entreprises conduites d’alimentation où transport liquide exige la vérification.
Introduction
De nombreux groupes d’insectes ont des pièces buccales (proboscis) adaptés à l’alimentation sur les fluides, comme le nectar, pourriture des fruits, sève flux (p. ex. diptères1, lépidoptères2, hyménoptères,3), xylème (Hemiptera,4), larmes (Lepidoptera ( 5) et le sang (Phthiraptères6, Siphonaptera7, Diptera7, Hemiptera8, Lepidoptera,9). La capacité des insectes pour se nourrir de fluides est pertinente pour la santé de l’écosystème (par exemple la pollinisation10), la maladie transmission4,11, biodiversification2,12et études de l’évolution convergente13. Malgré la grande variété de sources de nourriture, un thème parmi certains insectes fluide est la capacité à acquérir de petites quantités de liquides, ce qui pourraient se limiter à la micro ou nano-taille des gouttelettes, films liquides ou les surfaces poreuses.
Compte tenu de la vaste diversité des insectes fluide (plus de 20 % de toutes les espèces animales14,15) et leur capacité à se nourrir sur une variété de sources de nourriture, comprendre leur alimentation des comportements et des mécanismes d’absorption du liquide est important dans de nombreux domaines. Fonctionnalité de pièce buccale insectes, par exemple, a joué un rôle dans le développement de la technologie biomimétique, par exemple, les dispositifs microfluidiques pouvant effectuer des tâches telles que l’acquisition de petites quantités de liquides à l’aide de méthodes similaires à celles employées par insectes16. Un problème fondamental dans les études des mécanismes d’absorption fluide, cependant, est déterminant non seulement comment insectes se nourrissent des fluides, mais acquérir des preuves expérimentales qui prend en charge le mécanisme. Uniquement à l’aide de comportement (p. ex., sondant avec la trompe12,17) comme un indicateur pour l’alimentation est insuffisant car elle ne confirme pas l’adoption réussie de fluides, et ne fournit un moyen pour déterminer l’itinéraire qui fluides de voyage pendant qu’ils traversent l’insecte. En outre, réaliser des expériences avec de petites quantités de liquides mieux représente des scénarios alimentation naturelles où les fluides sont une limitation ressource2,12.
X-ray phase imagerie de contraste a été utilisée avec le papillon monarque (Danaus plexippus L.) afin d’évaluer comment papillons se nourrissent de petites quantités de fluides de surfaces poreuses12. Papillons monarques utiliser capillarité via les espaces entre les projections cuticulaires (dorsale legulae) le long de la trompe pour fluides confinés à petits pores dans le canal alimentaire. Les fluides entrants forment une pellicule sur le mur de canal alimentaire qui se développe et s’effondre dans un pont liquide par Plateau instabilité12,18, qui est ensuite transporté au tube digestif de la butterfly par action de la pompe aspirante dans la tête. Bien que l’imagerie de contraste de phase aux rayons x est un outil optimal pour visualiser l’écoulement du fluide à l’intérieur des insectes12,19,20,21, la technique n’est pas facilement disponible et un plus pratique méthode est nécessaire pour une évaluation rapide de la capacité de l’insecte aux fluides de l’absorption et les ingérer.
Pour déterminer si le mécanisme d’alimentation pour d. plexippus s’applique aux autres lépidoptères et également à flies (Diptera) (les deux groupes se nourrir de liquides de surfaces poreuses), Lehnert et al. 13 appliqué une technique permettant d’évaluer la capacité de l’insecte se nourrissent de petites quantités de liquides provenant des surfaces poreuses, qui est rapportée en détail ici. Bien que le protocole décrit ici est pour les études qui utilisent humidifiés et surfaces poreuses, la méthodologie peut être modifiée pour d’autres études, comme celles traitant des mécanismes d’alimentation piscine. En outre, les applications s’étendent à d’autres domaines, y compris la technologie microfluidique et bioinspired.
