Summary

Vivo에서 토끼 일반적인 경 동맥 내 피에 유전자 이동

Published: May 06, 2018
doi:

Summary

이 메서드는 transgene 토끼 경 동맥의 내 피에 소개 하는. 소개는 transgene의 transgene 제품 정상적인 동맥 또는 질병 모델에서의 생물학적 역할의 평가 허용 한다. 방법은은 DNA 규제 시퀀스의 활동을 측정 하기 위한도 유용 합니다.

Abstract

이 방법의 목표는 고립 된 세그먼트 두 토끼 일반적인 경 동맥의 내 피에는 transgene를 소개 하는 것입니다. 방법 초점 내 피 선택 transgenesis, 내 피 표현 transgenes의 생물학적 역할을 결정 하 고 큰 동맥에서 DNA 시퀀스의 vivo에서 transcriptional 활동 척도를 조사 함으로써 달성 내 피 세포입니다. 메서드를 사용 하면 토끼 일반적인 경 동맥과 한 arteriotomy의 외과 격리를 사용 하 여 동맥 루멘으로 transgene 표현 바이러스 성 벡터를 제공. 루멘 내용의 후속 포부와 함께 루멘에 벡터의 짧은 잠복기 감지 변환 또는 외부의 식 피에 transgene의 효율적이 고 내구성이 식 달성 하기 충분 하다는 격리 된 동맥 세그먼트입니다. 메서드를 수 있습니다 transgene 제품의 생물 학적 활동의 평가 정상적인 동맥와 인간의 혈관 질환의 모델에 다른 사이트 (유전자 납품을 대상으로 하 여 발생할 수 있는 조직의 효과 피하는 동안. 간) 또는 세균 선 transgenesis에 의해 유전 구조는 피를 전달 하는 대체 접근 방식에 의해. 방법의 응용 프로그램은 숙련 된 외과 의사와 빡빡한, 시설을 잘 갖춘된 수술 실, 구매 하 고 주택 토끼의 비용에 대 한 필요 성과 전문성 유전자 전달 벡터 건설 및 사용에 대 한 필요에 의해 제한 됩니다. 이 방법으로 얻은 결과 포함: transgene 관련 변경 동맥 구조, cellularity, 기질, 또는 조절과 기능; 증가 또는 감소 동맥 염증; 혈관 세포 apoptosis; 변경 그리고 진행, 지체, 또는 내 증식 또는 동맥 경화와 같은 질병의 회귀. 메서드를 또한 수 있습니다 transgene 식 내 피 세포에 제공 하는 포함 하는 결과 변경 하는 네이티브 및 합성 DNA 규제 시퀀스의 능력의 측정: transgene의 레벨 mRNA, transgene 단백질의 수준과 transgene의 수준 효소 활동입니다.

Introduction

이 방법의 목표는 토끼 일반적인 경 동맥의 내 피에는 transgene를 소개 하는 것입니다. 소개는 transgene의 정상적인 동맥와 인간의 동맥 질병의 토끼 모델에서 transgene 제품의 생물 학적 역할의 평가 허용 한다. 질병 모델에서 transgene의 overexpression는 transgene (및 그것의 단백질 제품) 치료제1,,,234로 약속을 표시 하는지 여부를 알아낼 수 있습니다. Cis-행동 규제 요소 transgene 식 카세트 포함5,6 vivo에서동맥 내 피에에서 이러한 요소의 활동의 평가 수 있습니다. 요소의 특정 cis 연기는 규제 활동의 지식은 더 액티브 식 카세트를 디자인 하 고 큰 동맥 내 피 vivo에서7에서 유전자 규칙의 메커니즘을 사용할 수 있습니다.

토끼는 인간의 혈관 생리학 및 질병의 다양 한 측면에 대 한 귀중 한 모델입니다. 토끼는 인간과 많은 혈관 기능을 공유. 예를 들어 초기 계획 혈액 값, hemostatic, 규정과 혈관 경도 긴장 토끼와 인간8사이 비슷합니다. 혈관 질환의 토끼 모델 복제 등 많은 인간 질병의 주요 특징: 동맥 류 (비슷한 형상 및 흐름 특성)9, vasospasm (혈관 내 수술 치료에 유사한 반응)10,11, 그리고 아 테 롬 (내 플 라크 섬유 모자에 풍부한 지질, 대 식 세포, 평활 근 세포에서 코어를 포함 한 비슷한 기능)12,13. 따라서, 토끼 모델 혈전 증, vasospasm, 동맥 류, 당뇨병, 혈관 이식 편 협 착 증, 동맥 경화8,,1314, 등 많은 혈관 질환에 대 한 개발 되었습니다 15,16.

