Summary

Utvärdering av stamceller terapier i bilaterala knäskålssenan skada modell hos råttor

Published: March 30, 2018
doi:

Summary

Detta dokument beskriver utarbetande och utvärdering av navelsträngen matrix-derived mesenkymala stamceller spheroids med bilaterala knäskålssenan defekt modell i en råtta. Denna modell var var en godtagbar hälsoförsämring och hittade för att identifiera skillnader mellan obehandlade och behandlade senor, och mellan de två behandlingarna testas.

Abstract

Regenerativ medicin ger romanen alternativ till villkor som utmanar traditionella behandlingar. Prevalens och sjuklighet av tendinopathy mellan arter, har kombinerat med begränsad helande egenskaper av denna vävnad, du uppmanas sökandet för cellulära behandlingar och drivs utvecklingen av experimentella modeller för att studera deras effekt. Navelsträngen matrix-derived mesenkymala stamceller (UCM-MSC) är tilltalande kandidater eftersom de är riklig, lätt att samla, kringgå de etiska farhågor och risk för teratoma bildning, ändå likna primitiva embryonala stamceller närmare än Adult vävnad-derived MSCs. betydande intresse har fokuserat på kitosan som en strategi för att förbättra egenskaperna för MSCs genom sfäroid bildas. Detta papper Detaljer tekniker att isolera UCM-MSCs förbereda spheroids på chitosan film och analysera effekten av sfäroid bildas på ytan markör uttryck. Därför beskrivs skapa en bilaterala knäskålssenan skada modell råttor för i vivo implantation av UCM-MSC spheroids bildas på chitosan film. Inga komplikationer observerades i studien avseende sjuklighet, betona stigande effekter eller vävnad infektion. Funktionella poängsumman av de opererade råttorna på 7 dagar var lägre än för normala råttor, men återgick till det normala inom 28 dagar efter operation. Histologiska noter av vävnad-healing bekräftat förekomsten av en propp i behandlade defekter utvärderade på 7 dagar, frånvaron av främmande kropp reaktion och framåt helande i 28 dagar. Denna bilaterala patella senan defekt modell var styr interindividuell variation via skapandet av en intern kontroll i varje råtta, associerade med acceptabel sjuklighet, och tillät detektering av skillnaderna mellan obehandlade senor och behandlingar.

Introduction

Senan skada är en av de vanligaste orsakerna till betydande smärta och muskel atrofi över arter1. Inom veterinärmedicinen är senor och ligament skador av särskilt intresse för hästar, som 82% av alla skador i kapplöpningshästar involverar rörelseapparaten, och 46 procent av dem påverkar senor och ligament2,3. Ärrvävnad bildas påverkar läkta senor biomekaniska egenskaper och förklarar bevakad prognosen för återgång till athletic användning efter flexor sena skador; Re-skadan uppstår inom 2 år i upp till 67% av hästar behandlades konservativt4. Regenerativ medicin ger romanen alternativ till ett tillstånd som utmanar traditionella behandlingar. Terapi med autologa stamceller har producerat några uppmuntrande resultat5,6 men begränsas av den sjuklighet som är associerad med vävnad insamling, fördröjd administrering på grund av bearbetning/omprogrammering av celler och påverkan av den patientens hälsotillstånd (såsom ålder) i egenskaperna för stem cells7,8. Dessa begränsningar ge en motivering för att utreda allogena stamceller som ett off-the-shelf alternativ. Fostrets adnexa-derived celler är tilltalande kandidater eftersom de kringgå etiska betänkligheter och risk för teratoma bildning förknippas med embryonala stamceller. Bland fostrets adnexa är navelsträngen matrix (UCM), också heter Whartons gelé, riklig och lätt att samla in.

