Summary

アダルト マウス後根神経節外植体し、解離細胞モデル神経可塑性とウイルス感染を含む環境の侮辱への応答を調査するため

Published: March 09, 2018
doi:

Summary

ニューロン-グリア相互作用、神経可塑性、関連付けのメカニズムの広い範囲を調査するこのレポートで切片培養、マウス由来後根神経節細胞の初代培養の解離の利点が強調表示されます。neuroinflammation、およびウイルス感染への応答。

Abstract

このプロトコルでは、マウス由来の後根神経節 (DRG) 植と体外後根神経節由来培養の解離の感覚ニューロンとグリアの衛星細胞の前のヴィヴォモデルについて説明します。これらは様々 なニューロン-グリア相互作用、神経可塑性に至る末梢神経系 (PNS) の生理学的および病理学的条件に関連する生体の反応を調査するための便利で多機能なモデルです。neuroinflammation、およびウイルス感染。DRG 植の使い方は、複数の理由から単純な単一細胞モデルと比較して科学的に有利です。例えば、として、培養 DRG 植によりすべての神経細胞およびグリア細胞の機能に重要な役割を果たす細胞外微小環境を含む全体の神経ネットワークの転送前のヴィヴォ。さらに、DRG 植も維持できる前のヴィヴォとしてすることができますは、数日と培養条件の希望します。さらに、収穫の DRG がさらの第一次感覚ニューロンと神経細胞とグリア相互作用、神経突起形成、細胞と軸索のコーンの相互作用を調査するため衛星グリア細胞の生体外で共培養に解離することができます。微小環境、そしてより一般的な神経の代謝に関連するあらゆる側面。したがって、DRG 植システムは、多大なコスト効率の高い方法で生物学、生理学、病理学的条件に関連するイベントの広い配列を研究する柔軟性を提供します。

Introduction

本稿で報告するニューロン-グリアに至る PNS 侮辱に対する生体の応答の広い範囲を調査する保存の組織のような微小環境として派生したマウス後根神経節のモデル システムの切片ex vivoモデルを取得する方法相互作用、神経可塑性、ウイルス感染、炎症のマーカー。さらに、我々 はさらに後根神経節から派生した単一ニューロンと衛星細胞の共培養を作成するプロトコルを開発しました。

DRG は、衛星グレー-問題-単位脊髄神経の背側脊髄神経根に沿って中枢神経系 (CNS) の外側に位置します。DRG、椎間孔、家 pseudounipolar 感覚ニューロンと衛星細胞の近くに位置します。Pseudounipolar ニューロン細胞体へ周辺ターゲットから体性および内臓の入力を運ぶ末梢プロセスと中枢神経系に細胞体から感覚の情報を送信する中央のプロセスに分割単一の神経突起を備えています。結合カプセルを定義し、中枢神経系のニューロンとグリア細胞のこの周辺のクラスターを分離します。ローカルの幹細胞ニッチ、ライフ1で発生する神経因性のイベントを担当して生後細胞移動したり、DRG からこれまで説明されています。したがって、このモデルは成体、axonogenesis、咬合性外傷、および細胞死2,3,4,5,6,7 への応答の研究に特に適して ,8,9

再生に関する分野で体内から採取した DRG と explanted体外axonotmesis を再現、どの軸索が完全に切断された神経細胞の細胞体の損傷状態が神経ターゲット10 から切断されました。 ,11。末梢神経損傷は、DRG の減少と増加の遺伝子発現を引き起こす可能性が、これらの変更の多くは、再生プロセスの結果が免疫応答の非神経細胞から別の応答可能性がありますも多く知られています。前のヴィヴォを使用して孤立した後根神経節で、この複雑さのいくつかのシステムが削除され、生成経路をより簡単に調べることができます。

ほかに中枢神経系の GABA12,13,14,15神経相馬のレベルを含む多くの神経伝達物質の受容体の豊かさへの感覚入力を伝える上で中心的な役割と同様介在ニューロン間励起の証拠は、DRG が感覚入力16,17の洗練された予備的インテグレーターであることを提案するかもしれない。これらの新しい発見を与える DRG 植にミニ神経ネットワーク システム神経組織特異オルガノイドの調査のより広範な実験的フィールドの使用は、他の「ミニ脳」モデルと同様治療の特性神経疾患18,19へのアプローチ。DRG は神経組織に囲まれて結合カプセルの離散と明確に定義されたクラスターであるという事実と共にこれらの証拠はそれ前のヴィヴォ移植のために臓器を作る。