연구자의 혈관 생리학과 질병 동물 모델 중 선택, 토끼는 몇 가지 장점이 있습니다. 설치류에 비해, 토끼의 큰 혈관 쉽게 수술 조작, 혈관 내 수술 장치의 사용 및 정량적 측정에 대 한 조직의 더 큰 금액을 허용 합니다. 토끼는 훨씬 가까이 phylogenetically 영장류 보다 설치류17, 그리고 outbred 토끼의 큰 유전적 다양성 더 나은 인간의 유전 가변성의 근사치를 구합니다. 유전적 다양성은 전 임상 연구에 대 한 특히 중요 하다는-그들의 자연 목표 유전자 다양 한 인간의 인구에 적용할 수 있는 치료법을 개발 하 여. 많은 경우 모든 다른 모델 종족과 토끼 유전자는 쉽게 복제 또는 토끼 게놈 높은 범위와 시퀀싱 되어 있기 때문에 합성 (7.48 x) [http://rohsdb.cmb.usc.edu/GBshape/cgi-bin/hgGateway?db=oryCun2]. 다른 큰 동물 모델 (개, 돼지, 양 등)에 비해, 토끼는 상대적으로 저렴 하 게 구입할 고 집 그리고 그들은 쉽게 번 식 하 고 처리할 수 있습니다. 토끼 각 특정 혈관 질환 모델이 원고8,,1218의 범위는 인간 질병의 모델로 자신의 장점과 단점을가지고 있습니다. 이러한 장점과 단점 토끼 특정 실험적인 질문에 응답 하기 위한 최고의 모델 인지 확인 하는 조사 검토 해야 합니다.

소개 deoxyribonucleic 산 (DNA) 규제 시퀀스 vivo에서 내 피 세포의 복잡 한 생리 환경에서 이러한 시퀀스의 활동의 조사 수 있습니다. 생체 외에서 연구 transfected 내 피 세포에서 DNA 규제 시퀀스;의 초기 평가 대 한 유용할 수 있습니다. 그러나, 연구는5,,1920반복 vivo에서때 조직 문화 모델에서 식 수준 하지 재현 가끔은. 생체 외에서 시스템 교양된 혈관 세포; 사이 단백질 신호 및 내 피 생리학 뿐 아니라 통신의 기본 경로 탐색 하는 데 유용 수도 있습니다. 그러나, 더 복잡 한 경로 또는 인접 혈관 세포 또는 면역 체계의 복잡 한 인구에 의해 영향을 규제 네트워크는 최고의 공부 했다 vivo에서 시스템6,20에서. 여기 설명 하는 방법을 그대로 선박, 또는 질병 없이 컨텍스트 내에서 endothelium에 transgene 식의 규정을 탐험을 위한 플랫폼을 제공 합니다. Vivo에서 시스템은 또한 생리 및 병 적인 세포 누화의 조사 및 면역계 유전자 식6의 규정에의 기여의 식별을 허용합니다.