Oavsett cell källa är det nödvändigt att upprätta en cell bank för prövningar regenerativ medicin att förbättra stemness. Ur en funktionell synvinkel, kan stemness definieras som risken för självförnyelse och flera härstamning differentiering9. Bevis på stemness beroende proliferation och differentiering analyser, tillsammans med uttrycket av genen markörer Oct4, Sox2, och Nanog9. En strategi för att förbättra stemness är beroende av användningen av biomaterial som ogiltiga fyllmedel och bärare ökad proliferation och differentiering av UCM-MSCs. Denna strategi eliminerar oro för manipulation av transkriptionell faktorer att omprogrammera mogna celler i inducerade pluripotenta celler. Bland biomaterial betraktas som potentiella bärare för stamceller, är chitosan tilltalande för sina biokompatibilitet och nedbrytbarhet10. Detta naturliga aminopolysaccharide bildas av alkaliska deacetylering av chitinen, den näst vanligaste naturliga polysackarid, primärt erhålls som en minimiimportpriserna skaldjur10. Vi har tidigare undersökt samspelet mellan MSCs och chitosan ställningar, och observerade bildandet av spheroids11,12,13,14,15, 16. vi rapporterade också om överlägsenhet av kondrogenes om chitosan matriser12,13,14,15,16,17, 18. Mer nyligen, två oberoende studier beskrivs spheroids bildandet av fettvävnad och moderkakan vävnad härrör MSCs odlade på en chitosan film19,20. Denna formation av spheroids inte bara förbättrat stemness, men också förbättrat lagring av stamceller efter i vivo implantation20.

Prevalens och sjuklighet av tendinopathy över arter har föranlett utvecklingen av experimentella modeller för att studera patofysiologin bakom tendinopathies och testa nya terapier såsom stamceller injektioner. Hästar är kollagenas-inducerad tendinit en gemensam modell för att demonstrera effekten använder MSCs i senan reparation21. Relevansen av detta tillvägagångssätt är begränsad, eftersom injektioner orsaka akut inflammatoriska förändringar, medan kliniska tendinopathies brukar resultera från kronisk överansträngning22,23. Dessutom kemisk inducering av senan sjukdom inducerar en helande svar och replikerar inte nedsatt läkningsprocessen närvarande i kliniska fall22,23. Excision av ett segment av ytliga digitala flexor senan har beskrivits som en kirurgisk modell av tendinit i hästar24. Mer nyligen, användes en minimalt invasiv metod att begränsa de traumatiska skador till den centrala kärnan i de ytliga digitala flexor tendon25. Kirurgiska modeller gör inte simulera den trötthet mekanism som kan leda till naturliga senan sjukdom, och tenderar att saknar reproducerbarhet i omfattningen av skada skapade25. Oavsett modell, sjuklighet och kostnaden i samband med höstdagjämningen modeller av senan finns sjukdomar ytterligare begränsningar, som motiverar ett intresse för gnagare modeller som ett första steg i vivo utvärdering av nya behandlingar.