培養マウス後根神経節には、種の間の構造および遺伝の類似のため人間病態生理を持ってモデル化する魅力的な多細胞オプションが表示されます。さらに、トランスジェニック マウス系統の大規模なリポジトリは将来解明に非常に助長します。開発時および損傷後の神経突起の伸展成長円錐形、基板20,21力学的相互作用が必要です。ナノ-マイクロ パターン基板は、神経突起伸長を指示し、微小の地形に対応する能力を発揮するツールとして使用されています。ニューロンは、生き残るため、付着、移行、および基板22,23溝などの表面機能を操作する軸索の方向に示されています。しかし、これらの研究は、培養細胞を利用した通常、プライマリ神経細胞の意志を予測することは困難だ明確に定義された、物理的なキュー体内または体外への対応します。

マウス後根神経節この提案の使用の前のヴィヴォ植モデルは、実質細胞間相互作用と成長軸索を取り巻く生化学的手がかりを模倣します。多くの異なった実験パラダイムに至る軸索再生、neurosphere 生産 neuroinflammation、DRG 外植片の間でモデルは引き続き感覚内ウイルス感染と待ち時間の側面を調査するための貴重なツールとして大脳基底核24,25,26,27

神経系 (NS) は、一般的にウイルス感染症28,29,30のターゲットです。ほとんどのウイルスは上皮と内皮細胞表面に感染し、感覚と運動線維末梢神経を介して NS に表面の組織から彼らの方法を作る。単純ヘルペス ウイルス タイプ 1 (HSV-1) 上皮細胞に初期感染は好ましくは、知覚神経節に生涯潜伏を確立後 PNS31,32の DRG。PNS に感染した HSV-1 neuroptropic 機能は、最終的に神経疾患33に します。

Protocol

動物の使用を含むすべての手順は、倫理委員会承認プロトコル (IACUC 中西部大学) によって承認されています。 1. マウス胚から後根神経節の収穫 斬首に続いて窒息法 (CO2) による成体を安楽死させます。すぐに手術、脊柱を削除に進みます。 背高級はさみを使用して皮膚の層を切断することによって、脊柱を公開します。列の両側に肋…

Representative Results

神経可塑性と神経環境相互作用の複数の側面は、後根神経節と 1 つの解離細胞培養モデルを使用して調べることができます。DRG 植と模式的に図 1に表される後根神経節由来の解離細胞を分離することによって研究を始めました。組織と単一細胞モデルの両方は、さまざまな蛍光、西部のしみ、ゲノムの試金、実験的なデザインと目的の性質によっては他の分析手法など?…

Discussion

前のヴィヴォDRG モデルは、ニューロン ・ グリア相互作用などのイベントの広い範囲と同様、両方の神経細胞およびグリア代謝37の制御の効果を調査するため非常に便利です。さらに、DRG モデルをコスト効果の高いツールとして使用して、発症機序、関連マーカーの特定の疾患、感染症の急性の慢性および潜在期の ex vivoシステム開発に関連する質問に対処可?…

Declarações

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

我々 は、細胞培養およびイメージングワークの彼らの貢献のため中西部大学 (MWU) と [Chanmoly ハンセン、クリストファー ・ Dipollina、ダリル ジャンバルヴォ ・ ケーシー シガーソン] 学生のグループでイメージングの中核施設を心から感謝します。この研究は私に m. f. や研究のスタートアップ資金を MWU の学内助成金によって支えられました。

Materials

Adult Mice NIH/Swiss Harlan Laboratories
35mm petri dish Cell Treat 229635
Matrigel ECM Sigma-Aldrich E1270 gelatinous protein mixture
F12 Media Gibco 11765-054 *Part of SFM media
Collagenase IV Sigma-Aldrich C5138
Trypsin Sigma-Aldrich 25200-056
FBS Sigma-Aldrich F6178
0.22um filter BD Falcon 352350
Neurobasal media Gibco 10888-022
B27 supplement Gibco 17504-044 Supplement for neuronal culture
PSN antibiotics Gibco 15640-055 *Part of SFM media
Antibiotic mixture
L-glutamate Sigma-Aldrich G7513 *Part of SFM media
NGF Alomone Labs N-100 Nerve growth factor
Laminin coated coverslide Neuvitro GG-14-Laminin
ONPG subtrate Pierce 34055
X-gal Invitrogen 15520034
Antibody anti-B-tubulin Sigma-Aldrich T8328 1:2000 dilution
Antibody anti-peripherin Millipore AB1530 1:1000 dilution
Hoechst dye Thermo Fisher 62249 1.5 µM final concentration
Anti-heparan sulfate US Biological H1890-10 0.180555556
Anti gD antibody Virostat 196 1:10 dilution
BSA  Sigma-Aldrich A2153-100G *Part of SFM media
BME Gibco 21010-046 *Part of SFM media
Glucose Sigma-Aldrich G7021-1KG *Part of SFM media
KIT (Insulin-transferrin-Selenium-A) Gibco 51300-044 *Part of SFM media
Vitamin-C Sigma-Aldrich A4403 *Part of SFM media
Putrescine Sigma-Aldrich P7505 *Part of SFM media
488 (goat anti-mouse) Life Technologies A11029
Cy3 (goat anti-rabbit) Jackson Immunoresearch laboratories 111-165-003
Normal Goat serum  Vector S-1000
Formalin Solution Sigma-Aldrich HT5014-120ML
PBS Gibco 10010-031
Triton-X Sigma-Aldrich T9284-500ML
VectaShield Vector H-1500 Flurescence mount
Diamond White Glass Coverslides Globe Scientific 1380-20