(마우스)에 특히 세균 선 transgenesis 감독 transgene 식 내 피 세포에 대 한 대체입니다. 이 이렇게 평생 transgene 식 내 피 특정 발기인 또는 규제 지역21,22에 의해 중재 대상으로 제공할 수 있습니다. 그러나, 유전자 변형 마우스의 세대는 어렵고 비싼, 여러 유전자 변형 라인 원하는 세포 유형과 성과의 적절 한 transgene 식 수준, 그리고 실험을 transgene의 되도록 자주 테스트 해야 합니다. murine 시스템에서 결과 스트레인-종속 될 수 있습니다. 내 피-타겟 transgenes murine 유전자 변형 모델에는 많은 이점이 있다: 필요가 없습니다 모든 실험 동물에 transgenesis를 달성 하기 위해 수술을 수행 하는, 실험 쥐에서 수많은 다른 사용 가능한 유전자 변형 마우스 사육 될 수 있다 유전 그리고 phenotypic 상호 작용을 테스트 하 고 고기의 특성화 촉진 murine 단백질으로 반작용 하는 항 체의 다양 한 선택이 있다. 그러나, 일반적으로 세균 선 endothelium에 transgenes의 대상으로 맥 관 구조,22 는 transgene 제품 역할을 하는 사이트를 확인 하 고 어려운 걸쳐 transgene 식에서 발생 합니다. 이것은 특히 사실 때 transgene 제품 분 비 transgene 제품은 맥 관 구조에 걸쳐 내 피 세포에 의해 분 비 동물 내에서 사이트의 모든 번호에 생물 학적 활동을 할 수 있기 때문에. 이 원고에서 설명 하는 방법이 필요한 전문 기술 및 특수 시설, 비록 적은 시간이 소요 하 고 내 피 관련 유전자 변형 마우스 선 개발 보다 저렴 수 있습니다. 그것은 큰 동맥의 세그먼트의 내 피 세포에 선택적으로 단백질의 기능 평가 대 한 허용 하 고 (제거 실험 사이에서 다를 수 있는 체계 요소 쌍 컨트롤로 contralateral 일반적인 경 동맥의 사용 허가 동물-예를 들어 혈압 이나 콜레스테롤 수치-통제 변수로).

유전자 치료는 혈관 질환의 치료를 위한 유망한 접근 특히 만성 질환, 하나의 응용 프로그램 치료 유전자23의 지속적인 또는 아마도 평생 식을 제공할 수 있기 때문에. 유전자 치료의 치료 약속 체세포 유전자 이동, 종종 간24,25, 많은 혈액을 매개로 바이러스 성 벡터는 hepatotropic 때문에 상대적으로 쉬운 목표는 대상의 동물 모델에서 탐험 되었습니다. 그러나, 혈관 질환에 효과를, 유전자 치료 대상으로 하는 간 단백질의 조직 overexpression를 달성 해야 한다. 이 일반적으로 독성 또는 심지어 치명적인26수 있는 벡터의 큰 복용량을 요구 한다. 또한, 조직 수준의 단백질 인상 복잡 하 게 되거나 심지어 모호한 실험 결과의 해석 수 있는 대상에서 부작용의 위험을 증가. 이 원고에 설명 된 대로 혈관 피를 대상으로 지역 유전자 치료 생긴된 벡터 transduced 동맥 세그먼트를 넘어 널리 전파 하지 및 로컬 혈관 효과 없이 달성 될 수 있다 때문에 전신 부작용을 피할 수 있는 조직의 플라즈마 수준의 단백질의 변화입니다. 27 또한, 벡터의 훨씬 낮은 금액은 강력한 간 변환을 달성 하는 데 필요한 보다는 동맥 세그먼트 transduce 데 필요 하다. 간에서 Transgene 식 세포 회전율, 높은 수준의 transgene 식 유지 되어야 하는 경우 반복 주입 요구 때문에 아마 시간이 지남에 감소 보고 되었습니다. 28 반대로, endothelium의 낮은 이직 률 안정적인 식을 차 우 먹인 토끼에서 적어도 48 주 동안 고 콜레스테롤 먹인 토끼의 동맥 경 화성 병 변에서 24 주 이상에 대 한 제공합니다. 1 , 27

토끼 일반적인 경 동맥 내 피에 유전자 이동 방법은 적절 한 경우 확인 하려면 장단점 (표 1) 구체적인 연구 목표의 맥락에서 고려 되어야 한다. 이 방법의 이점은 포함 한다: outbred 토끼는 타고 난된 쥐 (전 임상 작업에 대 한 중요 한); 보다 인간의 유전적 다양성의 더 나은 대표 쉽게 조작에 대 한 더 큰 배와 분석; 대 한 더 많은 조직을 제공 하는 토끼 메서드는 endothelium 타겟 transgene 식 세균 선 유전자 변형 쥐; 대상으로 내 피는 것 보다 훨씬 더 신속 하 게 얻을 수 있습니다. 벡터 복용량 transgene 식;의 모델 변수 수준으로 쉽게 조정 될 수 있다 큰 동맥 내 피에 특정 프로세스를 조사 수 있다; 고 현지 혈관 transgenesis 제어, 통제 변수로 체계적 요인 제거로 사용 될 동일한 동물에 반대 경 있습니다. 단점: 특별 한 시설 전문 됩니다; 실험 하는 몇몇 유전자 변형된 배경 쥐; 보다 토끼에서 사용할 수 있습니다. 그리고 토끼 마우스 단백질 (transgene 단백질 및 실험 결과 해석에 중요 한 될 수 있는 다른 항 원 immunodetection)에 대 한 대에 항 체의 덜 광범위 한 선택이 있다.