En av de främsta fördelarna med experimentella modeller hos gnagare består av kostnaden och möjligheten att styra interindividuell variabilitet. Gnagare kan vara standardiserat med avseende på olika fysiologiska faktorer på grund av deras snabba tillväxt och kort relativt livslängd, begränsa källor till variation och därför minska antalet djur som krävs för att upptäcka skillnader. Strategier för att framkalla senan sjukdomar hos gnagare har förlitat sig på kemiska induktion, men också på kirurgiska skapandet av partiell senor defekter21. Kirurgiska modeller kan simulera naturlig tendinopathies bättre än kemiska modeller, men kan leda till högre sjuklighet och totalhavererar den skadada senan. I det avseendet verkar råttor bättre kandidater än möss för dessa modeller, eftersom deras storlek tillåter skapandet av större defekter, därigenom underlätta utvärderingen av vävnad healing. Sprague-Dawley-råttor har använts i experimentella studier av tendinopathies i fyra stora senan grupper: rotatorkuffen, flexor, Achilles och patellar senor26. Bland dessa är modeller som innebär att knäskålssenan särskilt tilltalande på grund av den större storleken av denna senan och enkel åtkomst till den27. Knäskålssenan fäster i quadriceps-muskeln vid tibial ischii. Inom denna extensor mekanismen är patella en sesamoid ben som leder handlingen av quadriceps och skisserar proximala omfattningen av knäskålssenan. Förekomsten av beniga ankare på proximala och distala graderna av knäskålssenan underlättar biomekaniska tester. Modeller som involverar knäskålssenan vanligtvis lita på ensidiga kirurgiska defekter, med en kontralateral intakt sena tjänstgör som en kontroll28,29. Den vanligaste knäskålssenan defekt modellen innebär excising den centrala delen (1 mm i bredd) av knäskålssenan från distala spetsen av knäskålen till införandet av den tibial ischii, medan den kontralaterala knäskålssenan lämnas intakt. Åtgärder av utfall har inkluderat histologi, icke-förstörande biomekanisk testning eller biomekaniska tester till misslyckande, ultraljudsundersökningar, ex vivo fluorescens imaging, brutto observation och funktionella tester28,30 ,31. Unilaterala modeller tillåter inte jämförelse av en föreslagen behandling med konservativ behandling av en liknande skada inom samma djur. Likaså kräver jämförelse mellan flera behandlingar separat djur. En bilaterala modell skulle eliminera Inter-individuella variationer och minska antalet djur som krävs för en studie32. Men bilaterala skador kan öka sjuklighet och bilaterala hälta kunde hindra behandling utvärdering. Ett fåtal studier kort rapportera användning av bilaterala knäskålssenan defekter i råttor men fokus på effekterna av behandlingar i stället för perioperativ hantering och sjuklighet av den modell33,34.

Denna studie långsiktiga mål är att utveckla en strategi för att förbättra stemness och i vivo överlevnad av UCM-MSCs avsett att prövningar transplantation. För att uppnå detta mål, har vi nyligen rapporterade förbättrad stemness av UCM-MSCs genom bildandet av spheroids på chitosan film och inkubering under hypoxiska miljö35. Dessa in vitro- egenskaper var associerade med förbättrade biomekaniska egenskaper av knäskålssenan defekter behandlas med luftkonditionerade UCM-MSCs. baserat på dessa resultat, råtta bilaterala knäskålssenan defekt modellen verkar lämplig att testa kandidaten behandlingar för sena skador36. Syftet med studien rapporterade här är att ge detaljerade protokoll för isolering och karakterisering av UCM-MSCs, utarbetandet av ett biologiska leveranssystem för stamceller, skapande och behandling av bilaterala patella senan defekter och postoperativ återhämtning och utvärdering av vävnad healing inom defekterna.

Protocol

Alla metoderna som beskrivs här har godkänts av den institutionella djur vård och användning kommittén (IACUC) av Western University of Health Sciences. 1. isolering och Expansion av MSCs från Equine navelsträngen matris Erhålla moderkakan från en vuxen mare (gravid) efter observerade fölning och aseptiskt isolera navelsträngen från moderkakan. Håll navelsträngen i fosfatbuffrad saltlösning (PBS) med 1% penicillin-streptomycin (P/S) vid 4 ° C under överföringen till…

Representative Results

I den aktuella studien presenteras resultat som genomsnitt ± SD (standardavvikelse). Cellerna var isolerade från navelsträngar av 6 ston, och andelen isolerade cellinjer som uttrycker varje cell surface markör under standard eller chitosan luftkonditionering jämfördes med en Friedman test, som en icke-parametrisk variansanalys med upprepade åtgärder. För senan defekt modellskapande, 8 råttor användes för 7 dagar efter operation bedömning och 12 råttor användes för 28 dagar…

Discussion

Equine celler valdes för detta projekt eftersom vi så småningom tänker testa kandidat metoder i hanteringen av naturliga tendinopathies hos hästar. Sena skador hos hästar är verkligen lockande som naturliga modeller av tendinopathy i mannen på grund av biologiska likheten mellan equine ytliga digitala flexor och hälsenan i människor41. De cell ytmarkörer CD44, CD90, CD105, CD34 och MHC II valdes för immunophenotyping av celler, enligt de kriterier som rekommenderas av den internationel…

Declarações

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

Författarna vill erkänna Dr Su, PhD, för hennes statistisk analys av data. Författarna också tacka Dr McClure, DVM, PhD DACLAM, för hennes råd på anestesi och smärta hanteringsprotokoll används i studien. Projektet stöddes av bidrag från Western University of Health Sciences kontoret av Vice President för forskning (12678v) och USDA avsnitt 1433 medel (2090).