Referências

  1. Muratori, L., et al. Generation of new neurons in dorsal root Ganglia in adult rats after peripheral nerve crush injury. Neural Plast. , 860546 (2015).
  2. Dellarole, A., Grilli, M. Adult dorsal root ganglia sensory neurons express the early neuronal fate marker doublecortin. J Comp Neurol. 511 (3), 318-328 (2008).
  3. Devor, M., Govrin-Lippmann, R. Neurogenesis in adult rat dorsal root ganglia. Neurosci Lett. 61 (1-2), 189-194 (1985).
  4. Farel, P. B., Boyer, A. Transient effects of nerve injury on estimates of sensory neuron number in juvenile bullfrog. J Comp Neurol. 410 (2), 171-177 (1999).
  5. Geuna, S., Borrione, P., Poncino, A., Giacobini-Robecchi, M. G. Morphological and morphometrical changes in dorsal root ganglion neurons innervating the regenerated lizard tail. Int J Dev Neurosci. 16 (2), 85-95 (1998).
  6. La Forte, R. A., Melville, S., Chung, K., Coggeshall, R. E. Absence of neurogenesis of adult rat dorsal root ganglion cells. Somatosens Mot Res. 8 (1), 3-7 (1991).
  7. Pannese, E. Investigations on the Ultrastructural Changes of the Spinal Ganglion Neurons in the Course of Axon Regeneration and Cell Hypertrophy I. Changes during Axon Regeneration. Z Zellforsch Mikrosk Anat. 60, 711-740 (1963).
  8. Popken, G. J., Farel, P. B. Sensory neuron number in neonatal and adult rats estimated by means of stereologic and profile-based methods. J Comp Neurol. 386 (1), 8-15 (1997).
  9. Tandrup, T. Unbiased estimates of number and size of rat dorsal root ganglion cells in studies of structure and cell survival. J Neurocytol. 33 (2), 173-192 (2004).
  10. Sarikcioglu, L., et al. Effect of severe crush injury on axonal regeneration: a functional and ultrastructural study. J Reconstr Microsurg. 23 (3), 143-149 (2007).
  11. Varejao, A. S., et al. Functional and morphological assessment of a standardized rat sciatic nerve crush injury with a non-serrated clamp. J Neurotrauma. 21 (11), 1652-1670 (2004).
  12. Hanack, C., et al. GABA blocks pathological but not acute TRPV1 pain signals. Cell. 160 (4), 759-770 (2015).
  13. Pagadala, P., et al. Loss of NR1 subunit of NMDARs in primary sensory neurons leads to hyperexcitability and pain hypersensitivity: involvement of Ca(2+)-activated small conductance potassium channels. J Neurosci. 33 (33), 13425-13430 (2013).
  14. Zhang, X. L., Albers, K. M., Gold, M. S. Inflammation-induced increase in nicotinic acetylcholine receptor current in cutaneous nociceptive DRG neurons from the adult rat. Neurociência. 284, 483-499 (2015).
  15. Zhu, Y., Lu, S. G., Gold, M. S. Persistent inflammation increases GABA-induced depolarization of rat cutaneous dorsal root ganglion neurons in vitro. Neurociência. 220, 330-340 (2012).
  16. Amir, R., Devor, M. Functional cross-excitation between afferent A- and C-neurons in dorsal root ganglia. Neurociência. 95 (1), 189-195 (2000).
  17. Kim, Y. S., et al. Coupled Activation of Primary Sensory Neurons Contributes to Chronic Pain. Neuron. 91 (5), 1085-1096 (2016).
  18. Lancaster, M. A., et al. Cerebral organoids model human brain development and microcephaly. Nature. 501 (7467), 373-379 (2013).
  19. Qian, X., et al. Brain-Region-Specific Organoids Using Mini-bioreactors for Modeling ZIKV Exposure. Cell. 165 (5), 1238-1254 (2016).
  20. Lowery, L. A., Van Vactor, D. The trip of the tip: understanding the growth cone machinery. Nat Rev Mol Cell Biol. 10 (5), 332-343 (2009).