Protocol

여기에 설명 된 모든 방법을 워싱턴 사무실의 동물 복지 관련 기관 동물 관리 및 사용 위원회 (IACUC)의 대학에 의해 승인 했다 그리고 모든 준수에 따라 완료 했다 관련 규정 및 제도 지침입니다. 참고: 유전자 이동 토끼 일반적인 경 동맥을 토끼에는 마 취 또는 도우미의 도움으로 외과 의사에 의해 수행 됩니다. 1. 유전자 이동 토끼 일반적인 경 동맥에: 사전 작업 토끼 anesthetize 토…

Representative Results

자신감으로이 메서드를 구현 하려면 예비 실험 연산자 luminal 내 피 세포에서 주로 transgene 식으로 효율적이 고 재현 가능한 유전자 이동 달성을 설정 하는 데 필요한 있습니다. 우리의 경험에서는, 이것은 가장 쉽게 β-galactosidase 표현 하는 벡터를 사용 하 여 평가. 양이 많은 반전 녹음 방송 중 합 효소 사슬과 β-galactosidase mRNA (메신저 RNA)의 측정으로 벡터 주입 후 3 일을 제?…

Discussion

수술 방법의 장점을 특히 주의. 전체 노출 및 유전자 arteriotomy 및 수리를 용이 하 게 주의 해 부 지를 통해 일반적인 경 동맥의 동원. 그러나, 해 부, 중 경 동맥의 직접 조작은 vasospasm을 방지 하기 위해 최소화 한다. 또한 출혈이 동맥에 인접 한 거 즈와 가벼운 압력을 적용 하 여 중지 해야 하 고 extravasated 혈액 정리 해야 즉시 일반적인 염 분으로 영역을 rinsing 하 여. 그것은 또한 일반적인 경 동맥에…

Declarações

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

우리 AdVec, Inc. HDAd 시 약, 관리 지원에 대 한 줄리아 Feyk 수술 조언을 비교 의학과 수의 서비스를 사용 하는 허가 감사 하 고 지원 합니다. 이 작품은 HL114541와 존 L. 로크, 주니어 자선 신탁에 의해 지원 되었다.