Materials

PBS 10X Hyclone SH30258.01 Consumable
Collagenase type IA Worthington LS004197 Consumable
DMEM low glucose Hyclone SH30021.FS Consumable
Fetal Bovine Serum Hyclone SH30910.03 Consumable
Penicillin/Streptomycin 100X Hyclone SV30010 Consumable
Trypsin 0.25% Hyclone SH30042.01 Consumable
Accutase Innovative Cell Technologies AT104 Consumable
Trypan blue Hyclone SV30084.01 Consumable
Dimethyl Sulfoxide Sigma D2650 Consumable
Chitosan Sigma C3646 Consumable
Sodium Hydroxide Sigma S8045 Consumable
Bovine Serum Albumin Hyclone SH30574.01 Consumable
Round bottom polystyrene tube Corning 149591A Consumable
Mouse anti-horse CD44 (FITC) AbD serotec MCA1082F Consumable
Mouse anti-rat CD90 (FITC) AbD serotec MCA47FT Consumable
Mouse anti-horse MHC-II (FITC) AbD serotec MCA1085F Consumable
Mouse IgG1 (FITC) – Isotype Control AbD serotec MCA928F Consumable
Mouse monoclonal [SN6] to CD105 (FITC) abcam ab11415 Consumable
Mouse IgG1 (FITC) – Isotype Control abcam ab91356 Consumable
Mouse anti-human CD34 (FITC) BD BDB560942 Consumable
Mouse IdG1 kappa (FITC) BD BDB555748 Consumable
7-AAD BD BDB559925 Consumable
BD Accuri C6 Flow Cytometer BD Equipment
Vacutainer 5ml Med Vet International RED5.0 Consumable
Acid-citrate-dextrose Sigma C3821 Consumable
Calcium Chloride Sigma C5670 Consumable
Sevoflurane JD Medical 60307-320-25 Consumable
Rats Charles River Strain code: 400 Experimental animal
Rat surgical kit Harvard apparatus 728942 Equipment
Surgical Blade #15 MEDLINE MDS15115 Consumable
Rat MD's Baytril (2 mg/Tablet),
Rimadyl (2 mg/Tablet)
Bio Serv F06801 Consumable
Polyglactin 910, 5-0 Ethicon J436G Consumable
Eosin alchol shandon Thermo scientific 6766007 Consumable
Harris Hematoxylin Thermo scientific 143907 Consumable