Protocol
Representative Results
Discussion
Fonctionnalité de pièce buccale insectes historiquement est déduite à partir des études de morphologie générale (p. ex.., lépidoptères trompe fonctionnalités liées à une consommation de paille25,26) ; Toutefois, des études récentes qui intègrent les données expérimentales ont donné lieu à un changement de paradigme dans notre compréhension de la complexité des pièces buccales insectes et structure-fonction des relations<sup class="…
Declarações
The authors have nothing to disclose.
Acknowledgements
Ce travail a été soutenu par la National Science Foundation (NSF) grant no. IOS 1354956. Nous remercions le Dr Andrew D. Warren (McGuire Center for lépidoptères et biodiversité, Florida Museum of Natural History, University of Florida) pour obtenir l’autorisation d’utiliser les images de papillon.
Materials
| 20% sucrose solution | Domino Sugar | Sugar needed to produce the sucrose solution with dH2O | |
| Phosphate Buffered Saline (PBS) | Sigma-Aldrich | P5493 | 10X concentration diluted to 1X in dH2O for insect dissections |
| Single depression concave slide | AmScope | BS-C6 | Slide is necessary for feeding stage setup |
| Filter paper | EMD Millipore | NY6004700 (60 µm) | Nylon net filters and isopore filters needed to produce a porous surface for insect feeding |
| Filter paper | EMD Millipore | NY4104700 (41 µm) | Nylon net filters and isopore filters needed to produce a porous surface for insect feeding |
| Filter paper | EMD Millipore | NY3004700 (30 µm) | Nylon net filters and isopore filters needed to produce a porous surface for insect feeding |
| Filter paper | EMD Millipore | NY2004700 (20 µm) | Nylon net filters and isopore filters needed to produce a porous surface for insect feeding |
| Filter paper | EMD Millipore | NY1104700 (11 µm) | Nylon net filters and isopore filters needed to produce a porous surface for insect feeding |
| Filter paper | EMD Millipore | TCTP04700 (10 µm) | Nylon net filters and isopore filters needed to produce a porous surface for insect feeding |
| Filter paper | EMD Millipore | TETP04700 (8 µm) | Nylon net filters and isopore filters needed to produce a porous surface for insect feeding |
| Filter paper | EMD Millipore | TMTP04700 (5 µm) | Nylon net filters and isopore filters needed to produce a porous surface for insect feeding |
| Filter paper | EMD Millipore | RTTP04700 (1 µm) | Nylon net filters and isopore filters needed to produce a porous surface for insect feeding |
| Iris microdissecting scissors | Carolina Biological Supply Company | 623555 | Scissors used for dissections |
| Insect pins (#1) | Bioquip Products | 1208B1 | Pins used during dissections and feeding trials |
| Extra-fine point dissecting forceps | Carolina Biological Supply Company | 624684 | Dissecting equipment |
| Leica M205 C Stereoscope | Leica Microsystems | M205 C | Stereoscope used for dissections |
| Inverted confocal microscope | Olympus | IX81 | Fluorescent microscope used to detect magnetic nanoparticles |
| Fisherbrand PTFE Disposable Stir Bar | Fisherscientific | S68067 | Magnet used to detect nanoparticles |
| Kimtech Science Kimwipes | Kimberly-Clark Professional | 34155 | Tissues used to secure insects during feeding trials |
| House fly (Musca domestica) pupae | Mantisplace.com | insects for experiments | |
| Blue bottle fly (Calliphora vomitoria) pupae | Mantisplace.com | insects for experiments | |
| Cabbage butterfly (Pieris rapae) larvae | Carolina Biological Supply Company | 144102 | insects for experiments |
| Finnpipette F1 | ThermoFisher Scientific | 4641080N | micropipette for dispensing liquids |
| Finntip 250 pipette tips | ThermoFisher Scientific | 9400250 | micropipette tips |
| Microscope Glass cover slides (=coverslips) (24 x 24 mm) | AmScope | CS-S24-100 | coverslips for viewing the insect's crop on confocal microscope |
Referências
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