Materials

Disposables
3mL syringe with 24G needle Becton Dickinson 309571 2x for gene transfer surgery; 3x for harvest surgery
1mL syringe with 27G needle Becton Dickinson 309623 6x for gene transfer surgery; 1x for harvest surgery
20mL syringe, luer lock Nipro Medical Corp JD+20L
Catheters, 24G x 3/4" Terumo Medical Products SROX2419V
19G needle Becton Dickinson 305187 Gene transfer surgery only
21G needle Becton Dickinson 305165 For 20 mL syringe of saline
Gauze 4" x 4" Dynarex 3242 ~10-15 per surgery
3-0 silk suture Covidien Ltd. S-244
5-0 silk suture Covidien Ltd. S-182 Gene transfer surgery only
7-0 polypropylene suture CP Medical 8648P Gene transfer surgery only
5-0 polyglycolic acid suture CP Medical 421A Gene transfer surgery only
3-0 polyglycolic acid suture CP Medical 398A Gene transfer surgery only
Alcohol swabs Covidien Ltd. 6818 For placement of I.V. line
Catheter plug Vetoquinol 411498 Gene transfer surgery only
Ketamine HCl, 100 mg/mL Vedco Inc. 05098916106
Xylazine, 100 mg/mL Akorn Inc. 4821
Lidocaine HCl, 2% Pfizer 00409427702
Bupivacaine HCl, 0.5% Pfizer 00409161050
Beuthanasia D-Special Intervet Inc. NDC 00061047305 Harvest surgery only
Buprenorphine HCl, 0.3 mg/mL  Patterson Veterinary 12496075705 Gene transfer surgery only
Saline IV bag, 0.9% sodium chloride Baxter 2B1309 2x for gene transfer surgery; can use vial of sterile saline in place of one
Heparin  (5000 U/mL) APP Pharmaceuticals NDC 63323-047-10 Gene transfer surgery only
Fentanyl patch, 25 mcg/hr  Apotex Corp. NDC 60505-7006-2 Gene transfer surgery only
Isoflurane Multiple vendors Catalog number not available
Gene transfer vector Dilute 350 µL per artery; 2 x 1011 vp/mL for adenovirus; gene transfer surgery only
Surgical Instruments
Metzenbaum needle holder 7" straight Roboz RS-7900 Gene transfer surgery only
Operating scissors 6.5" straight blunt/blunt Roboz RS-6828
Needle holder /w suture scissors Miltex 8-14-IMC Gene transfer surgery only
Castroviejo scissors Roboz RS-5658
Castroviejo needle holder, 5.75" straight with lock Roboz RS-6412 Gene transfer surgery only
Stevens scissors 4.25" curved blunt/blunt Roboz RS-5943
Alm retractor 4" 4X4 5mm blunt prongs Roboz RS-6514 2x
Backhaus towel clamp 3.5" Roboz 4x
Micro clip setting forceps 4.75" Roboz RS-6496 Gene transfer surgery only
Micro vascular clips, 11 mm Roboz 2x for gene transfer surgery only
Surg-I-Loop Scanlan International 1001-81M 5 cm length
Bonaccolto forceps, 4” (10 cm) long longitudinal serrations, cross serrated tip, 1.2mm tip width Roboz RS-5210
Dumont #3 forceps Inox tip size .17 X .10mm Roboz RS-5042
Graefe forceps, 4” (10 cm) long serrated straight, 0.8mm tip Roboz RS-5280
Halstead mosquito forceps,  5" straight, 1.3mm tips Roboz RS-7110 2x
Halstead mosquito forceps,  5" curved, 1.3mm tips Roboz RS-7111
Jacobson mosquito forceps 5" curved extra delicate, 0.9 mm tips Roboz RS-7117
Kantrowitz forceps, 7.25" 90 degree delicate, 1.7 mm tips Roboz RS-7305
Tissue forceps 5", 1X2 teeth, 2 mm tip width Roboz RS-8162
Allis-Baby forceps, 12 cm, 4×5 teeth, 3 mm tip width Fine Science Tools 11092-12 2x
Adson forceps, 12 cm, serrated, straight Fine Science Tools 11006-12
Veterinary electrosurgery handpiece and electrode MACAN Manufacturing HPAC-1; R-F11
Surgical Suite Equipment
Circulating warm water blanket and pump Multiple vendors Catalog number not available
Forced air warming unit 3M Bair Hugger Model 505 Gene transfer surgery only
IV infusion pump Heska Vet IV 2.2 Gene transfer surgery only
Isoflurane vaporizer and scavenger Multiple vendors Catalog number not available
Veterinary multi-parameter monitor Surgivet Surgivet Advisor
Veterinary electrosurgery unit MACAN Manufacturing MV-9
Surgical microscope D.F. Vasconcellos M900 Needs ~16x magnification