Referências

  1. Rossdale, P. D., Hopes, R., Digby, N. J., offord, K. Epidemiological study of wastage among racehorses 1982 and 1983. Vet Rec. 116 (3), 66-69 (1982).
  2. Black, D. A., Tucci, M., Puckett, A., Lawyer, T., Benghuzzi, H. Strength of a new method of achilles tendon repair in the rat – biomed 2011. Biomed Sci Instrum. 47, 112-117 (2011).
  3. Lake, S. P., Ansorge, H. L., Soslowsky, L. J. Animal models of tendinopathy. Disabil Rehabil. 30 (20-22), 1530-1541 (2008).
  4. Frank, C. B. Ligament structure, physiology and function. J Musculoskelet Neuronal Interact. 4 (2), 199-201 (2004).
  5. Godwin, E. E., Young, N. J., Dudhia, J., Beamish, I. C., Smith, R. K. Implantation of bone marrow-derived mesenchymal stem cells demonstrates improved outcome in horses with overstrain injury of the superficial digital flexor tendon. Equine Vet J. 44 (1), 25-32 (2012).
  6. Smith, R. K., et al. Beneficial effects of autologous bone marrow-derived mesenchymal stem cells in naturally occurring tendinopathy. PLoS One. 8 (9), e75697 (2013).
  7. Fossett, E., Khan, W. S., Longo, U. G., Smitham, P. J. Effect of age and gender on cell proliferation and cell surface characterization of synovial fat pad derived mesenchymal stem cells. J Orthop Res. 30 (7), 1013-1018 (2012).
  8. Zaim, M., Karaman, S., Cetin, G., Isik, S. Donor age and long-term culture affect differentiation and proliferation of human bone marrow mesenchymal stem cells. Ann Hematol. 91 (8), 1175-1186 (2012).
  9. Leychkis, Y., Munzer, S. R., Richardson, J. L. What is stemness?. Stud Hist Philos Biol Biomed Sci. 40 (4), 312-320 (2009).
  10. VandeVord, P. J., et al. Evaluation of the biocompatibility of a chitosan scaffold in mice. J Biomed Mater Res. 59 (3), 585-590 (2002).
  11. Griffon, D. J., Abulencia, J. P., Ragetly, G. R., Fredericks, L. P., Chaieb, S. A comparative study of seeding techniques and three-dimensional matrices for mesenchymal cell attachment. J Tissue Eng Regen Med. 5 (3), 169-179 (2011).
  12. Schwartz, Z., Griffon, D. J., Fredericks, L. P., Lee, H. B., Weng, H. Y. Hyaluronic acid and chondrogenesis of murine bone marrow mesenchymal stem cells in chitosan sponges. Am J Vet Res. 72 (1), 42-50 (2011).
  13. Ragetly, G., Griffon, D. J., Chung, Y. S. The effect of type II collagen coating of chitosan fibrous scaffolds on mesenchymal stem cell adhesion and chondrogenesis. Acta Biomater. 6 (10), 3988-3997 (2010).
  14. Ragetly, G. R., Griffon, D. J., Lee, H. B., Chung, Y. S. Effect of collagen II coating on mesenchymal stem cell adhesion on chitosan and on reacetylated chitosan fibrous scaffolds. J Mater Sci Mater Med. 21 (8), 2479-2490 (2010).
  15. Ragetly, G. R., et al. Effect of chitosan scaffold microstructure on mesenchymal stem cell chondrogenesis. Acta Biomater. 6 (4), 1430-1436 (2010).
  16. Ragetly, G. R., Slavik, G. J., Cunningham, B. T., Schaeffer, D. J., Griffon, D. J. Cartilage tissue engineering on fibrous chitosan scaffolds produced by a replica molding technique. J Biomed Mater Res A. 93 (1), 46-55 (2010).
  17. Slavik, G. J., Ragetly, G., Ganesh, N., Griffon, D. J., Cunningham, B. T. A replica molding technique for producing fibrous chitosan scaffolds for cartilage engineering. Journal of Materials Chemistry. 17 (38), 4095-4101 (2007).
  18. Griffon, D. J., Sedighi, M. R., Schaeffer, D. V., Eurell, J. A., Johnson, A. L. Chitosan scaffolds: interconnective pore size and cartilage engineering. Acta Biomater. 2 (3), 313-320 (2006).
  19. Huang, G. S., Dai, L. G., Yen, B. L., Hsu, S. H. Spheroid formation of mesenchymal stem cells on chitosan and chitosan-hyaluronan membranes. Biomaterials. 32 (29), 6929-6945 (2011).