  21. Dickson, B. J. Molecular mechanisms of axon guidance. Science. 298 (5600), 1959-1964 (2002).
  22. Miller, C., Shanks, H., Witt, A., Rutkowski, G., Mallapragada, S. Oriented Schwann cell growth on micropatterned biodegradable polymer substrates. Biomaterials. 22 (11), 1263-1269 (2001).
  23. Clark, P., Connolly, P., Curtis, A. S., Dow, J. A., Wilkinson, C. D. Topographical control of cell behaviour: II. Multiple grooved substrata. Development. 108 (4), 635-644 (1990).
  24. Antinone, S. E., Smith, G. A. Retrograde axon transport of herpes simplex virus and pseudorabies virus: a live-cell comparative analysis. J Virol. 84 (3), 1504-1512 (2010).
  25. Holland, D. J., Miranda-Saksena, M., Boadle, R. A., Armati, P., Cunningham, A. L. Anterograde transport of herpes simplex virus proteins in axons of peripheral human fetal neurons: an immunoelectron microscopy study. J Virol. 73 (10), 8503-8511 (1999).
  26. Sharthiya, H., Seng, C., Van Kuppevelt, T. H., Tiwari, V., Fornaro, M. HSV-1 interaction to 3-O-sulfated heparan sulfate in mouse-derived DRG explant and profiles of inflammatory markers during virus infection. J Neurovirol. 23 (3), 483-491 (2017).
  27. Zerboni, L., et al. Herpes simplex virus 1 tropism for human sensory ganglion neurons in the severe combined immunodeficiency mouse model of neuropathogenesis. J Virol. 87 (5), 2791-2802 (2013).
  28. Koyuncu, O. O., Hogue, I. B., Enquist, L. W. Virus infections in the nervous system. Cell Host Microbe. 13 (4), 379-393 (2013).
  29. Swanson, P. A., McGavern, D. B. Viral diseases of the central nervous system. Curr Opin Virol. 11, 44-54 (2015).
  30. Tyler, K. L. Emerging viral infections of the central nervous system: part 2. Arch Neurol. 66 (9), 1065-1074 (2009).
  31. Preston, C., Efstathiou, S., Campadelli-Fiume, G., Arvin, A., Mocarski, E. Ch 33. Human Herpesviruses Biology, Therapy, and Immunoprophylaxis. , (2007).
  32. Roizman, B., Whitley, R. J. An inquiry into the molecular basis of HSV latency and reactivation. Annu Rev Microbiol. 67, 355-374 (2013).
  33. Whitley, R., Kimberlin, . D. W., Prober, C. G., Arvin, A., et al. . Human Herpesviruses: Biology, Therapy, and Immunoprophylaxis. , (2007).
  34. Fueshko, S., Wray, S. LHRH cells migrate on peripherin fibers in embryonic olfactory explant cultures: an in vitro model for neurophilic neuronal migration. Dev Biol. 166 (1), 331-348 (1994).
  35. Parish, C. R. The role of heparan sulphate in inflammation. Nat Rev Immunol. 6 (9), 633-643 (2006).
  36. Zhang, X., Wang, B., Li, J. P. Implications of heparan sulfate and heparanase in neuroinflammation. Matrix Biol. 35, 174-181 (2014).
  37. Du, X., et al. Local GABAergic signaling within sensory ganglia controls peripheral nociceptive transmission. J Clin Invest. 127 (5), 1741-1756 (2017).
  38. Hughes, C. S., Postovit, L. M., Lajoie, G. A. Matrigel: a complex protein mixture required for optimal growth of cell culture. Proteomics. 10 (9), 1886-1890 (2010).
check_url/pt/56757?article_type=t

Play Video

Citar este artigo
Fornaro, M., Sharthiya, H., Tiwari, V. Adult Mouse DRG Explant and Dissociated Cell Models to Investigate Neuroplasticity and Responses to Environmental Insults Including Viral Infection. J. Vis. Exp. (133), e56757, doi:10.3791/56757 (2018).

View Video