Referências

  1. Flynn, R., et al. Expression of apolipoprotein A-I in rabbit carotid endothelium protects against atherosclerosis. Mol Ther. 19, 1833-1841 (2011).
  2. Falkenberg, M., et al. Increased expression of urokinase during atherosclerotic lesion development causes arterial constriction and lumen loss, and accelerates lesion growth. Proc Natl Acad Sci U S A. 99, 10665-10670 (2002).
  3. Schneider, D. B., et al. Expression of Fas ligand in arteries of hypercholesterolemic rabbits accelerates atherosclerotic lesion formation. Arterioscler Thromb Vasc Biol. 20, 298-308 (2000).
  4. Du, L., Dronadula, N., Tanaka, S., Dichek, D. A. Helper-dependent adenoviral vector achieves prolonged, stable expression of interleukin-10 in rabbit carotid arteries but does not limit early atherogenesis. Hum Gene Ther. 22, 959-968 (2011).
  5. Dronadula, N., et al. Construction of a novel expression cassette for increasing transgene expression in vivo in endothelial cells of large blood vessels. Gene Ther. 18, 501-508 (2011).
  6. Dronadula, N., Wacker, B. K., Van Der Kwast, R., Zhang, J., Dichek, D. A. Stable In Vivo Transgene Expression in Endothelial Cells with Helper-Dependent Adenovirus: Roles of Promoter and Interleukin-10. Hum Gene Ther. 28, 255-270 (2017).
  7. Dong, G., Schulick, A. H., DeYoung, M. B., Dichek, D. A. Identification of a cis-acting sequence in the human plasminogen activator inhibitor type-1 gene that mediates transforming growth factor-b1 responsiveness in endothelium in vivo. J Biol Chem. 271, 29969-29977 (1996).
  8. Byrom, M. J., Bannon, P. G., White, G. H., Ng, M. K. Animal models for the assessment of novel vascular conduits. J Vasc Surg. 52, 176-195 (2010).
  9. Zeng, Z., et al. Hemodynamics and anatomy of elastase-induced rabbit aneurysm models: similarity to human cerebral aneurysms. AJNR Am J Neuroradiol. 32, 595-601 (2011).
  10. Macdonald, R. L., Wallace, M. C., Montanera, W. J., Glen, J. A. Pathological effects of angioplasty on vasospastic carotid arteries in a rabbit model. J Neurosurg. 83, 111-117 (1995).
  11. Nakai, K., Numaguchi, Y., Moritani, T. Vasospasm model of a rabbit common carotid artery for endovascular research. Acad Radiol. 9, 270-275 (2002).
  12. Zaragoza, C., et al. Animal models of cardiovascular diseases. J Biomed Biotechnol. 2011, 497841 (2011).
  13. Baumgartner, C., Brandl, J., Munch, G., Ungerer, M. Rabbit models to study atherosclerosis and its complications – Transgenic vascular protein expression in vivo. Prog Biophys Mol Biol. 121 (2), 131-141 (2016).
  14. Wang, K., et al. Three-Layered PCL Grafts Promoted Vascular Regeneration in a Rabbit Carotid Artery Model. Macromol Biosci. 16 (4), 608-618 (2016).
  15. Schachner, T., Laufer, G., Bonatti, J. In vivo (animal) models of vein graft disease. Eur J Cardiothorac Surg. 30, 451-463 (2006).
  16. Dornas, W. C., Oliveira, T. T., Augusto, L. E., Nagem, T. J. Experimental atherosclerosis in rabbits. Arq Bras Cardiol. 95 (2), 272-278 (2010).
  17. Graur, D., Duret, L., Gouy, M. Phylogenetic position of the order Lagomorpha (rabbits, hares and allies). Nature. 379 (6563), 333-335 (1996).
  18. Yanni, A. E. The laboratory rabbit: an animal model of atherosclerosis research. Lab Anim. 38, 246-256 (2004).
  19. Miao, C. H., et al. Inclusion of the hepatic locus control region, an intron, and untranslated region increases and stabilizes hepatic factor IX gene expression in vivo but not in vitro. Mol. Ther. 1, 522-532 (2000).
  20. Wen, S., Graf, S., Massey, P. G., Dichek, D. A. Improved vascular gene transfer with a helper-dependent adenoviral vector. Circulation. 110, 1484-1491 (2004).
  21. Schlaeger, T. M., et al. Uniform vascular-endothelial-cell-specific gene expression in both embryonic and adult transgenic mice. Proc Natl Acad Sci U S A. 94 (7), 3058-3063 (1997).
  22. Cowan, P. J., et al. Targeting gene expression to endothelial cells in transgenic mice using the human intercellular adhesion molecule 2 promoter. Transplantation. 62 (2), 155-160 (1996).
  23. Sehara, Y., et al. Persistent Expression of Dopamine-Synthesizing Enzymes 15 Years After Gene Transfer in a Primate Model of Parkinson’s Disease. Hum Gene Ther Clin Dev. 28, 74-79 (2017).