  20. Cheng, N. C., Wang, S., Young, T. H. The influence of spheroid formation of human adipose-derived stem cells on chitosan films on stemness and differentiation capabilities. Biomaterials. 33 (6), 1748-1758 (2012).
  21. Webster, R. A., Blaber, S. P., Herbert, B. R., Wilkins, M. R., Vesey, G. The role of mesenchymal stem cells in veterinary therapeutics – a review. N Z Vet J. 60 (5), 265-272 (2012).
  22. Khan, M. H., Li, Z., Wang, J. H. Repeated exposure of tendon to prostaglandin-E2 leads to localized tendon degeneration. Clin J Sport Med. 15 (1), 27-33 (2005).
  23. Sullo, A., Maffulli, N., Capasso, G., Testa, V. The effects of prolonged peritendinous administration of PGE1 to the rat Achilles tendon: a possible animal model of chronic Achilles tendinopathy. J Orthop Sci. 6 (4), 349-357 (2001).
  24. van Schie, H. T., et al. Monitoring of the repair process of surgically created lesions in equine superficial digital flexor tendons by use of computerized ultrasonography. Am J Vet Res. 70 (1), 37-48 (2009).
  25. Schramme, M., Kerekes, Z., Hunter, S., Labens, R. Mr imaging features of surgically induced core lesions in the equine superficial digital flexor tendon. Vet Radiol Ultrasound. 51 (3), 280-287 (2010).
  26. Hast, M. W., Zuskov, A., Soslowsky, L. J. The role of animal models in tendon research. Bone Joint Res. 3 (6), 193-202 (2014).
  27. Warden, S. J. Animal models for the study of tendinopathy. Br J Sports Med. 41 (4), 232-240 (2007).
  28. Murrell, G. A., et al. Achilles tendon injuries: a comparison of surgical repair versus no repair in a rat model. Foot Ankle. 14 (7), 400-406 (1993).
  29. Ozer, H., et al. Effect of glucosamine chondroitine sulphate on repaired tenotomized rat Achilles tendons. Eklem Hastalik Cerrahisi. 22 (2), 100-106 (2011).
  30. Chan, B. P., Fu, S. C., Qin, L., Rolf, C., Chan, K. M. Pyridinoline in relation to ultimate stress of the patellar tendon during healing: an animal study. J Orthop Res. 16 (5), 597-603 (1998).
  31. Ni, M., et al. Tendon-derived stem cells (TDSCs) promote tendon repair in a rat patellar tendon window defect model. J Orthop Res. 30 (4), 613-619 (2012).
  32. Orth, P., Zurakowski, D., Alini, M., Cucchiarini, M., Madry, H. Reduction of sample size requirements by bilateral versus unilateral research designs in animal models for cartilage tissue engineering. Tissue Eng Part C Methods. 19 (11), 885-891 (2013).
  33. Kajikawa, Y., et al. Platelet-rich plasma enhances the initial mobilization of circulation-derived cells for tendon healing. J Cell Physiol. 215 (3), 837-845 (2008).
  34. Xu, W., et al. Human iPSC-derived neural crest stem cells promote tendon repair in a rat patellar tendon window defect model. Tissue Eng Part A. 19 (21-22), 2439-2451 (2013).
  35. Taguchi, T., et al. Influence of hypoxia on the stemness of umbilical cord matrix-derived mesenchymal stem cells cultured on chitosan films. J Biomed Mat Res B: Appl Biomat. , (2017).
  36. Griffon, D. J., et al. Effects of Hypoxia and Chitosan on Equine Umbilical Cord-Derived Mesenchymal Stem Cells. Stem Cells Int. , 2987140 (2016).
  37. Roughan, J. V., Flecknell, P. A. Evaluation of a short duration behaviour-based post-operative pain scoring system in rats. Eur J Pain. 7 (5), 397-406 (2003).
  38. Sotocinal, S. G., et al. The Rat Grimace Scale: a partially automated method for quantifying pain in the laboratory rat via facial expressions. Mol Pain. 7, 55 (2011).
  39. Rosenbaum, A. J., et al. Histologic stages of healing correlate with restoration of tensile strength in a model of experimental tendon repair. HSS J. 6 (2), 164-170 (2010).
  40. Vidal, M. A., Walker, N. J., Napoli, E., Borjesson, D. L. Evaluation of senescence in mesenchymal stem cells isolated from equine bone marrow, adipose tissue, and umbilical cord tissue. Stem cells and development. 21 (2), 273-283 (2011).