  24. Tangirala, R. K., et al. Regression of atherosclerosis induced by liver-directed gene transfer of apolipoprotein A-I in mice. Circulation. 100, 1816-1822 (1999).
  25. Benoit, P., et al. Somatic gene transfer of human ApoA-I inhibits atherosclerosis progression in mouse models. Circulation. 99, 105-110 (1999).
  26. Raper, S. E., et al. Fatal systemic inflammatory response syndrome in a ornithine transcarbamylase deficient patient following adenoviral gene transfer. Mol Genet Metab. 80, 148-158 (2003).
  27. Wacker, B. K., Dronadula, N., Zhang, J., Dichek, D. A. Local Vascular Gene Therapy With Apolipoprotein A-I to Promote Regression of Atherosclerosis. Arterioscler Thromb Vasc Biol. 37, 316-327 (2017).
  28. Brunetti-Pierri, N., et al. Transgene expression up to 7 years in nonhuman primates following hepatic transduction with helper-dependent adenoviral vectors. Hum Gene Ther. 24, 761-765 (2013).
  29. Rome, J. J., et al. Anatomic barriers influence the distribution of in vivo. gene transfer into the arterial wall. Modeling with microscopic tracer particles and verification with a recombinant adenoviral vector. Arterioscler Thromb. 14, 148-161 (1994).
  30. Cunningham, K. S., Gotlieb, A. I. The role of shear stress in the pathogenesis of atherosclerosis. Lab Invest. 85, 9-23 (2005).
  31. Brodbelt, D. Perioperative mortality in small animal anaesthesia. Vet J. 182, 152-161 (2009).
  32. Schulick, A. H., Dong, G., Newman, K. D., Virmani, R., Dichek, D. A. Endothelium-specific in vivo gene transfer. Circ Res. 77, 475-485 (1995).
  33. Vassalli, G., Agah, R., Qiao, R., Aguilar, C., Dichek, D. A. A mouse model of arterial gene transfer. Antigen-specific immunity is a minor determinant of the early loss of adenovirus-mediated transgene expression. Circ Res. 85, 25-32 (1999).
  34. Schneider, D. B., Fly, C. A., Dichek, D. A., Geary, R. L. Adenoviral gene transfer in arteries of hypercholesterolemic nonhuman primates. Hum Gene Ther. 9, 815-821 (1998).
  35. Newman, K. D., et al. Adenovirus-mediated gene transfer into normal rabbit arteries results in prolonged vascular cell activation, inflammation, and neointimal hyperplasia. J Clin Invest. 96, 2955-2965 (1995).
  36. Jiang, B., et al. Helper-dependent adenovirus is superior to first-generation adenovirus for expressing transgenes in atherosclerosis-prone arteries. Arterioscler Thromb Vasc Biol. 31, 1317-1325 (2011).
  37. Gruchala, M., et al. Gene transfer into rabbit arteries with adeno-associated virus and adenovirus vectors. J Gene Med. 6, 545-554 (2004).
  38. Lee, Y. T., et al. Mouse models of atherosclerosis: a historical perspective and recent advances. Lipids Health Dis. 16, 12 (2017).
  39. Manning, M. W., Cassi, L. A., Huang, J., Szilvassy, S. J., Daugherty, A. Abdominal aortic aneurysms: fresh insights from a novel animal model of the disease. Vasc Med. 7, 45-54 (2002).
  40. Lai, C. H., et al. Recombinant adeno-associated virus vector carrying the thrombomodulin lectin-like domain for the treatment of abdominal aortic aneurysm. Atherosclerosis. 262, 62-70 (2017).
  41. Tan, P. H., et al. Antibody targeted gene transfer to endothelium. J Gene Med. 5, 311-323 (2003).
  42. Nicklin, S. A., White, S. J., Nicol, C. G., Von Seggern, D. J., Baker, A. H. In vitro and in vivo characterisation of endothelial cell selective adenoviral vectors. J Gene Med. 6, 300-308 (2004).
  43. White, K., et al. Engineering adeno-associated virus 2 vectors for targeted gene delivery to atherosclerotic lesions. Gene Ther. 15, 443-451 (2008).
  44. Kaliberov, S. A., et al. Retargeting of gene expression using endothelium specific hexon modified adenoviral vector. Virology. 447, 312-325 (2013).
  45. Schulick, A. H., et al. Established immunity precludes adenovirus-mediated gene transfer in rat carotid arteries. Potential for immunosuppression and vector engineering to overcome barriers of immunity. J Clin Invest. 99, 209-219 (1997).
  46. Hollingdale, M. R., Sedegah, M., Limbach, K. Development of replication-deficient adenovirus malaria vaccines. Expert Rev Vaccines. 16, 261-271 (2017).
check_url/pt/56982?article_type=t

Play Video

Citar este artigo
Wacker, B. K., Bi, L., Dichek, D. A. In Vivo Gene Transfer to the Rabbit Common Carotid Artery Endothelium. J. Vis. Exp. (135), e56982, doi:10.3791/56982 (2018).

View Video