  41. Patterson-Kane, J., Becker, D., Rich, T. The pathogenesis of tendon microdamage in athletes: the horse as a natural model for basic cellular research. J Compar Pathol. 147 (2), 227-247 (2012).
  42. Dominici, M., et al. Minimal criteria for defining multipotent mesenchymal stromal cells. Cytotherapy. 8 (4), 315-317 (2006).
  43. Bartosh, T. J., et al. Aggregation of human mesenchymal stromal cells (MSCs) into 3D spheroids enhances their antiinflammatory properties. Proc Natl Acad Sci U S A. 107 (31), 13724-13729 (2010).
  44. Zhang, K., Yan, S., Li, G., Cui, L., Yin, J. In-situ birth of MSCs multicellular spheroids in poly(L-glutamic acid)/chitosan scaffold for hyaline-like cartilage regeneration. Biomaterials. 71, 24-34 (2015).
  45. Montanez-Sauri, S. I., Beebe, D. J., Sung, K. E. Microscale screening systems for 3D cellular microenvironments: platforms, advances, and challenges. Cellular and molecular life sciences : CMLS. 72 (2), 237-249 (2015).
  46. Butler, D. L., et al. The use of mesenchymal stem cells in collagen-based scaffolds for tissue-engineered repair of tendons. Nat Protoc. 5 (5), 849-863 (2010).
  47. Brennan, M. P., Sinusas, A. J., Horvath, T. L., Collins, J. G., Harding, M. J. Correlation between body weight changes and postoperative pain in rats treated with meloxicam or buprenorphine. Lab Anim (NY). 38 (3), 87-93 (2009).
  48. Ramon-Cueto, A., Cordero, M. I., Santos-Benito, F. F., Avila, J. Functional recovery of paraplegic rats and motor axon regeneration in their spinal cords by olfactory ensheathing glia. Neuron. 25 (2), 425-435 (2000).
  49. Arculus, S. L. Use of meloxicam as an analgesic in canine orthopaedic surgery. Vet Rec. 155 (24), 784 (2004).
  50. Bervar, M. Video analysis of standing–an alternative footprint analysis to assess functional loss following injury to the rat sciatic nerve. J Neurosci Methods. 102 (2), 109-116 (2000).
  51. Perry, S. M., Getz, C. L., Soslowsky, L. J. Alterations in function after rotator cuff tears in an animal model. J Shoulder Elbow Surg. 18 (2), 296-304 (2009).
  52. Stoll, C., et al. Healing parameters in a rabbit partial tendon defect following tenocyte/biomaterial implantation. Biomaterials. 32 (21), 4806-4815 (2011).
  53. Hankemeier, S., et al. Bone marrow stromal cells in a liquid fibrin matrix improve the healing process of patellar tendon window defects. Tissue Eng Part A. 15 (5), 1019-1030 (2009).
  54. Silver, I. A., et al. A clinical and experimental study of tendon injury, healing and treatment in the horse. Equine Vet J Suppl. (1), 1-43 (1983).
  55. Enwemeka, C. S. Inflammation, cellularity, and fibrillogenesis in regenerating tendon: implications for tendon rehabilitation. Phys Ther. 69 (10), 816-825 (1989).
  56. Goldin, B., Block, W. D., Pearson, J. R. Wound healing of tendon–I. Physical, mechanical and metabolic changes. J Biomech. 13 (3), 241-256 (1980).
  57. Lyras, D. N., et al. The effect of platelet-rich plasma gel in the early phase of patellar tendon healing. Arch Orthop Trauma Surg. 129 (11), 1577-1582 (2009).
  58. Oshiro, W., Lou, J., Xing, X., Tu, Y., Manske, P. R. Flexor tendon healing in the rat: a histologic and gene expression study. J Hand Surg Am. 28 (5), 814-823 (2003).
  59. Visser, L. C., Arnoczky, S. P., Caballero, O., Gardner, K. L. Evaluation of the use of an autologous platelet-rich fibrin membrane to enhance tendon healing in dogs. Am J Vet Res. 72 (5), 699-705 (2011).
check_url/pt/56810?article_type=t

Play Video

Citar este artigo
Wagner, J. R., Taguchi, T., Cho, J. Y., Charavaryamath, C., Griffon, D. J. Evaluation of Stem Cell Therapies in a Bilateral Patellar Tendon Injury Model in Rats. J. Vis. Exp. (133), e56810, doi:10.3791/56810 (2018).

View Video